Name: A medição da taxa metabólica em Drosophila Usando respirometria (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-06-24T15:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 31 s
Description: Aprenda a medir taxas metabólicas em Drosophila melanogaster usando respirometria para comparar produção de CO2 entre grupos experimentais. Este método permite identificar genes que regulam o metabolismo.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Gostaríamos de agradecer a Sociedade Max-Planck para financiar nossa pesquisa.

1. Preparação de respirômetros <ol><li> Corte a ponteira 1000 mL com uma lâmina de barbear para permitir a inserção da micropipeta capilar 50 ul, para tentar obter a ponteira o mais reto possível. </li><li> Coloque um pedaço de espuma para a pipeta e empurrá-lo para baixo na ponta da pipeta. </li><li> Adicionar uma pequena quantidade de CO 2 absorvente e conter por um segundo pedaço de espuma. </li><li> Aplicar cola no local onde a micropipeta é inserida a ponta da pipeta. </li><li> Deixar o respirómetro durante a noite para permitir que a cola seque. Um diagrama esquemático de um respirómetro é mostrado na Figura 1A. </li></ol> 2. Preparação da câmara de medição <ol><li> Preparar a solução de câmara através da mistura de água com eosina numa proporção que vai resultar numa coloração visível. </li><li> Verter a solução eosina / água para dentro da câmara. </li><li> Rotular um dos lados da câmara com uma escala de centímetros. </li></ol><ol><li> Identifique os respirômetros individuais com um marcador. </li><li> Anestesiar moscas usando um método alternativo ao CO 2 e colocar 3-5 moscas do genótipo desejado dentro de cada respirômetro. </li><li> Vedar as respirômetros firmemente no topo usando plasticina massa de vidraceiro. </li><li> Permitir que as moscas se recuperar da anestesia para cerca de 15 min. </li><li> Preparar um respirómetro sem moscas, que vai ser utilizado como o controlo atmosférico. </li></ol> 4. Realização do experimento <ol><li> Pendure as respirômetros na câmara, anexando um porta-tubos de 1,5 ml Eppendorf que está aberto na parte superior e na parte inferior, na parte superior da câmara. </li><li> Insira respirômetros com a ponta micropipeta para dentro da câmara permitindo a ponta para submergir na solução colorida. </li><li> Adicionar vaselina entre a tampa da tampa e da câmara para fornecer isolamento mais forte de temperatura e pressão flucttuações. </li><li> Fechar a tampa e permite que o sistema atinja o equilíbrio durante 15 minutos. </li><li> Tire uma foto da câmara certificando-se que o nível de líquido dentro de cada micropipeta é visível e por isso é a escala (veja o exemplo mostrado na Figura 1B). </li><li> Depois de 1-2 horas, tirar outra foto. </li><li> Quando experimento estiver concluído, remova as moscas de respirômetros e pesar se desejado ou transferi-los de volta para o frasco, se necessário ainda mais. </li></ol> 5. Análise dos Resultados <ol><li> Abrir adquiriu imagens usando software ImageJ 11. </li><li> Usando a escala em cada imagem, definir a escala de pixels no software. </li><li> Meça a distância (Δd) que o líquido viajaram de um ponto de referência determinado em imagens tiradas no início (d1) e no final do experimento (d2). Um exemplo esquemático é mostrado na Figura 1C. </li><li> Calcular a quantidade de CO 2 produzido (il / hr / mosca) com a fórmula: </li></ol><img alt="Figura 1" fo:content-width="2in" src="/files/ftp_upload/51681/51681eq1.jpg" /> R = raio do tubo em centímetros de micropipeta Δd = distância do líquido subiu na micropipeta de amostras medidas em centímetros Ac = distância do líquido subiu na micropipeta da amostra de controlo negativo (sem moscas) n = número de moscas utilizadas h = horas

