Name: Uso de Chironomidae (Diptera) Pupal Exuviae como um Bioavaliação Protocolo Rápido para massas de água de superfície flutuante (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-07-24T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 27 s
Description: Aprenda técnicas para coletar e processar exúvias de pupas de Chironomidae em massas de água de superfície flutuante. Este método permite avaliação rápida da qualidade da água em diversos ambientes aquáticos.

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Financiamento para compor e publicar este trabalho foi fornecida por meio de vários subsídios e contratos para o Grupo Chironomidae Research (LC Ferrington, Jr., PI) no Departamento de Entomologia da Universidade de Minnesota. Graças a Nathan Roberts para a partilha de fotografias de campo utilizados como figuras no vídeo associado a este manuscrito.

1. Preparação da coleção de campos Suprimentos <ol><li> Determinar o número de amostras SFPE que devem ser coletados com base no desenho do estudo e adquirir um frasco da amostra (por exemplo, 60 ml) para cada amostra. </li><li> Prepare duas etiquetas de data e localidade para cada frasco de amostra. Coloque um no interior do outro e apor para o exterior do frasco. Certifique-se que cada etiqueta data e localidade inclui as seguintes informações: país, estado, município, cidade, corpo água, coordenadas GPS, a data eo nome da pessoa (s) de coletar a amostra. </li><li> Reúna outros materiais e equipamentos (ver Tabela de Específico materiais / equipamentos) específicos. </li></ol> 2. Campo Colecção <ol><li> Segure uma bandeja larval em uma mão e uma peneira na outra. Mergulhe a bandeja larval na água onde SFPE acumulam (por exemplo, acumulação de espuma, senões, vegetação emergente, restos, de volta turbilhões, e ao longo das bordas bancários) (Figura 2A), permitem water, exuviae, e detritos para entrar no tabuleiro larval, e despeje este material através da peneira. Se a amostragem em um sistema lótica, inicia-se na extremidade a jusante do alcance da amostra e trabalhar a montante (Figura 2B). Se a amostragem em um sistema lêntico, começam na linha costeira na direção do vento. <ol><li> Repita o passo 2,1 para 10 min (ou conforme definido para um regime de amostragem específico) dentro de cada alcance amostra pré-definido (normalmente 100-200 m de amostras coletadas a partir de fluxos, mas depende da área total do local de monitorização da água); mover-se entre SFPE áreas de acumulação, conforme apropriado. </li></ol></li><li> Concentra-se os detritos em uma área do crivo usando uma garrafa de esguicho enchido com água a partir do site da amostra e transferir cuidadosamente amostra SFPE frasco de amostra de pré-marcado com o auxílio de uma pinça e um fluxo de etanol a partir de uma garrafa de esguicho. Preencha frasco da amostra com etanol. </li><li> Repita os passos 2.1 e 2.2 para todas as amostras. </li></ol> 3. Amostra Picking NOTA: O restante deste protocolo se refere a uma subamostra SFPE 300 e pode precisar ser modificado para outros tamanhos subamostra. Ver de Bouchard e Ferrington 9 diretrizes subamostragem e frequência de amostragem para adaptar métodos SFPE para cumprir as metas e os recursos específicos do estudo. <ol><li> Alocar um frasco de 1 dram para cada amostra SFPE; preparar um rótulo de data e localidade de colocar dentro de cada frasco e preencher o frasco ¾ cheio com etanol. </li><li> Retire a tampa do frasco da amostra correspondente e verificar se há exúvias de pupa em anexo. Suavemente lavar conteúdos fora da tampa sobre uma placa de Petri utilizando uma garrafa de esguicho cheio com etanol. Localizar e remover o rótulo a partir do interior do frasco de amostra, utilizando uma pinça e lavar suavemente o conteúdo para fora da etiqueta para a placa de Petri. Definir rótulo de lado. </li><li> Transferir o conteúdo do frasco de amostra dentro de um tabuleiro de larvas, lavagem com etanol para se garantir que não haja SFPE permanecem no frasco de amostra. Transferir uma parte do exúvias de pupa, residevido, e etanol a partir da bandeja para a placa de Petri. Certifique-se de que a amostra é coberto em etanol. </li><li> Coloque a placa de Petri sob um microscópio estéreo. Sistematicamente digitalizar o conteúdo da placa de Petri para exúvias de pupa. Pegue tudo exuviae pupa do prato usando uma pinça e coloque dentro do frasco. Não escolher os espécimes que são quebradas (ou seja, não têm, pelo menos, metade do cefalotórax e abdômen), seca, ou