Name: Rotulagem seletiva de proteínas de superfície celular usando Dyes CyDye DIGE Fluor Minimal (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2008-11-26T00:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 43 s
Description: Aprenda a rotular proteínas de superfície celular usando CyDye DIGE Fluor Minimal sem fracionamento. Este método permite detectar proteínas de baixa abundância e estudar diferenças na expressão com eletroforese bidimensional.

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Agradecemos a Professor Dontscho Kerjaschki, Corina Mayrhofer e Sigurd Krieger no Instituto de Patologia Clínica, Universidade de Viena, na Áustria, por sua colaboração.

Cultura de células <ol><li> Cultivar células de ovário de hamster chinês (CHO-K1), utilizando os procedimentos padrão de cultura de células em F-12 com meio Ham Glutamax I contendo 10% de soro fetal bovino, 50 U / ml de penicilina, e 50 mcg / ml de sulfato de estreptomicina (Invitrogen). </li><li> Trocar o meio de cultura sem soro para meios de comunicação. Proteínas rótulo superfície da célula foram em momentos diferentes com CyDye DIGE Fluor Cy3 ou Cy5 corantes mínimo (ver secção Labeling superfície celular, abaixo). </li><li> Piscina números iguais de células de cada momento e etiqueta com CyDye DIGE Fluor Cy2. Usá-los como um padrão interno para cada gel 2-D. </li><li> A maioria dos experimentos podem ser realizados com células CHO-K1, mas fibroblastos de rato embrião (L1 3T3) e linfoblastos rato ascite linfoma (EL4) também pode ser usada (dados não mostrados). </li><li> Crescer os dois últimos tipos de células em DMEM com Glutamax II, mas, caso contrário, use condições idênticas usada para as células CHO-K1. </li></ol> Rotulagem superfície celular <ol><li> Cuidadosamente separar células aderentes não enzimaticamente, contando e dividindo-se alíquotas de 5-10 células x106. Para células cultivadas em suspensão, omita o passo destacando. </li><li> Centrifugar a suspensões de células em cerca de 800 xg por 5 minutos. Remover o sobrenadante contendo o meio. </li><li> Lavar as pelotas por resuspendion em solução 1 ml de gelo frio Hank salina balanceada (HBSS) pH 8.5. Centrifugado a 800 xg, a 4 ° C por 2 minutos. </li><li> Remover o sobrenadante e ressuspender o pellet celular em 200 mL de buffer rotulagem gelada (HBSS pH 8.5, 1 M uréia). </li><li> Rótulo as células intactas com 600 pmol CyDye corantes DIGE Fluor mínimo por 20 minutos no gelo no escuro. </li><li> Saciar a reação pela adição de 20 l 10 mM de lisina. Incubar por 10 minutos. </li><li> Lavar a superfície marcada com células duas vezes por ressuspensão em 500 mL pH HBSS 7,4, seguido por centrifugação a 800 xg, a 4 ° C por 2 minutos. </li></ol> Lise celular e fracionamento <ol><li> Lisar a superfície marcada com células em 150 mL tampão de lise fria (7 uréia M, 2 M tiouréia, 4% CHAPS, 30 mM Tris, pH 5 mM de acetato de magnésio 8,5). Deixe na geladeira por pelo menos 1 h com vórtex ocasionais. </li><li> Centrifugar a lisados ​​em 10 000 xg, a 4 ° C por 5 minutos. Transfira o sobrenadante para um novo tubo. Esta amostra é a amostra não fracionada contendo todas as proteínas celulares. </li><li> Em paralelo, lave pellets de células, como acima, então fracionar (usando um kit de fracionamento de membrana, Pierce) em membrana e frações citosólica antes de 2-D eletroforese em gel. A fração de membrana contém proteínas da membrana interna e da superfície celular. </li><li> Para efeito de comparação, seguem o padrão Ettan procedimento DIGE 3, e lise, rótulo, e, finalmente, fracionar as células. Determinar a concentração de proteína nas amostras utilizando a 2 - D Quant Kit (GE Healthcare). </li></ol> 2-D electrophoresis <ol><li> Reidratar géis DryStrip Immobiline, pH 3-11NL (24 cm) usando bandeja DryStrip Immobiline Reswelling, 24 cm em 450 mL de solução DeStreak Reidratação (0,5% IPG Buffer) durante a noite. </li><li> Aplicar o CyDye marcado