<ol><li>Van Voorhies, W. A., Khazaeli, A. A., Curtsinger, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Testing+the+%26%2334%3Brate+of+living%26%2334%3B+model%3A+further+evidence+that+longevity+and+metabolic+rate+are+not+inversely+correlated+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol%22%5BJournal%5D)">Testing the &#34;rate of living&#34; model: further evidence that longevity and metabolic rate are not inversely correlated in Drosophila melanogaster.</a> J Appl Physiol. 97, 1915-1922 (2004).</li>
<li>Ross, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age-specific+decrease+in+aerobic+efficiency+associated+with+increase+in+oxygen+free+radical+production+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Insect+Physiology%22%5BJournal%5D)">Age-specific decrease in aerobic efficiency associated with increase in oxygen free radical production in Drosophila melanogaster.</a> Journal of Insect Physiology. 46, 1477-1480 (2000).</li>
<li>van Voorhies, W. A., Khazaeli, A. A., Curtsinger, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selected+contribution%3A+long-lived+Drosophila+melanogaster.+lines+exhibit+normal+metabolic+rates%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol%22%5BJournal%5D)">Selected contribution: long-lived Drosophila melanogaster. lines exhibit normal metabolic rates.</a> J Appl Physiol. 95, 2605-2613 (2003).</li>
<li>Hulbert, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metabolic+rate+is+not+reduced+by+dietary-restriction+or+by+lowered+insulin%2FIGF-1+signalling+and+is+not+correlated+with+individual+lifespan+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Gerontology%22%5BJournal%5D)">Metabolic rate is not reduced by dietary-restriction or by lowered insulin/IGF-1 signalling and is not correlated with individual lifespan in Drosophila melanogaster.</a> Experimental Gerontology. 39, 1137-1143 (2004).</li>
<li>Ueno, T., Tomita, J., Kume, S., Kume, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dopamine+modulates+metabolic+rate+and+temperature+sensitivity+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Dopamine modulates metabolic rate and temperature sensitivity in Drosophila melanogaster.</a> PLoS ONE. 7, (2012).</li>
<li>Takeuchi, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+temperature+preferences+and+energy+homeostasis+in+dystroglycan+mutants%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Changes in temperature preferences and energy homeostasis in dystroglycan mutants.</a> Science. 323, 1740-1743 (2009).</li>
<li>Kucherenko, M. M., Marrone, A. K., Rishko, V. M., Magliarelli Hde, F., Shcherbata, H. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stress+and+muscular+dystrophy%3A+a+genetic+screen+for+dystroglycan+and+dystrophin+interactors+in+Drosophila.+identifies+cellular+stress+response+components%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Stress and muscular dystrophy: a genetic screen for dystroglycan and dystrophin interactors in Drosophila. identifies cellular stress response components.</a> Developmental Biology. 352, 228-242 (2011).</li>
<li>Marrone, A. K., Kucherenko, M. M., Wiek, R., Gopfert, M. C., Shcherbata, H. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hyperthermic+seizures+and+aberrant+cellular+homeostasis+in+Drosophila+dystrophic.+muscles%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Hyperthermic seizures and aberrant cellular homeostasis in Drosophila dystrophic. muscles.</a> Scientific Reports. 1, 47 (2011).</li>
<li>Khazaeli, A. A., Van Voorhies, W., Curtsinger, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Longevity+and+metabolism+in+Drosophila+melanogaster%3A+genetic+correlations+between+life+span+and+age-specific+metabolic+rate+in+populations+artificially+selected+for+long+life%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">Longevity and metabolism in Drosophila melanogaster: genetic correlations between life span and age-specific metabolic rate in populations artificially selected for long life.</a> Genetics. 169, 231-242 (2005).</li>
<li>Elia, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Energy+equivalents+of+CO2+and+their+importance+in+assessing+energy+expenditure+when+using+tracer+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Energy equivalents of CO2 and their importance in assessing energy expenditure when using tracer techniques.</a> The American Journal of Physiology. 260, (1991).</li>
<li>Schindelin, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fiji%3A+an+open-source+platform+for+biological-image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Fiji: an open-source platform for biological-image analysis.</a> Nature Methods. 9, 676-682 (2012).</li>
<li>Bharucha, K. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+epicurean+fly%3A+using+Drosophila+melanogaster.+to+study+metabolism%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatric+Research%22%5BJournal%5D)">The epicurean fly: using Drosophila melanogaster. to study metabolism.</a> Pediatric Research. 65, 132-137 (2009).</li>
<li>Rajan, A., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Of+flies+and+men%3A+insights+on+organismal+metabolism+from+fruit+flies%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Biology%22%5BJournal%5D)">Of flies and men: insights on organismal metabolism from fruit flies.</a> BMC Biology. 11, 38 (2013).</li>
</ol>

