Name: Um modelo simplificado para transplante de válvula cardíaca heterotópica em roedores (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-09-21T14:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 33 s
Description: Aprenda um método simplificado de transplante heterotópico de válvula aórtica em ratos para estudar alorreatividade e imunobiologia de válvulas cardíacas. Esta técnica facilita pesquisas em transplantes cardiovasculares.

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A Figura 1 foi criada com biorender.com. Este trabalho foi apoiado em parte pelo Programa de Investigação Cirúrgica da Fundação AATS para a TKR, o Fundo de Excelência infantil realizado pelo Departamento de Pediatria da Universidade Médica da Carolina do Sul para a TKR, uma bolsa da Emerson Rose Heart Foundation à TKR, Filantropia pelo Senador Paul Campbell à TKR, NIH-NHLBI Bolsas de Pós-Doutorado Institucional (T32 HL-007260) à JHK e à BG, e a Faculdade de Medicina da Universidade de Medicina da Carolina do Sul Pré-escriturária flex Research Fund para MAH.

O estudo foi aprovado pelo Comitê de Pesquisa Animal, seguindo o Guia Nacional de Atenção e Uso de Animais de Laboratório.
1. Informações sobre o modelo animal (Ratos)
<ol><li>Use um microscópio operacional (ver Tabela de Materiais) com ampliação de até 20x para todos os procedimentos cirúrgicos.</li>
	<li>Use cepas síngênicas (como Lewis-Lewis) ou aogenéricas (como Lewis-Brown Noruega) para os transplantes, conforme necessário para o experimento.</li>
	<li>Use ratos de idade entre 5-7 semanas e peso corporal de 100-200 g que são apropriados para a questão experimental.</li>
</ol>2. Remoção de pele, preparação da pele e anestesia
<ol><li>Realizar todas as operações em condições estéreis. NOTA: A etapa é realizada em um espaço cirúrgico dedicado e em condições estéreis.</li>
	<li>Coloque os ratos em uma câmara de indução anestésico e induza a anestesia com 5% de isoflurano em oxigênio. Mantenha a anestesia com 3,5% de isoflurane em oxigênio durante todo o procedimento.</li>
	<li>Para a operação do doador, remova a pele do rato do umbigo para o entalhe severo usando cortadores de pele. Para a operação do receptor, corte o cabelo sobre o campo cirúrgico na linha axilar posterior das costelas até a pélvis. Em seguida, prepare a pele com um desinfetante cirúrgico.</li>
	<li>Obtenha um plano cirúrgico de anestesia antes de iniciar o procedimento. Confirme a profundidade adequada da anestesia comprimindo firmemente os dedos do rato com fórceps. Se o rato se retirar para a dor, titula o anestésico conforme necessário.</li>
	<li>Monitorar a taxa respiratória e a profundidade da anestesia clinicamente durante todo o procedimento; o nível de isoflurane é ajustado conforme necessário para manter uma taxa de respiração de 55-65 respirações/min.</li>
</ol>3. Operação de doadores
<ol><li>Prepare-se e anestesia o rato como indicado na etapa 2. Incise a pele do xifoide ao entalhe severo usando tesouras dissecando. Realize uma esteectomia cortando as costelas de cada lado lateralmente para o esterno até que o acesso ideal ao coração seja alcançado.</li>
	<li>Heparinize o rato com 100 U/100 g de injeção no átrio esquerdo.</li>
	<li>Sacrifique o doador através da hemorragia.</li>
	<li>Extite o timo para melhorar a visualização dos grandes vasos. Em seguida, remova o coração em bloco com a aorta ascendente até o nível da artéria innominada.</li>
</ol>4. Preparação de folhetos de válvula aórtica
<ol><li>Coloque o coração doador em uma placa de Petri estéril imediatamente após a cardiectomia. Dissecar o coração do doador em um tampão de armazenamento frio e frio (ver Tabela de Materiais).</li>
	<li>Usando fórceps e tesouras de mola Vannas, disseca o coração doador até que apenas a raiz aórtica permaneça com um manguito ventricular de 1 mm proximal à válvula aórtica.</li>
	<li>Abra a válvula aórtica fazendo um corte longitudinal para abrir o Seio de Valsalva entre os seios esquerdo e não-coronário para visualizar os três folhetos. NOTA: O corte deve ser todo o comprimento do Sinus de Valsalva. As dimensões reais dependem do tamanho do rato.</li>
	<li>Extir nosso imposto cada folheto de válvula aórtica individualmente. Especificamente, use fórceps contundentes para agarrar a borda do folheto e use a tesoura de mola Vannas para extirir o folheto cortando de um comissure até o anulo e, em seguida, em direção à próxima comissura. NOTA: Tome cuidado especial para apenas agarrar a borda do folheto para minimizar a interrupção das células endoteliais valvulares.</li>