comprimido para evitar problemas de identificação posteriores. NOTA: Identificação de espécies, muitas vezes requer que a totalidade da amostra está presente, embora em alguns casos, a identificação de nível género pode ser possível com espécimes parciais. <ol><li> Prato redemoinho e digitalizar para exuviae adicional de pupa, incluindo qualquer que poderia ser preso para os lados do prato, bem como, quaisquer pequenas e translúcidas espécimes que pode não ter ser detectada inicialmente. Repita até que dois exames consecutivos não revelam exúvias de pupa adicional. </li></ol></li><li> Repita os passos 3.3 e3.4 ou até que todos os 300 exúvias de pupa foram colhidos. Quando 300 exúvias de pupa foram colhidos, devolver o resíduo da placa de Petri para a bandeja larval e lavar a placa de Petri com etanol. Em seguida, transferir o resíduo da bandeja larval para o frasco de amostra vazio, adicione o rótulo data e localidade, e colocar a tampa do frasco. Conservar ou alienar resíduo de acordo com protocolos específicos do projeto. </li></ol> 4. Amostra Classificando <ol><li> Despeje tudo pegou exúvias de pupa do frasco etiquetado em uma placa de Petri cheia com etanol suficiente para cobrir apenas espécimes. </li><li> Sob um microscópio estéreo, as amostras separadas em grupos morfológicos distintos (ou seja, morphotaxa) e coloque cada um separadamente morphotaxon em frascos rotulados preenchido 3/4 th cheio com etanol. <ol><li> Utilize características morfológicas externas para separar chironomid morphotaxa. Por exemplo, a partir do cefalotòrax, usar diferenças na presença, tamanho, forma, ecoloração dos tubérculos cefálica, verrugas frontais, sedas frontal e chifre torácica. A partir do abdómen, usar espinhas, hookrows, chagrém, cerdas, e as esporas de segmentos abdominais, para além dos lóbulos anal para a separação morphotaxa (Figura 4A). Veja Ferrington, et al. 5, Sæther 26, Pinder e Reiss 27 para obter descrições e figuras de características morfológicas adicionais. </li><li> Use etanol adicional se as amostras começam a secar. </li></ol></li></ol> 5. Deslize Montagem <ol><li> Encher um poço de uma placa multi-poços para cada morphotaxon com etanol a 95%. <ol><li> Coloque representações múltiplas (por exemplo, 25% do total) de cada corrediça morphotaxon para ser montado em poços individuais da placa. Permitir espécimes para sentar-se bem por pelo menos 10 min para desidratar suficientemente. </li></ol></li><li> Etiqueta desliza com local adequado, coleta e identificação informatina (Figura 3). </li><li> Colocar a lâmina no microscópio estéreo. NOTA: Um modelo do slide colado na etapa é útil para a colocação consistente. </li><li> Colocar uma gota de Euparal na corrediça; espalhar a Euparal de modo que ele se aproxima do tamanho da lamela. Use ventilação adequada quando se trabalha com Euparal. NOTA: Use ventilação adequada quando se trabalha com Euparal. </li><li> Incorporar um representante do primeiro morphotaxon no Euparal usando uma pinça. NOTA: Para anular o excesso de etanol a partir da amostra, usando uma pinça, bata suavemente espécime no laboratório limpa antes de incorporá-lo em Euparal. </li><li> Separe o cefalotórax do abdômen usando uma pinça de ponta fina e / ou sondas de dissecção (Figura 4A). <ol><li> Dividir o cefalotòrax ao longo da sutura ecdysial (Figura 4B) e abrir a cefalotòrax de modo que as bordas são de sutura em lados opostos (Figura 4C). </li><li> Orientar o cephalothorax de modo que o lado ventral está virada para cima (Figura 4C). </li><li> Posicione o lado dorsal do abdômen para cima; colocar imediatamente abaixo da cefalotòrax (Figura 4C). </li></ol></li><li> Coloque uma lamela sobre o espécime. Segure lamela em um ângulo, com uma borda de tocar a lâmina, e então lentamente mais baixo e soltar a lamela para reduzir a formação de bolhas de ar. Pressione levemente a lamela para achatar o espécime. </li><li> Repita os passos 5.3 a 5.7 para todos os espécimes desidratados. </li></ol> 6. Identificação Género <ol><li> Determinar género de espécimes montados em slides usando um microscópio composto. Identificar as amostras utilizando as teclas ao gênero e diagnósticos em Wiederholm 28 e Ferrington, et al. 5. Se necessário, confirmar a identificação em nível de família usando Ferrington, et al. 5. NOTA: Houve inúmeras descrições genéricas e revisões desde Wiederholm 28 e Ferrington,et al. 5, portanto, essas chaves e diagnósticos são incompletos e precisam ser complementadas com a literatura primária. </li></ol>