Não temos nada a divulgar.

Neste protocolo, descrevemos um método barato e confiável para medir a produção de CO 2 em moscas. Descobrimos que esta experiência é fácil, rápido para conduzir e gera dados reprodutível que está de acordo com outros estudos 1, 6, 9. O protocolo descrito aqui pode ser facilmente modificado para se adequar orçamento e materiais disponíveis de qualquer laboratório. A construção de cada um respirómetro indivíduo pode ser adaptado, enquanto mantém a câmara hermética. No entanto, o mais longo, micropip...

O ciclo de Krebs bioquímica gera ATP por meio da oxidação do derivado de acetato de hidratos de carbono, gorduras e proteínas produtoras de CO 2. Em Drosophila, O 2 entrada é diretamente correlacionado com CO 2 de saída e reflete o nível de metabolismo 1. Assim, a medição de CO 2 saída de sucesso tem sido utilizado em estudos relacionados ao envelhecimento e metabolismo 2-5. Aqui nosso laboratório tem modificado montagens experimentais previamente elaborados, permitindo a medição da produção de CO 2 em até dezoito amostras sem necessidade de qualquer equipamento especializado. Outros e nós já usou esse método para mostrar as diferenças nas taxas metabólicas em moscas que são deficientes na proteína associada muscular distrofia, Dystroglycan (GD) 6-8. O 2 usado para o metabolismo oxidativo é convertido em CO2, o qual é expelido como resíduos respiratória. A construçãoção de respirômetros feito à mão é descrito que permite a determinação da taxa de O 2 consumido. As moscas são colocadas em um recipiente vedado com uma substância que absorve o CO2 expelido, eliminando-o de forma eficiente a partir da fase gasosa. A variação do volume do gás (diminuição da pressão) é medido por deslocamento de fluido num capilar de vidro ligado ao respirómetro fechada. A principal vantagem desta técnica sobre os outros é o custo. Estudos anteriores já haviam medido produção de CO 2 por Drosophila usando analisadores de gás e sistemas de respirometria tecnicamente avançados 1,9. Apesar do equipamento mais complexo, a sensibilidade do método aqui descrito é semelhante aos valores relatados (Tabela 1). Além disso, vários outros grupos usaram variações desta técnica para determinar as taxas metabólicas relativas em Drosophila 4-6. Por isso, este ensaio pode ser usado para gerar reliable, dados reprodutíveis relevantes ao metabolismo Drosophila sem a aquisição de equipamento especializado, que pode ser configurado em qualquer laboratório e pode ser usado para fins educacionais. Em geral, as técnicas aceites para determinar o metabolismo de um organismo é medir a produção de CO 2, O 2 consumido, ou ambos 3,4,9. Porém, pode ser assumido que um equivalente de O 2 gera um equivalente de CO 2, a relação precisa de CO 2 gerado é dependente do substrato metabólico utilizado 10. Assim, para determinar com precisão a taxa de metabolismo em unidades de energia, é necessário medir ambos O 2 consumido e do CO 2 produzido. Devido a isto, o método descrito aqui é especificamente relevante para comparar diferenças na produção de CO 2 entre os animais e não os valores absolutos. Nossa técnica integra vários animais CO 2 da produção durante um período de time (1-2 horas) e, portanto, retorna uma média da actividade dos animais. Se não há razão para acreditar que os animais experimentais são menos ativas do que os animais de controle a medida pode refletir diferentes níveis de atividade e metabolismo não necessariamente.