	<li>Armazene as amostras após a excisão do folheto na solução de tampão de armazenamento gelado até que estejam prontas para serem implantadas no rato receptor. Implante todos os folhetos dentro de 4h de armazenamento frio.</li>
</ol>5. Operação do destinatário
<ol><li>Prepare-se e anestesia o rato como indicado na etapa 2. Use uma almofada de aquecimento mantida a 36-38 °C para realizar a cirurgia.</li>
	<li>Administre buprenorfina (0,03 mg/kg subcutâneamente) a todos os ratos receptores antes da cirurgia e a cada 6-12 h pós-operatório conforme necessário para aliviar a dor.</li>
	<li>Coloque o rato em posição lateral direita para acessar o rim esquerdo. NOTA: O rim esquerdo é preferido devido à sua posição mais caudal em relação ao rim direito.</li>
	<li>Incise a pele sobre o flanco longitudinalmente mais de 1 polegada usando tesouras. NOTA: A incisão deve permanecer menor do que o tamanho do rim para proporcionar tensão suficiente para evitar que o rim volte para a cavidade abdominal durante o procedimento.</li>
	<li>Da mesma forma, inciso a parede abdominal subjacente.</li>
	<li>Externalizar o rim<ol>
<li>Usando o polegar e o indicador, aplique pressão leve dorsal e ventrally ao usar fórceps curvos para levantar o polo caudal do rim através da incisão abdominal e da pele. Externalize a extremidade craniana do rim da mesma forma.</li>
		<li>Alternativamente, o rim pode ser externalizado agarrando a gordura perirenal e puxando para cima com a tensão da luz. NOTA: Tome cuidado para não compreender diretamente o rim ou os vasos renais.</li>
		<li>Uma vez que o rim é externalizado, mantenha-o úmido com soro fisiológico quente escorrendo sobre o rim.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Crie um bolso subcapsular.<ol>
<li>Aplique levemente pressão na cápsula renal usando um conjunto de fórceps contundentes para que a cápsula renal possa ser claramente distinguida do parenchyma subjacente. Simultaneamente usando outro conjunto de fórceps contundentes, segure cuidadosamente a cápsula e puxe suavemente para cima para criar um orifício na cápsula. NOTA: Devido à natureza delicada da cápsula, é necessária força mínima para estabelecer esta incisão.</li>
		<li>Continue usando fórceps contundentes para estender a incisão até que um espaço ~2mm tenha sido criado para acomodar o folheto da válvula aórtica.</li>
		<li>Desenvolva um bolso subcapsular raso que é ligeiramente maior que o folheto da válvula enquanto levanta a borda da incisão com um conjunto de fórceps e avança uma sonda sem corte sob a cápsula renal.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Transplante da válvula aórtica no bolso subcapsular.<ol>
<li>Recupere o folheto aórtico do armazenamento frio e coloque-o no campo cirúrgico.</li>
		<li>Ao levantar a cápsula fibrosa da borda, avance o folheto aórtico para o bolso subcapsular com fórceps contundentes. NOTA: Certifique-se de que o tecido está longe o suficiente da incisão para que esteja firmemente fixado sob a cápsula. Deve-se tomar cuidado para evitar danos ao parenchyma subjacente ou posterior rasgo da cápsula fibrosa.</li>
		<li>A incisão na cápsula renal pode ser deixada aberta.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Empurre o rim suavemente de volta para sua posição anatômica usando tração contrária aplicada nas bordas de incisão.</li>
	<li>Feche a incisão abdominal com uma sutura cirúrgica estéril. Feche a pele com grampos.</li>
	<li>Cuidados pós-operatórios<ol>
<li>Após a operação, coloque o rato em uma gaiola limpa em uma almofada de aquecimento com acesso a comida e água.</li>
		<li>Monitore o animal diariamente para avaliar a cicatrização de feridas de rotina e sinais de dor ou angústia. Remova os grampos após 7-10 dias.</li>
	</ol>
</li>
</ol>6. Coleta de tecido para análise
<ol><li>Em pontos finais selecionados após o transplante, eutanize o animal por exsanguinação. Especificamente, realize uma laparotomia mediana e transecte a aorta abdominal sob 5% de isoflurane em oxigênio.</li>
	<li>Mobilize o rim e extite-o cortando a artéria renal, veia e ureter com uma tesoura. NOTA: Tome cuidado para não entender a área que contém o folheto transplantado.</li>
	<li>Coloque o rim em formalina durante a noite, incorpore-o em parafina, e se section-o para a coloração desejada. Oriente a amostra com a cápsula renal voltada anteriormente e o parênquim renal voltado posteriormente.</li>
</ol>