amostras (correspondente a 50 mg de proteína total) para Immobiline DryStrip carregando géis copo anódica no coletor e realizar focalização isoelétrica (IEF), utilizando Ettan IPGphor II Sistema IEF acordo com as instruções. </li><li> Depois IEF, equilibrar as tiras em duas etapas e coloque em cima de grandes dimensões (26 x 20 cm) géis de poliacrilamida 12,5% (SDS-PAGE). Sobreposição com agarose 0,5% (em tampão de corrida contendo azul de bromofenol). Executar 2-D electrophoresis usando Ettan DALTtwelve Sistema Vertical Grande a 5 W / gel por 30 min, e depois de 15 W / gel até que a frente de corante atinge o fundo do gel. </li></ol> De imagem e análise de dados <ol><li> Depois de completar 2-D electrophoresis, digitalizar os géis para Cy2, Cy3 ou Cy5 usando um Typhoon 9410 Imager modo variável. </li><li> Compare os mapas no local a partir de frações de membrana, frações citosólica e não-fracionada amostras usando DeCyder 2-D Software Análise Diferencial 4. </li></ol> Pós-coloração <ol><li> Depois de imagem, prata manchar o gel de acordo com procedimento padrão 5. </li></ol> Identificação de proteínas <ol><li> Crescer, colheita, lavagem e lisar quantidades preparativa (aproximadamente 1 mg de proteína total de 10 x106 células CHO) de células, como descrito acima para uma amostra não-fracionada. Use uma amostra Cy5 superfície da célula marcada (veja acima) como um pico, e aplicado em conjunto com os montantes unlabelled preparativa de proteínas. </li><li> Realização de eletroforese 2-D, como descrito acima, mas desta vez, aplly 600 mg de células unlabeled lisado em conjunto com 50 mg de superfície celular rotulados pico anódica por aplicação copo. Use os marcadores de referência para permitir escolher ponto correto, e coloque aentre as placas de vidro antes de lançar gel acordo com as recomendações 3. </li><li> Digitalizar o gel em Cy5 canal para obter as células Cy5 mapa de locais de superfície, seguido por coloração de proteínas totais utilizando proteína total Deep Purple mancha 3. </li><li> Partida em conjunto os dois mapas no local usando o DeCyder 2-D de software e criar uma lista de seleção para todos os pontos correspondentes às cinco Cy proteínas de superfície celular rotulados. Escolha proteínas da superfície celular usando a estação de tratamento de Ettan spot, extrair as fichas gel, e usando o digestor trypsinate Ettan. Identificar utilizando MALDI-TOF espectrometria de massa. </li></ol> Tabela 1. Ettan Um experimento DIGE foi realizada utilizando amostras de soro de células esgotados rotuladas de acordo com o protocolo de rotulagem da superfície celular da proteína na figura 1. <table style="width: 517px; height: 139px;" border="1" cellspacing="0" cellpadding="0"><tbody><tr><td style="text-align:center; font-weight:bold"> Amostra </td><td style="text-align:center; font-weight:bold"> Tempo de esgotamento do soro </td><td style="text-align:center; font-weight:bold"> Rotulados com CyDye </td><td style="text-align:center; font-weight:bold"> Número de gel </td></tr><tr><td style="text-align:center;"> 1 </td><td style="text-align:center;"> - </td><td style="text-align:center;"> Cy 3, 2 Cy </td><td style="text-align:center;"> 1 </td></tr><tr><td style="text-align:center;"> 2 </td><td style="text-align:center;"> 30 minutos </td><td style="text-align:center;"> Cy 5, 2 Cy </td><td style="text-align:center;"> 1 </td></tr><tr><td style="text-align:center;"> 3 </td><td style="text-align:center;"> 2 horas </td><td style="text-align:center;"> Cy 3, 2 Cy </td><td style="text-align:center;"> 2 </td></tr><tr><td style="text-align:center;"> 4 </td><td style="text-align:center;"> 4 horas </td><td style="text-align:center;"> Cy 5, 2 Cy </td><td style="text-align:center;"> 2 </td></tr><tr><td style="text-align:center;"> 5 </td><td style="text-align:center;"> 16 horas </td><td style="text-align:center;"> Cy 5, 2 Cy </td><td style="text-align:center;"> 3 </td></tr></tbody></table>