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Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

Os passos mais críticos para a coleção bem-sucedida SFPE amostra, colheita, triagem, montagem slide, e identificação são: (1) a localização de zonas de acumulação SFPE alta na área de estudo durante a coleta de campo (Figura 2A); (2) lentamente digitalizar o conteúdo da placa de Petri para detecção de todas SFPE durante a colheita da amostra; (3) desenvolver a destreza manual necessária para dissecar o cefalotórax do abdômen durante a montagem (Figura 4A) de slides; e (4) que reconhece ...

Programas de monitorização biológica, que utilizam organismos vivos para avaliar a saúde do meio ambiente, são muitas vezes utilizados para avaliar a qualidade da água ou monitorar o sucesso de programas de restauração do ecossistema. Protocolos Bioavaliação rápidas (RBP) usando assembléias de macroinvertebrados bentônicos têm sido muito populares entre as agências de recursos hídricos do estado desde 1989 1. Os métodos tradicionais de amostragem macroinvertebrados bentônicos para RBPs, tais como o mergulho-net, Surber sampler, e Hess amostrador 2, pode ser tempo- demorado, caro e só pode medir assemblages de um determinado microhabitat 3. Um eficiente, RBP alternativa para gerar informações biológicas sobre um corpo de água particular envolve coleção de Chironomidae exúvias de pupa flutuante superfície (SFPE) 3. O Chironomidae (Insecta: Diptera), vulgarmente conhecida como mosquitos não picam, são moscas holometabolous que normalmente ocorrem em ambientes aquáticos antes de emergir como adultos<html> 60; na superfície da água. A família chironomid é rica em espécies, com cerca de 5.000 espécies descritas em todo o mundo; no entanto, cerca de 20.000 espécies são estimadas a existir 4. Quironomídeos são úteis para documentar água e qualidade do habitat em muitos ecossistemas aquáticos devido à sua elevada diversidade e os níveis de tolerância poluição variáveis ​​5. Além disso, são muitas vezes os macroinvertebrados bentônicos mais abundantes e disseminadas em sistemas aquáticos, tipicamente responsável por 50% ou mais das espécies na comunidade 5,6. Seguindo emergência do adulto terrestre, o exúvias de pupa (cast pele pupa) continua flutuando na superfície da água (Figura 1). Exúvias de pupa se acumulam ao longo das margens ou atrás de obstruções através da ação do vento ou água corrente e pode ser facilmente e rapidamente recolhido para dar uma amostra global de espécies de Chironomidae que surgiram durante o anterior 24-48 h 7. ntent &quot;&gt; A abundância relativa e composição taxonômica da recolhido SFPE reflete a qualidade da água, considerando-se que algumas espécies são muito tolerantes a poluição, enquanto outros são bastante sensíveis 5 O método SFPE tem muitas vantagens sobre técnicas de amostragem chironomid larval tradicionais, incluindo:. (1) mínima , se houver, perturbação do habitat ocorre em uma área de amostragem; (2) as amostras não se concentrar na coleta de organismos vivos, mas a pele não-vivos, então a trajetória da dinâmica da comunidade não seja afectada; (3) a identificação de gênero, e muitas vezes espécie, é relativamente fácil dado as chaves e descrições 3 adequados; (4) a coleta, processamento e identificação de amostras é eficiente e econômica em comparação com os métodos de amostragem tradicionais 3,8,9; (5) exuviae acumulados representam táxons que tenham originado uma vasta gama de micro-habitats 10; (6) o método é aplicável em quase todos os ambientes aquáticos, incluindo córregos e rios, estuários, lakes, lagoas, piscinas naturais e zonas húmidas; e (7) SFPE talvez ser um indicador mais sensível de saúde do ecossistema, uma vez que representam indivíduos que completaram todas as fases imaturas e emergiram com sucesso como