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<li>Sugimura, Y., Schmidt, A. K., Lichtenberg, A., Akhyari, P., Assmann, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rat+model+for+the+in+vivo+assessment+of+biological+and+tissue-engineered+valvular+and+vascular+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering+Methods+%28Part+C%29%22%5BJournal%5D)">A rat model for the in vivo assessment of biological and tissue-engineered valvular and vascular grafts.</a> Tissue Engineering Methods (Part C). 23 (12), 982-994 (2017).</li>
</ol>

Os autores declaram que a pesquisa foi conduzida na ausência de relações comerciais ou financeiras que pudessem ser interpretadas como um potencial conflito de interesses.

Importância e aplicações potenciais Embora as válvulas cardíacas mecânicas e bioprotéticas sejam rotineiramente usadas em pacientes adultos que necessitam de substituição de válvulas, essas válvulas não têm potencial para crescer e, portanto, são subótimas para pacientes pediátricos. O transplante de válvula cardíaca é uma operação experimental projetada para fornecer substituições crescentes de válvulas cardíacas para recém-nascidos e bebês com doença cardíaca congênita. No entanto, ao contrário da i...

Os defeitos cardíacos congênitos são a incapacidade congênita mais comum em humanos, afetando 7 em cada 1.000 crianças nascidas a cadaano 1. Ao contrário de pacientes adultos em que várias válvulas mecânicas e bioprótesas são rotineiramente implantadas, pacientes pediátricos atualmente não têm boas opções para substituição de válvulas. Esses implantes convencionais não têm potencial para crescer em crianças beneficiárias. Como resultado, as re-operações mórbidas são necessárias para trocar os implantes da válvula cardíaca por versões sucessivamente maiores à medida que as crianças crescem, com crianças afetadas muitas vezes exigindo até cinco ou mais cirurgias de coração aberto em sua vida 2,3. Estudos têm demonstrado que a liberdade de intervenção ou morte é significativamente ruim para bebês do que crianças mais velhas, com 60% dos bebês com válvulas cardíacas protéticas enfrentando a re-operação ou morte dentro de 3 anos após sua operação inicial4. Portanto, há uma necessidade urgente de entregar uma válvula cardíaca que possa crescer e manter a função em pacientes pediátricos.
Durante décadas, as tentativas de fornecer substituições crescentes de válvulas cardíacas foram centradas na engenharia de tecidos e células-tronco. No entanto, as tentativas de traduzir essas válvulas para a clínica não foram bem sucedidas até agora 5,6,7,8. Para lidar com isso, um transplante de válvula cardíaca é proposto como uma operação mais criativa para fornecer substituições crescentes de válvulas cardíacas com a capacidade de auto-reparar e evitar trombogênese. Em vez de transplantar todo o coração, apenas a válvula cardíaca é transplantada e crescerá com a criança receptora, semelhante a transplantes convencionais de coração ou um autógrafo pulmonarde Ross 9,10,11. Após o funcionamento, as crianças receptoras receberão imunossupressão até que a válvula transplantada possa ser trocada por uma prótese mecânica de tamanho adulto quando o crescimento da válvula não for mais necessário. No entanto, a biologia do transplante de válvulas cardíacas permanece inexplorada. Portanto, modelos animais são necessários para estudar esse novo tipo de transplante.
Vários modelos de ratos foram descritos anteriormente para transplante heterotópico da válvula aórtica na aorta abdominal 12,13,14,15,16,17,18. No entanto, esses modelos são proibitivamente complicados, muitas vezes exigindo cirurgiões treinados para operar com sucesso. Além disso, são19 caros e demorados. Um novo modelo de rato foi desenvolvido para criar um modelo animal mais simples para estudar a imunobiologia dos transplantes de válvulas cardíacas. Folhetos de válvula aórtica simples são excisados e inseridos no espaço subcapsular renal. O rim é especialmente adequado para estudar a rejeição de transplantes, pois é altamente vascularizado com acesso a células imunes circulantes20,21. Enquanto vários outros utilizaram um modelo subcapsular renal para estudar a biologia do transplante de outros transplantes de aloenxerto, como pâncreas, fígado, rim e córnea 22,23,24,25,26,27, esta é a primeira descrição do transplante de tecido cardíaco nesta posição. Aqui, a técnica de transplante é descrita, proporcionando um avanço significativo no estudo da imunologia do transplante de válvulas cardíacas.