<ol><li>Jang, J. H., Hanash, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Profiling+of+the+cell+surface+proteome%5BTitle%5D)+AND+%22Proteomics%22%5BJournal%5D)">Profiling of the cell surface proteome.</a> Proteomics. 3, 1947-1954 (2003).</li>
<li>Shin, B. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+profiling+of+the+cell+surface+proteome+of+cancer+cells+uncovers+an+abundance+of+proteins+with+chaperone+function%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Global profiling of the cell surface proteome of cancer cells uncovers an abundance of proteins with chaperone function.</a> J Biol Chem. 9, 7607-7616 (2003).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ettan+DIGE+System+User+Manual%5BTitle%5D)+AND+%22GE+Healthcare+user+manual+18-1164-40%22%5BJournal%5D)">Ettan DIGE System User Manual.</a> GE Healthcare user manual 18-1164-40. , (2006).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DeCyder+2-D+Differential+Analysis+Software+v+6.0.+GE+Healthcare+data+file+11-0011-98+Edition+AA%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">DeCyder 2-D Differential Analysis Software v 6.0. GE Healthcare data file 11-0011-98 Edition AA.</a> , (2004).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((2-D+Electrophoresis+using+immobilized+pH+gradients%2C+principles+and+methods%5BTitle%5D)+AND+%22GE+Healthcare+handbook+80-6429-60+Edition+AB%22%5BJournal%5D)">2-D Electrophoresis using immobilized pH gradients, principles and methods.</a> GE Healthcare handbook 80-6429-60 Edition AB. , (2002).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CyDye+DIGE+fluors+and+labeling+kits.+GE+Healthcare+data+file+18-1164-84+Edition+AB%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">CyDye DIGE fluors and labeling kits. GE Healthcare data file 18-1164-84 Edition AB.</a> , (2003).</li>
<li>Mayrhofer, C., Krieger, S., Allmaier, G., Kerjaschki, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DIGE+compatible+labeling+of+surface+proteins+on+vital+cells+in+vitro+and+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Proteomics%22%5BJournal%5D)">DIGE compatible labeling of surface proteins on vital cells in vitro and in vivo.</a> Proteomics. 2, 579-5785 (2006).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+labeling+of+cell-surface+proteins+using+CyDye+DIGE+Fluor+minimal+dyes.+GE+Healthcare+Application+Note+11-0033-92+Edition+AB%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Selective labeling of cell-surface proteins using CyDye DIGE Fluor minimal dyes. GE Healthcare Application Note 11-0033-92 Edition AB.</a> , (2005).</li>
</ol>

Concentração de proteína Uma visão geral dos dois fluxos de trabalho rotulagem é mostrado na Figura 1. Uma vez que as células ainda estão intactas quando rotuladas de acordo com o protocolo de rotulagem de proteína da superfície celular, apenas as proteínas de superfície das células são expostas ao corante. No padrão Ettan DIGE protocolo, as células são lisadas antes de rotulagem e proteínas tanto dentro como fora da célula são rotulados (Fig. 1). A quantidade relativa de corante à proteína no...