adultos 11. O método SFPE não é uma nova abordagem para a coleta de informações sobre as comunidades de quironomídeos. Uso de SFPE foi sugerida pela primeira vez por Thienemann 12 no início de 1900. Uma variedade de estudos têm utilizado SFPE para levantamentos taxonômicos (por exemplo, 13-15), a biodiversidade e estudos ecológicos (por exemplo, 7,16-19), e avaliações biológicas (por exemplo, 20-22). Além disso, alguns estudos têm abordado diferentes aspectos do desenho da amostra, tamanho da amostra e número de eventos de amostra necessários para atingir vários níveis de detecção de espécies ou gêneros (por exemplo, 8,9,23). Estes estudos indicam que relativamente elevadas percentagens de espécies ou gêneros pode ser detectada com effor moderadat ou despesas associadas com o processamento da amostra. Por exemplo, Anderson e Ferrington 8 determinaram que baseado em uma subamostra de 100 contagem, 1/3 menos tempo foi necessário para pegar amostras SFPE em comparação a mergulhar-net amostras. Outro estudo determinou que 04/03 amostras SFPE poderiam ser classificados e identificados para cada amostra dip-net e que as amostras SFPE foram mais eficientes do que as amostras dip-net em espécies de detecção como riqueza de espécies aumentou 3. Por exemplo, em locais com valores de riqueza de espécies de 15-16 espécies, a eficiência dip-líquido médio foi de 45,7%, enquanto as amostras SFPE eram 97,8% eficiente 3. Mais importante, o método SFPE foi padronizado na União Europeia 24 (conhecida como técnica de pupa exuviae Chironomidae (TCP)) e América do Norte 25 para avaliação ecológica, mas o método não foi descrito em pormenor. Uma aplicação da metodologia SFPE foi descrito por Ferrington, et ai. <sup&gt; 3; no entanto, o foco principal desse estudo foi avaliar a eficiência, eficácia e economia do processo de SFPE. O objetivo deste trabalho é descrever todos os passos do método SFPE em detalhe, incluindo a coleta de amostras, processamento laboratorial, montagem slide, e identificação gênero. O público-alvo inclui estudantes de pós-graduação, pesquisadores e profissionais interessados ​​em ampliar esforços tradicionais de monitoramento da qualidade da água em seus estudos.

<table><tbody><tr><td>Etanol</td><td>Fisher Scientific</td><td>S25309B&nbsp;</td><td>70-95%</td></tr><tr><td>Frascos de lavagem de plástico</td><td>Fisher Scientific</td><td>0340923B</td><td></td></tr><tr><td>Frasco de amostra</td><td>Fisher Scientific</td><td>0333510B</td><td>Vidro ou plástico, 60 mL recomendado</td></tr><tr><td>Peneira de teste</td><td>Advantech</td><td>120SS12F</td><td>Tamanho de malha de 125 mícrons</td></tr><tr><td>Bandeja larval</td><td>BioQuip</td><td>5524</td><td>Microscópio</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td>estéreo</tr> branco <tr><td>Frascos de concha de vidro</td><td>Fisher Scientific</td><td>0333926B</td><td>Conta-gotas de plástico tamanho 1-dram</td></tr><tr><td></td><td>Thermo Scientific</td><td>1371110</td><td>30 a 35 gotas/mL</td></tr><tr><td>Pinça fina</td><td>BioQuip</td><td>4524</td><td>#5</td></tr><tr><td>Placa de Petri</td><td>Carolina</td><td>741158</td><td>Vidro ou plástico</td></tr><tr><td>Placa multipoços</td><td>Thermo Scientific</td><td>144530</td><td>Vidro ou plástico</td></tr><tr><td>Microlâminas de vidro</td><td>Thermo Scientific</td><td>3010002</td><td>3 x 1 pol.</td></tr><tr><td>Lamelas de cobertura de vidro</td><td>Thermo Scientific</td><td>12-519-21G</td><td>Circular ou quadrado</td></tr><tr><td>Meio de montagem Euparal&nbsp;</td><td>BioQuip</td><td>6372B</td><td></td></tr><tr><td>Caneta Pigma</td><td>BioQuip</td><td>1154F</td><td>Sonda Preta</td></tr><tr><td></td><td>BioQuip</td><td>4751</td><td></td></tr><tr><td>Kimwipes</td><td>Kimberly-Clark Professional&trade;</td><td>34120</td><td></td></tr></tbody></table>