<table><tbody><tr><td>0,9% Chlordie de sódio, USP</td><td>Baxter</td><td>NDC 0338-0048-04</td><td></td></tr><tr><td>4-0 Polyglactin 910</td><td>Ethicon</td><td>J415H</td><td></td></tr><tr><td>7,5% Povidona-Iodo</td><td>CareFusion</td><td>29904-004</td><td></td></tr><tr><td>70% ETOH</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP82031GAL</td><td></td></tr><tr><td>Câmara de indução de anestesia</td><td>Harvard Apparatus</td><td>75-2030</td><td>Câmara de indução hermética para ratos</td></tr><tr><td>Máquina de anestesia</td><td>Harvard Apparatus</td><td>75-0238</td><td>Sistema de anestesia móvel com</td></tr><tr><td>máscara de anestesia</td> passiva <td>Harvard Apparatus</td><td>59-8255</td><td>Máscara de anestesia de rato</td></tr><tr><td>Brown Norway Rats (BN/Crl)</td><td>Charles River</td><td>Strain Code 091</td><td>Macho, 5-7 semanas, 100-200 g</td></tr><tr><td>Cloridrato de buprenorfina, 0,3 mg/mL</td><td>PAR Farmacêutico</td><td>NDC 42023-179-05</td><td>0,03 mg/kg, administrado por via subcutânea</td></tr><tr><td>Máquina de cortar cabelo elétrica</td><td>WAHL</td><td>79434</td><td></td></tr><tr><td>Almofada de aquecimento elétrico</td><td>Harvard Apparatus</td><td>72-0492</td><td>Mantido em 36-38 &deg; C</td></tr><tr><td>Heparina</td><td>Sagent Pharmaceuticals</td><td>NDC 25021-400-10</td><td>Injeção de 100U/100g no átrio esquerdo</td></tr><tr><td>Seringa de insulina, 1 mL</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-841-33</td><td></td></tr><tr><td>Pinça de íris curvada</td><td>World Precision Instruments</td><td>15917</td><td></td></tr><tr><td>Pinça de íris reta</td><td>World Precision Instruments</td><td>15916</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano, USP</td><td>Piramal Cuidados Intensivos</td><td>NDC 66794-017-25</td><td>Induzido a 5% de isoflurância em oxigênio e mantido com 3,5% de isoflurano em oxigênio</td></tr><tr><td>Lewis Rats (LEW/ Crl)</td><td>Charles River</td><td>Código de cepa 004</td><td>Macho, 5-7 semanas, 100-200 g</td></tr><tr><td>Micro fórceps</td><td>World Precision Instruments</td><td>500233</td><td>Dumont #5</td></tr><tr><td>Micro tesoura World</td><td>Precision Instruments</td><td>501930</td><td>Tesoura Vannas com mola</td></tr><tr><td>Agulha Driver</td><td>World Precision Instruments</td><td>500226</td><td>Ryder Agulha Driver</td></tr><tr><td>Microscópio cirúrgico</td><td>AmScope</td><td>SM-3BZ-80S</td><td>3.5x - 90x Microscópio Estéreo</td></tr><tr><td>Placa de Petri</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB0875714</td><td></td></tr><tr><td>Petrolatum pomada oftálmica</td><td>Dechra</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Grampos para a pele</td><td>Ethicon</td><td>PXR35</td><td>Proximate 35</td></tr><tr><td>Cotonetes estéreis</td><td>Puritan</td><td>25-806 1WC</td><td></td></tr><tr><td>Esponjas de gaze estéreis</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-037-902</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura cirúrgica</td><td>World Precision Instruments</td><td>1962C</td><td>Metzenbaum Scissors</td></tr><tr><td>University of Wisconsin Buffer (Servator B)</td> <td>S.A.L.F S.p.A.</td><td>6484A1</td><td>Armazenado a 4 &graus; O</td></tr></tbody></table>