<table><tbody><tr><td>Kit CyDye DIGE, 2 nmol</td><td>Reagente</td><td>GE Healthcare</td><td>28-9345-30</td><td></td></tr><tr><td>Kit 2-D Quant</td><td>Reagente</td><td>GE Healthcare</td><td>80-6484-51</td><td></td></tr><tr><td>Tampão IPG pH 3-11NL</td><td>Reagente</td><td>GE Healthcare</td><td>17-6004-40</td><td></td></tr><tr><td>Fita Seca Immobiline pH 3-11NL, 24 cm</td><td>Reagente</td><td>GE Healthcare</td><td>17-6003-77</td><td></td></tr><tr><td>IPGbox</td><td>Ferramenta</td><td>GE Healthcare</td><td>28-9334-65</td><td></td></tr><tr><td>Kit IPGbox</td><td>Ferramenta</td><td>GE Healthcare</td><td>28-9334-92</td><td></td></tr><tr><td>Solução de Reidratação DeStreak</td><td>Reagente</td><td>GE Healthcare</td><td>17-6003-19</td><td></td></tr><tr><td>Fluido de Cobertura para Fita Seca Immobiline</td><td>Reagente</td><td>GE Healthcare</td><td>17-1335-01</td><td></td></tr><tr><td>Unidade Ettan IPGphor 3 IEF</td><td>Instrumento</td><td>GE Healthcare</td><td>11-0033-64</td><td></td></tr><tr><td>Manifold Ettan IPGphor</td><td>Componente de instrumento</td><td>GE Healthcare</td><td>80-6498-38</td><td></td></tr><tr><td>Formador de Gel Ettan DALTtwelve</td><td>Ferramenta</td><td>GE Healthcare</td><td>80-6467-22</td><td></td></tr><tr><td>Unidade de Separação Ettan DALTtwelve e Fonte de Alimentação/Unidade de Controle</td><td>Instrumento</td><td>GE Healthcare</td><td>80-6466-46</td><td>Unidade 230 V: 80-6466-27</td></tr><tr><td>Imager de Modo Variável Typhoon 9410</td><td>Instrumento</td><td>GE Healthcare</td><td>63-0055-81</td><td></td></tr><tr><td>Coletor de Manchas Ettan</td><td>Instrumento</td><td>GE Healthcare</td><td>18-1145-28</td><td></td></tr><tr><td>Digestor Ettan</td><td>Instrumento</td><td>GE Healthcare</td><td>18-1142-68</td><td></td></tr><tr><td>Dispensador Ettan</td><td>Instrumento</td><td>GE Healthcare</td><td>18-1142-67</td><td></td></tr><tr><td>Ettan MALDI-TOF</td><td>Instrumento</td><td>GE Healthcare</td><td>18-1142-33</td><td></td></tr><tr><td>Software de Análise Diferencial Bidimensional DeCyder</td><td>Outro</td><td>GE Healthcare</td><td>28-4012-01</td><td></td></tr><tr><td>Software de Análise ImageQuant</td><td>Outro</td><td>GE Healthcare</td><td>28-9236-62</td><td></td></tr><tr><td>Ureia</td><td>Reagente</td><td>GE Healthcare</td><td>17-1319-01</td><td></td></tr><tr><td>CHAPS</td><td>Reagente</td><td>GE Healthcare</td><td>17-1314-01</td><td></td></tr><tr><td>Ditiotreitol (DTT) PlusOne</td><td>Reagente</td><td>GE Healthcare</td><td>17-1318-01</td><td></td></tr><tr><td>Bromofenol Azul</td><td>Reagente</td><td>GE Healthcare</td><td>17-1329-01</td><td></td></tr><tr><td>Tris</td><td>Reagente</td><td>GE Healthcare</td><td>17-1321-01</td><td></td></tr><tr><td>Dodecilsulfato de Sódio (SDS)</td><td>Reagente</td><td>GE Healthcare</td><td>17-1313-01</td><td></td></tr><tr><td>Glicerol 87% PlusOne</td><td>Reagente</td><td>GE Healthcare</td><td>17-1325-01</td><td></td></tr><tr><td>ReadySol IEF 40% T, 3% C PlusOne</td><td>Reagente</td><td>GE Healthcare</td><td>17-1310-01</td><td></td></tr><tr><td>TEMED PlusOne</td><td>Reagente</td><td>GE Healthcare</td><td>17-1312-01</td><td></td></tr><tr><td>Persulfato de Amônio PlusOne</td><td>Reagente</td><td>GE Healthcare</td><td>17-1311-01</td><td></td></tr><tr><td>Glicina PlusOne</td><td>Reagente</td><td>GE Healthcare</td><td>17-1323-01</td><td></td></tr><tr><td>Preparação de Amostra 2-D para proteínas de membrana</td><td>Reagente</td><td>Pierce, Thermo Scientific</td><td>89864</td><td></td></tr><tr><td>Sulfato de estreptomicina</td><td>Reagente</td><td>Invitrogen</td><td>15140-122</td><td></td></tr></tbody></table>

rotulagem seletiva de proteínas de superfície celular usando dyes cydye dige fluor minimal

Selective Labelling of Cell-surface Proteins using CyDye DIGE Fluor Minimal Dyes

Proteínas de superfície são fundamentais para a capacidade da célula para reagir ao seu ambiente e interagir com as células vizinhas. Eles são conhecidos por serem indutores de quase todos os de sinalização intracelular. Além disso, eles desempenham um papel importante na adaptação ambiental e tratamento de drogas, e muitas vezes são envolvidos na patogênese da doença e patologia (1). Interações proteína-proteína são intrínsecos a vias de sinalização, e para ter mais conhecimento nesses processos biológicos complexos, métodos sensíveis e confiáveis ​​são necessárias para estudar as proteínas de superfície celular. Eletroforese bidimensional (2-D) é amplamente utilizado para detecção de biomarcadores e outros alvos em amostras de proteínas complexas para estudar mudanças diferencial. Proteínas da superfície celular, em parte devido à sua baixa abundância (1 2% de proteínas celulares), são difíceis de detectar, em um gel 2-D sem fracionamento ou algum outro tipo de enriquecimento. Eles também são muitas vezes mal representado em 2-D gels devido à sua natureza hidrofóbica e alto peso molecular (2). Neste estudo, apresentamos um novo protocolo para células intactas usando corantes CyDye DIGE Fluor mínima para a rotulagem específica e detecção deste importante grupo de proteínas. Os resultados mostraram rotulagem específica de um grande número de proteínas de superfície celular com rotulagem mínima de proteínas intracelulares. Este protocolo é rápido, simples de usar, e os três corantes CyDye DIGE Fluor mínima (Cy 2, 3 e Cy Cy 5) pode ser usado para rotular as proteínas da superfície celular. Esses recursos permitem a multiplexação usando o 2-D Eletroforese Gel Fluorescence Difference (2-D DIGE) com tecnologia Ettan DIGE e análise das mudanças da proteína expressão usando DeCyder 2-D Software Análise Diferencial. O nível de proteínas da superfície celular foi seguido durante a inanição de soro de células CHO para vários comprimentos de tempo (ver Tabela 1). Pequenas mudanças em abundância foram detectados com alta precisão, e os resultados são apoiados por métodos estatísticos definidos.