uso de chironomidae (diptera) pupal exuviae como um bioavaliação protocolo rápido para massas de água de superfície flutuante

Use of Chironomidae (Diptera) Surface-Floating Pupal Exuviae as a Rapid Bioassessment Protocol for Water Bodies

Protocolos Bioavaliação rápidas usando assembléias de macroinvertebrados bentônicos foram utilizados com êxito para avaliar os impactos humanos sobre a qualidade da água. Infelizmente, os métodos de amostragem tradicionais bentônicos larvais, tais como o mergulho-net, pode ser demorado e caro. Um protocolo alternativo envolve a coleta de Chironomidae pupa exuviae flutuante superfície (SFPE). Chironomidae é uma família rica em espécies de moscas (Diptera) cujos estágios imaturos normalmente ocorrem em habitats aquáticos. Quironomídeos adultos emergem da água, deixando a pele pupa, ou exuviae, flutuando na superfície da água. Exuviae muitas vezes se acumulam ao longo das margens ou atrás de obstruções por acção da corrente de vento ou água, onde podem ser recolhidos para avaliar a diversidade e riqueza chironomid. Chironomidae podem ser utilizados como indicadores biológicos importantes, uma vez que algumas espécies são mais tolerantes à poluição do que outros. Portanto, a abundância e composição de espécies coletadas SFPE relativa de refletiralterações na qualidade da água. Aqui, métodos associados com a coleta de campo, processamento laboratorial, montagem slide, e identificação de chironomid SFPE são descritos em detalhes. Vantagens do método SFPE incluem o mínimo de perturbação em uma área de amostragem, coleta de amostra eficiente e econômica e processamento laboratorial, a facilidade de identificação, aplicabilidade em quase todos os ambientes aquáticos, e uma medida potencialmente mais sensível do estresse do ecossistema. As limitações incluem a incapacidade para determinar a utilização do ambiente larval e incapacidade de identificar exuviae pupa para espécies que não tenham sido associadas com machos adultos.

A Figura 1 ilustra o ciclo de vida Chironomidae; estágios imaturos (ovo, larva, pupa) ocorrem tipicamente dentro, ou estreitamente associados, um ambiente aquático. Após a conclusão da fase de vida larvar, as larvas constrói um abrigo de tubo, e atribui-se com secreções de seda para o substrato circundante e pupation ocorre. Uma vez que o adulto desenvolvimento amadureceu, a pupa liberta-se e nada para a superfície da água onde o adulto pode emergir da exúvias de pupa. O exuviae se enche de ar, e em vir...

Protocolos de bioavaliação rápida usando macroinvertebrados bentônicos são frequentemente usados para monitorar e avaliar a qualidade da água. Um protocolo eficiente envolve coletas de exúvias pupais flutuantes na superfície (SFPE) de Chironomidae. Aqui, são descritas técnicas de coleta de campo, processamento laboratorial, montagem em lâminas e identificação de Chironomidae SFPE.