um modelo simplificado para transplante de válvula cardíaca heterotópica em roedores

A Simplified Model for Heterotopic Heart Valve Transplantation in Rodents

Há uma necessidade clínica urgente de substituição de válvulas cardíacas que podem crescer em crianças. O transplante de válvula cardíaca é proposto como um novo tipo de transplante com potencial para fornecer válvulas cardíacas duráveis capazes de crescimento somático sem necessidade de anticoagulação. No entanto, a imunobiologia dos transplantes de válvulas cardíacas permanece inexplorada, destacando a necessidade de modelos animais estudarem esse novo tipo de transplante. Modelos anteriores de ratos para transplante de válvula aórtica heterotópica na aorta abdominal foram descritos, embora sejam tecnicamente desafiadores e caros. Para enfrentar esse desafio, um modelo de transplante subcapsular renal foi desenvolvido em roedores como um método prático e mais simples para estudar a imunobiologia do transplante de válvula cardíaca. Neste modelo, um único folheto de válvula aórtica é colhido e inserido no espaço subcapsular renal. O rim é facilmente acessível, e o tecido transplantado está firmemente contido em um espaço subcapsular que é bem vascularizado e pode acomodar uma variedade de tamanhos de tecido. Além disso, como um único rato pode fornecer três folhetos aórticos doadores e um único rim pode fornecer vários locais para tecido transplantado, menos ratos são necessários para um determinado estudo. Aqui, a técnica de transplante é descrita, proporcionando um avanço significativo no estudo da imunologia do transplante de válvulas cardíacas.

Uma representação gráfica do design experimental é fornecida para o modelo de rato (Figura 1). Além disso, uma raiz aórtica dissecada do coração do doador e um folheto de válvula aórtica individual preparado para implantação também é mostrado na Figura 2. Em seguida, uma imagem representativa da posição do folheto da válvula aórtica sob a cápsula renal para implantação é mostrada na Figura 3A e após 3, 7 e 28 dias dentro do rato rec...

Este protocolo descreve um método simples e eficiente para o transplante de folhetos de válvulas aórticas sob a cápsula renal para permitir o estudo da aoreatividade das válvulas cardíacas.

Um modelo simplificado para transplante de válvula cardíaca heterotópica em roedores

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of ...