<table><tbody><tr><td>BlauBrand IntraMark 50 &micro; l micropipetas</td><td>VWR</td><td>612-1413</td><td></td></tr><tr><td>Soda Lime</td><td>Wako</td><td>CDN6847</td><td></td></tr><tr><td>Eosine&nbsp;</td><td>Sigma</td><td>031M4359</td><td>Qualquer corante que possa criar colorização visível do líquido pode ser usado Câmara de Revelação de</td></tr><tr><td>Cromatografia de Camada Fina (TLC)</td><td>VWR</td><td>21432-761</td><td>Qualquer câmara de vidro transparente que possa ser fechada com a tampa</td></tr><tr><td>Anestesizador, Kit Lull-A-Fly</td><td>Flinn</td><td>FB1438</td><td></td></tr><tr><td>Power Gel Glue</td><td>Pritt</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 ml pontas de pipett</td><td>Qualquer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Espuma</td><td>Qualquer</td><td></td><td></td></tr><tr>massa <td></td><td></td><td></td><td>de plástico</td></tr> Qualquer <tr><td>bisturi</td><td>Qualquer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>pinça</td><td>Qualquer</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

a medição da taxa metabólica em<em&gt; drosophila</em&gt; usando respirometria

Measurement of Metabolic Rate in Drosophila using Respirometry

Distúrbios metabólicos são um problema freqüente que afeta a saúde humana. Portanto, a compreensão dos mecanismos que regulam o metabolismo é uma tarefa científica crucial. Muitos genes que causam doenças nos seres humanos têm um homólogo mosca, tornando Drosophila um bom modelo para estudar vias de sinalização envolvidas no desenvolvimento de doenças diferentes. Além disso, a rastreabilidade de Drosophila simplifica telas genéticos para ajudar a identificar novos alvos terapêuticos que podem regular o metabolismo. A fim de realizar tal tela um método simples e rápido para identificar alterações no estado metabólico de moscas é necessário. Em geral, a produção de dióxido de carbono é um bom indicador de oxidação de substrato e gasto de energia fornecendo informações sobre o estado metabólico. Neste protocolo, apresentamos um método simples de medir CO 2 saída de moscas. Esta técnica pode potencialmente auxiliar na identificação de perturbações genéticas que afectam a taxa metabólica.

A fim de mostrar que o método é sensível à medida que a produção de CO 2 a partir do tipo selvagem (Oregon R) moscas macho de 18, 25, e 29 ° C e opera mutante para Dg. As moscas foram colocadas a 25 ° C e, em seguida, deslocado para a temperatura experimental, durante 5 dias antes da medição. Tal como esperado para esta espécie ectotérmicos, a quantidade de CO 2 produzido aumentou com a temperatura (figura 2). Temos no passado mostraram que uma dieta livre de açúc...

Distúrbios metabólicos estão entre uma das doenças mais comuns em humanos. O modelo de organismo geneticamente tratável D. melanogaster pode ser utilizado para identificar novos genes que regulam o metabolismo. Este artigo descreve um método relativamente simples, que permite estudar a taxa metabólica em moscas, medindo a sua produção de CO2.

A medição da taxa metabólica em<em&gt; Drosophila</em&gt; Usando respirometria

Metabolic disorders are a frequent problem affecting human health. Therefore, understanding the mechanisms that regulate metabolism is a crucial ...