Uso de Chironomidae (Diptera) Pupal Exuviae como um Bioavaliação Protocolo Rápido para massas de água de superfície flutuante

Rapid bioassessment protocols using benthic macroinvertebrate assemblages have been successfully used to assess human impacts on water quality. ...

O objetivo geral deste procedimento é descrever as técnicas para coletar e processar amostras de quironomídeos, pupas flutuantes na superfície, para avaliação da qualidade da água. Isso é realizado primeiramente coletando amostras de campo de Chironomidae de ambientes aquáticos. Na segunda etapa, uma subamostra de 300 espécimes é selecionada de cada amostra de campo, e as amostras são separadas em grupos morfológicos distintos.No passo final, múltiplos representantes de cada grupo são montados em lâminas de vidro para microscópio. Em última análise, os espécimes são identificados até o nível de gênero ou espécie para avaliar as condições da qualidade da água. A principal vantagem desta técnica em relação aos métodos existentes, como a coleta tradicional de macroinvertebrados bentônicos, é que a coleta e o processamento das amostras são eficientes, econômicos e aplicáveis em praticamente todos os ambientes aquáticos.O uso dessa técnica fornece informações valiosas para estudos de monitoramento biológico e pode oferecer insights sobre como os locais mudam ao longo do tempo devido a perturbações, eventos de poluição ou mudanças climáticas. Embora estejamos focando em como essa técnica pode ser usada em um habitat de riacho, ela pode ser facilmente aplicada a outros sistemas aquáticos, como rios, lagos, lagoas, estuários, baías ou piscinas de rocha. Antes de ir ao campo, coloque uma etiqueta de data e localidade no interior e uma etiqueta no exterior de um frasco de amostra para cada amostra a ser coletada.Em seguida, para cada amostra, com uma bandeja de larvas em uma mão e uma peneira na outra, mergulhe a bandeja de larvas na água onde os exsudatos larvais se acumulam quando a água, juntamente com exsudatos e detritos, penetram na bandeja de larvas ou na amostra através da peneira. Após 10 minutos de coleta, utilize um frasco cheio com água coletada do trecho amostrado para concentrar todos os detritos em uma única região da peneira. Em seguida, com o auxílio de pinça e um fluxo de etanol, transfira cuidadosamente os exsudatos larvais para o frasco de amostra previamente rotulado e preencha o frasco com etanol.Para iniciar a coleta de amostras, coloque o rótulo com a data e localidade apropriadas em um tubo Dr Vial para cada amostra de exsudato pupilar e encha o tubo até três quartos de sua capacidade com etanol. Em seguida, remova a tampa do frasco de amostra correspondente e verifique se há algum exsudato pupilar aderido à tampa. Usando um frasco com pulverizador contendo etanol, enxágue suavemente o conteúdo da tampa para dentro de uma placa de Petri.Em seguida, remova o rótulo do interior do frasco da amostra. Enxágue suavemente o conteúdo do rótulo para dentro da placa de Petri também e reserve o rótulo. Em seguida, transfira o conteúdo do frasco da amostra para uma bandeja branca para larvas e enxágue o frasco com etanol para garantir que nenhum exsudato pupal permaneça no frasco.Transfira um eloquente do resíduo do exsudato do pupário e etanol da bandeja larval para a placa de Petri. Certifique-se de que a amostra esteja coberta com etanol. Em seguida, coloque a placa de Petri sob um microscópio estereoscópico e examine sistematicamente a placa em busca dos organismos.Em seguida, use pin&ccedil;as para transferir o exsudato pupilar da placa para o frasco correspondente apropriado. Tente evitar coletar exsudato pupilar rompido ou seco para prevenir problemas de identifica&ccedil;&atilde;o posteriores. Quando todo o exsudato pupilar vis&iacute;vel tiver sido transferido, agite e examine a placa mais tr&ecirc;s vezes em busca de esp&eacute;cimes adicionais, incluindo aqueles que possam estar aderidos &agrave;s laterais da placa.Após a seleção de 300 pupil exe, retorne o resíduo da placa de Petri para a bandeja de larvas e enxágue a placa de Petri com etanol. Em seguida, transfira o resíduo da bandeja de larvas para o frasco de amostra vazio. Adicione ao frasco a etiqueta de data e localidade e coloque a tampa sobre o frasco para