O transplante de válvula cardíaca é proposto como um novo tipo de transplante com potencial para fornecer válvulas cardíacas duráveis, capazes de crescimento somático sem necessidade de anticoagulação. Esta técnica é prática e mais simples do que os métodos anteriores para estudar a imunobiologia do transplante de válvula cardíaca. Depois de anestesiar o rato, use a tesoura dissecando para incisar a pele do xifoide ao entalhe severo.E realize uma estecretomia cortando as costelas de cada lado, lateral ao esterno até que o acesso ideal ao coração seja alcançado. Injete Heparina no átrio esquerdo. Pós-sacrifício, extirpa o timo para melhorar a visualização dos grandes vasos.Em seguida, remova o coração no bloco com a aorta ascendente até o nível da artéria innominada. Depois de colocar o coração doador em uma placa de Petri estéril imediatamente após a cardiectomia, em um tampão de armazenamento frio e frio, use os fórceps e a tesoura de mola vannas para dissecar o coração até que apenas a raiz aórtica permaneça com um manguito ventricular de um milímetro proximal à válvula aórtica. Para abrir a válvula aórtica, faça um corte longitudinal para abrir o seio de Valsalva entre os seios esquerdo e não corronário para visualizar os três folhetos.Para extirir cada folheto de válvula aórtica individualmente, use os fórceps contundentes para agarrar a borda do folheto e use a Tesoura de Primavera de Vannas para extirir o folheto cortando de uma comissura até o anulo e depois para a próxima comissura. Armazene os folhetos excisados na solução de tampão de armazenamento gelado até que estejam prontos para serem implantados no rato receptor, mas implante todos os folhetos dentro de quatro horas de armazenamento frio. Uma vez que o rato receptor esteja completamente anestesiado, mantenha a temperatura corporal entre 36 e 38 graus celsius durante toda a cirurgia com a almofada de aquecimento.Em seguida, coloque o rato em uma posição lateral direita para acessar o rim esquerdo. Administre Buprenorfina para o rato receptor subcutâneamente antes da cirurgia. E use a tesoura para incisar a pele sobre o flanco longitudinalmente por uma polegada.Da mesma forma, inciso a parede abdominal subjacente. Usando o polegar e o dedo indicador, aplique uma pressão leve dorsal e ventrally durante o uso das fórceps curvas. Levante o polo caudal do rim através da incisão abdominal e da pele.Externalize a extremidade craniana do rim da mesma forma. Alternativamente, o rim pode ser externalizado agarrando a gordura perirenal e puxando para cima com a tensão da luz. Uma vez externalizado, mantenha o rim úmido com soro fisiológico quente no rim.A fim de criar um bolso subcapsular, comece aplicando pressão leve à cápsula renal usando um conjunto de fórceps contundentes para que a cápsula renal possa ser claramente distinguida do parenchyma subjacente. Simultaneamente usando outro conjunto de fórceps contundentes, segure cuidadosamente a cápsula e puxe suavemente para cima para criar um orifício na cápsula. Com fórceps contundentes, estenda a incisão até que um espaço de cerca de dois milímetros tenha sido criado para acomodar o folheto da válvula aórtica.Desenvolva um bolso subcapsular raso que é ligeiramente maior que o folheto da válvula enquanto levanta a borda da incisão com um conjunto de fórceps e avança uma sonda sem corte sob a cápsula renal. Inicie o transplante da válvula aórtica recuperada levantando a cápsula fibrosa da borda avançando o folheto aórtico no bolso subcapsular com fórceps contundentes. A incisão e a cápsula renal podem ser deixadas abertas.Empurre o rim suavemente de volta para sua posição anatômica usando contratração aplicada nas bordas de incisão. Feche a incisão abdominal com uma sutura cirúrgica estéril e feche a pele com grampos. Após a operação, coloque o rato em uma gaiola limpa em uma almofada de aquecimento com acesso a comida e água.Se necessário, administre Buprenorfina ao rato receptor a cada seis ou doze horas para aliviar a dor. Monitore o animal diariamente para avaliar a cicatrização de feridas de rotina e sinais de dor ou angústia. E remova os grampos depois de sete a dez dias da cirurgia.Uma imagem representativa mostra a posição do folheto da válvula aórtica sob a cápsula renal para implementação. E depois de três, sete e vinte e oito dias dentro do rato receptor, localizar e recuperar o tecido transplantado tornou-se fácil. Os folhetos de válvulas aórticas mantiveram sua arquitetura nativa após o transplante heterotópico em animais síndicos.Demonstrando a utilidade deste modelo como linha de base para comparar a resposta imune em transplantes alergênicos. A Histologia com hematoxilina e eosina de coloração revelou que folhetos de válvulas em transplantes síngênicos após sete dias estavam estruturalmente intactos sem sinais de inchaço edematoso. A integridade estrutural do folheto da válvula após o transplante foi confirmada ainda pela Imunohistoquímica para atoíneo muscular liso e CD31.Os folhetos da válvula aórtica são muito delicados. É importante manuseá-los com muito cuidado sem danificar as válvulas. Subcapsular renal, transplante de válvula cardíaca simplifica o transplante heterotópico da válvula cardíaca.Isso permitirá que pesquisadores com capacidade microcirúrgica limitada explorem a imunobiologia do transplante de válvulas cardíacas.