O objetivo deste procedimento é determinar as taxas metabólicas relativas de moscas por meio da medição da produção de dióxido de carbono. Isso é realizado primeiramente colocando as moscas em barômetros respiratórios especialmente preparados. Em seguida, os barômetros respiratórios contendo as moscas são inseridos em uma câmara de cromatografia, entrando em contato com uma solução aquosa colorida.Com o tempo, o líquido migra para o respirômetro devido à diminuição da pressão causada pela remoção do dióxido de carbono expelido do ambiente gasoso antes e depois. Imagens do experimento são utilizadas para calcular a quantidade de dióxido de carbono produzida com base na dimensão da capilaridade do respirômetro. Em última análise, os dados obtidos neste ensaio permitirão a comparação das taxas metabólicas relativas entre moscas experimentais e controles.Para começar, corte a ponta de uma pipeta de 1000 microlitros com uma lâmina de barbear da maneira mais reta possível e insira a micropipeta na ponta de 1000 microlitros. Em seguida, coloque um pedaço de espuma dentro da pipeta e empurre-o para baixo. Depois, adicione uma pequena quantidade de hidroxilato de sódio e fixe-a com um segundo pedaço de espuma.Aplicar cola onde a micropipeta é inserida na ponteira da pipeta e deixar a cola secar durante a noite. Preparar a solução da câmara misturando água com eosina em uma proporção de um para cinco, o que resultará em uma coloração visível. Em seguida, despejar a solução de ees e água na câmara.Em seguida, rotule o lado vertical da câmara com a escala em centímetros e o lado horizontal com os rótulos do respirômetro. Prepare os barômetros respiratórios rotulando-os individualmente com uma caneta. Se você estiver analisando vários genótipos, não se esqueça de anotar o número do respirômetro e o genótipo correspondente.Em seguida, imobilize as moscas utilizando uma placa de metal pré-resfriada e coloque três a cinco moscas do genótipo desejado. Dentro de cada respirômetro, feche hermeticamente os barômetros respiratórios na parte superior usando massa de modelar de plástico e permita que as moscas se recuperem da anestesia por 15 minutos. Prepare um respirômetro sem moscas para ser usado como controle atmosférico.Em seguida, acople um suporte para tubos einor de 1,5 mililitro. Abra os dois lados na parte superior da câmara e pendure os barômetros respiratórios na câmara com as pontas submersas na solução colorida. Adicione vaselina entre a tampa e a câmara para proporcionar maior isolamento contra flutuações de temperatura e pressão.Em seguida, feche a tampa e deixe o sistema equilibrar por 15 minutos. Depois, tire uma foto da câmara, certificando-se de que o nível do líquido em cada micropipeta e a escala estejam dentro do enquadramento. Após uma a duas horas, tire outra foto para iniciar a análise.Abra as imagens adquiridas utilizando o software Image J. Em seguida, defina a escala de pixel no software. Usando cada imagem como referência, meça a distância ou delta D percorrida pelo líquido a partir de um ponto de referência determinado nas imagens capturadas no início e no final do experimento.Finalmente, calcule a quantidade de dióxido de carbono produzida. Utilizando este método, observou-se que a produção de dióxido de carbono das moscas apresenta correlação positiva com a temperatura de alojamento. Esses resultados contrastam com os de mutantes do tipo District Li Ccan ou DG, cuja produção de dióxido de carbono aumentou significativamente em comparação com as moscas selvagens.O método descrito acima permite a identificação primária de mutações genéticas em moscas que podem levar a alterações no metabolismo.

measurement-of-metabolic-rate-in-drosophila-using-respirometry

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Este artigo descreve um método para a medição da oxidação de combustível em Drosophila melanogaster, no qual vestígios de substratos metabólicos radiomarcados específicos são alimentados às moscas. O CO2 radiomarcado exalado que é produzido a partir da oxidação do combustível é coletado e medido.