organizar as amostras.Despeje o exsudato pupal do frasco rotulado em uma placa de Petri contendo etanol suficiente para cobrir apenas os espécimes. Em seguida, sob um microscópio estereoscópico, utilize as características morfológicas externas do Chiron Pub ex para separar os espécimes em morfoespécies e transfira os diferentes morfotipos para frascos separadamente rotulados. Preencha os frascos até três quartos com etanol. Por exemplo, ao classificar pela Celi thax, utilize as diferenças na presença, tamanho, forma e coloração do chifre torácico para distinguir os espécimes.Se a classificação for por abdômen, utilize as espinhas, cerdas e esporões dos segmentos abdominais e do lóbulo anal para separação dos morfos. Após a separação, preencha um poço de uma placa de múltiplos poços para cada axônio morfo com etanol 95% e coloque múltiplas representações de cada táxon morfológico em poços individuais da placa por pelo menos 10 minutos, para permitir dessecação suficiente. Em seguida, enquanto as amostras estão secando, rotule lâminas com as informações apropriadas de coleta do local e identificação para montar os *people exus*.Fixe com fita um molde da lâmina na platina de um microscópio e coloque uma lâmina sobre esse molde. Em seguida, espalhe uma gota de URL sobre a lâmina, de modo que seu tamanho se assemelhe ao de uma lamínula, e use pinças para tocar suavemente um axônio representativo do primeiro morfo em um lenço de laboratório, removendo qualquer etanol em excesso. Agora, incorpore o espécime ao URL e use pinças com ponta em forma de espinho e uma sonda de dissecação para separar o tórax do abdômen.O aspecto mais difícil deste procedimento é desenvolver a destreza manual necessária para dissecar o tórax cefálico do abdômen durante a montagem em lâmina. Para garantir o sucesso da dissecação, utilize pinças de ponta fina ou sondas de dissecação para separar o exo entre o tórax cefálico e o primeiro segmento abdominal. Como demonstrado, divida o tórax cefálico ao longo da sutura esal.Em seguida, abra o tórax cefálico de modo que as bordas da sutura fiquem em lados opostos, e oriente-o com o lado ventral voltado para cima. Posicione o abdômen com o lado dorsal voltado para cima e coloque-o imediatamente abaixo do tórax cefálico. Em seguida, segure uma lamínula em um ângulo, com uma polegada tocando a lâmina, e abaixe lentamente, soltando a lamínula para reduzir a formação de bolhas de ar.Por fim, pressione levemente a lamínula para achatamento do espécime e utilize um microscópio composto para determinar o gênero do espécime montado em lâmina. Nestes gráficos, são apresentadas curvas de acumulação taxonômica de amostras de pupilas coletadas em 16 lagos urbanos em Minnesota, para determinar o número de espécies em geral dentro de cada lago. Cada linha de dados representa um dos lagos, e cada ponto de dados representa uma amostra mensal coletada de abril a outubro de 2005, demonstrando que a obtenção de quatro amostras por lago recuperou a maioria da comunidade de Chiron e detectou quaisquer variações sazonais importantes dentro dos lagos. Estudos de monitoramento de longo prazo de quirons podem ser utilizados para avaliar as mudanças climáticas em lagos em todo Minnesota, pois as alterações em variáveis ambientais, como profundidade do lago e concentração de fósforo, podem impactar as espécies acumuladas detectadas ao longo de um gradiente de química dos lagos.De fato, como este gráfico ilustra, o número acumulado de espécies encontradas aumenta à medida que a razão entre a concentração média de fósforo e a profundidade média aumenta. O passo mais crítico para a coleta bem-sucedida de exsudato pupilar é localizar áreas de alta acumulação de exsudato dentro da área de estudo. Ao iniciar as amostras no laboratório, é importante examinar lentamente o conteúdo da placa de Petri, pois alguns espécimes podem ser levemente pigmentados e aderir ao tamanho da placa.Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como coletar e processar amostras de pupa flutuante superficial de omie para projetos destinados ao monitoramento e à avaliação da qualidade da água.

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JoVE Journal

Environment

Ambiente

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