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Research

JoVE Journal

Medicine

Medicina

O rato modelo de transplante cardíaco heterotópico tem sido comprovada por muitos pesquisadores de ser um método importante para o estudo dos mecanismos de rejeição e de resposta imune. No entanto, as técnicas envolvidas são ainda um desafio. Ao modificar as técnicas padrão que temos tido sucesso com mais de 1.000 transplantes.

Transplante cardíaco heterotópico em ratos

O modelo de transplante de coração de murídeo cervical é bem adequado para imunológico, bem como estudos de lesão de reperfusão de isquemia. Nós modificamos o procedimento usando uma técnica cuff não sutura e realizou mais de 1.000 transplantes de sucesso com essa abordagem.  Aqui, nós fornecemos mais detalhes desta técnica para complementar o vídeo.

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Um método modificado para heterotópico Rato coração transplante

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O transplante de válvula pulmonar Usando um modelo do rato de Heterotópica Transplante de Coração

A técnica do manguito encurta e facilita o modelo de transplante cardíaco cervical heterotópico em camundongos, evitando anastomoses de sutura tecnicamente desafiadoras de pequenos vasos. Os detalhes técnicos mostrados neste vídeo devem permitir que as pesquisas estabeleçam esse modelo em seus laboratórios.

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Para estudar o alotransplante combinado de órgãos sólidos e compostos vascularizados, descrevemos um novo modelo heterotópico de transplante de parede torácica, timo e coração em camundongos usando uma técnica de manguito cervical sem sutura.

A Microsurgical Modelo Novel para heterotópico, em bloco da parede torácica, Thymus, e Transplante Cardíaco em Ratos

Descrevemos um modelo de transplante de coração abdominal heterotópico em ratos, implicando modificações nas estratégias atuais, que levam a uma abordagem cirúrgica simplificada. Além disso, descrevemos um novo modelo de rejeição pela injeção in-ear de células musculares cardíacas vitais, permitindo novas análises imunológicas de transplante em ratos.

Um modelo imunológico para transplante heterotópico de células cardíacas e cardíacas em ratos

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Reconstrução do circuito sanguíneo em um modelo de transplante de coração de rato abdominal

No presente protocolo, um modelo de transplante cardíaco em camundongos é utilizado para investigar o mecanismo de rejeição do enxerto cardíaco. Neste modelo heterotópico de transplante cardíaco, a eficiência da operação é melhorada, e a sobrevida dos enxertos cardíacos é garantida por uma anastomose cervical término-terminal do implante cardíaco usando uma técnica de Cuff modificada.

Técnica de Cuff Modificada para Modelo de Transplante Cardíaco Heterotópico Cervical:

Este estudo demonstra uma técnica reprodutível de transplante cardíaco abdominal heterotópico em ratos que iniciantes podem aprender e executar. Além disso, um novo modelo de regurgitação aórtica em ratos é gerado pela realização de transplante cardíaco abdominal heterotópico e lesão da valva aórtica do doador usando fio-guia após a coleta.

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Transplante cardíaco de camundongo heterópico cervical usando a técnica de anastomose ponta a lateral para estudar imunologia de transplante

Aprenda um método simplificado de transplante heterotópico de válvula aórtica em ratos para estudar alorreatividade e imunobiologia de válvulas cardíacas. Esta técnica facilita pesquisas em transplantes cardiovasculares.

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