Medição da produção de dióxido de carbono da Radiolabeled Substratos em<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Neste trabalho, é descrito um método para medir o consumo de oxigênio usando respirometria de alta resolução em permeabilized avermelhado da drosófila. Esta técnica requer uma quantidade mínima de tecido, em comparação com a técnica de isolamento mitocondrial clássico e os resultados obtidos são fisiologicamente mais relevantes.

Medição do consumo de oxigênio mitocondrial nas fibras Permeabilized da drosófila usando quantidades mínimas de tecido

O giro exercer quantificação sistema (REQS) pode induzir o exercício em Drosophila melanogaster através de rotação enquanto simultaneamente, medindo a quantidade de atividade realizada pelos animais. Aqui, apresentamos um protocolo ponto-a-ponto, detalhando como medir os níveis de atividade dos animais experimentando tratamentos rotacionais exercício usando o REQS.

Medição de níveis de exercício em Drosophila melanogaster , usando o sistema de quantificação de exercício de giro (REQS)

Apresentamos um protocolo para medição de consumo de oxigênio e a acidificação extracelular nos cérebros de larvas e adultos de Drosophila melanogaster . Um analisador metabólico é utilizado com um protocolo adaptado e otimizado. Microtecido restrições são uma componente essencial do presente protocolo e foram concebidas e criadas especificamente para a sua utilização nesta análise.

Análise metabólica do melanogaster da drosófila Larval e adulto cérebros

A respirometria coulométrica é ideal para medir a taxa metabólica de pequenos organismos. Quando adaptado para Drosophila melanogaster no presente estudo, o consumo medido de O2 estava dentro da faixa relatada para D. melanogaster selvagem por estudos anteriores. O consumo por mosca O2 pelos mutantes CAS , que são menores e menos ativos, foi significativamente menor do que o selvagem.

Mensuração do Consumo de O2 em Drosophila melanogaster Utilizando Microrrespirometria Coulométrica

Apresentamos aqui um protocolo de respirometria de alta resolução para análise bioenergética em mutantes PINK1B9-null. O método utiliza o protocolo Substrate-Uncoupler-Inhibitor-Titration (SUIT).

Analisando a função mitocondrial em um mutanteB9-nulo de Drosophila melanogaster PINK1 usando respirometria de alta resolução

Neste artigo de vídeo, descrevemos um método novo que permite a construção de gradientes de odores com geometrias estável e controlável. Brevemente ilustrar como esses gradientes podem ser usados ​​para triagem de defeitos olfativa (anosmia total e parcial) e estudar características mais sutis de comportamento de quimiotaxia.

De alta resolução de Medição do Comportamento Odor-Driven em larvas de Drosophila

Drosophila melanogaster é um organismo modelo eficaz para explorar a base molecular da regulação da longevidade. Este protocolo irá discutir as etapas envolvidas na criação de um reprodutível, medição de base populacional de longevidade, bem como potenciais armadilhas e como evitá-los.

Medição do Tempo de vida em<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Medição da taxa de filtração glomerular (TFG) é o padrão ouro para avaliação da função renal. Aqui, nós descrevemos um método de alto rendimento que permite a determinação da taxa de filtração glomerular em ratinhos conscientes utilizando uma única injecção de bolus, a determinação de isotiocianato de fluoresceína (FITC)-inulina no plasma e no cálculo da TFG por um modelo de decaimento exponencial de duas fases.

Um Método de alta capacidade para medição de Taxa de filtração glomerular em ratos conscientes

Aqui nós descrevemos um método para a medição rápida e precisa do desempenho de vôo em Drosophila, permitindo seleção de alto rendimento.

Um método melhorado para rápido e preciso de medição de desempenho em vôo<em&gt; Drosophila</em

Aprenda a medir taxas metabólicas em Drosophila melanogaster usando respirometria para comparar produção de CO2 entre grupos experimentais. Este método permite identificar genes que regulam o metabolismo.

A medição da taxa metabólica em

Explorar mais vídeos