Um método simples e específica foi demonstrada para marcação fluorescente e detecção aprimorada de proteínas de superfície das células sem uma etapa de fracionamento. Abundância diferencial de proteínas de superfície celular foi analisada através de eletroforese bidimensional (2-D) e Ettan ™ tecnologia DIGE.

Rotulagem seletiva de proteínas de superfície celular usando Dyes CyDye DIGE Fluor Minimal

As proteínas de superfície são fundamentais para a capacidade da célula de reagir ao seu ambiente e de interagir com células vizinhas. Sabe-se que elas são indutoras de...

Meu nome é Maria e eu trabalho na Y Healthcare em NOS, na Suécia. As proteínas da superfície celular estão frequentemente envolvidas na comunicação entre células e seu ambiente, sendo, portanto, de particular interesse na pesquisa, com o objetivo de obter maior compreensão sobre doenças, bem como outras variações biológicas induzidas por alterações no ambiente celular. Neste vídeo, vou mostrar a vocês um protocolo simples de marcação da superfície celular por método de desvio lateral, permitindo enriquecer visualmente essas proteínas de baixa abundância sem reforço físico e estudar as diferenças dessas proteínas de superfície celular com a tecnologia.Se você achar essa tecnologia interessante, pode encontrar mais informações no manual 2D. Além disso, temos uma nota de aplicação sobre este tópico específico, que você pode baixar do job. No protocolo de marcação da superfície celular mostrado acima, você marca as células enquanto elas ainda estão intactas. Durante o processo de marcação, o corante terá acesso apenas às proteínas da superfície celular.Após a etapa de marcação, as células são analisadas para verificar a marcação específica na superfície celular. A amostra marcada foi f

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Biologia

CFSE covalentemente rótulos de longa duração de moléculas intracelulares com o corante fluorescente, carboxifluoresceína. Como tal, quando uma célula se divide CFSE marcado, a sua progenitura têm metade da quantidade de fluorescência, que pode assim ser utilizada para avaliar a divisão celular. Este artigo descreve os procedimentos normalmente utilizados para a rotulagem linfócitos mouse com CFSE.

O Uso de diacetato carboxifluoresceína Succinimidyl Ester (CFSE) para monitorar a proliferação de linfócitos

O sucesso no uso de corantes de rastreamento celulares para monitorar a função de células imunes e proliferação envolve várias etapas críticas. Descrevemos métodos para: 1) a obtenção de brilhante, uniforme, reprodutível etiqueta ing com corantes de membrana, 2) selecção de fluorocromos e condições de aquisição de dados, e 3) a escolha de um modelo para quantificar a proliferação de células com base na diluição de corante.

Optimizado coloração e Proliferação Métodos de Modelagem para Monitoramento Divisão Celular usando Corantes Rastreamento celulares

Descreve-se um método para marcar a proteína na superfície de neurónios vivos utilizando um anticorpo policlonal específico para epitopos extracelulares. A proteína ligada pelo anticorpo na superfície da célula e subsequentemente internalizados através de endocitose podem ser distinguidas a partir de proteína restante na, ou vendidas para, a superfície durante a incubação.

Rotulagem diferencial de superfície celular e internalizado Proteínas após Anticorpo Alimentação da Vivo Cultivadas neurônios

Descrevemos aqui um método para identificação de proteínas de ligação a pequenas moléculas usando marcação de fotoafinidade. A vantagem dessa técnica é que a ligação e a marcação covalente das proteínas-alvo ocorrem dentro do ambiente celular vivo, removendo o risco de interromper a estrutura da proteína nativa e as condições de ligação na lise celular.

Identificação de pequenas proteínas de ligação da molécula em um Cellular ambiente nativo por célula vivo fotoafinidade Labeling

Os linfócitos são os principais atores nas respostas imunes adaptativas. Aqui, apresentamos um protocolo de purificação de linfócitos para determinar as funções fisiológicas das moléculas desejadas na ativação de linfócitos in vitro e in vivo. Os procedimentos experimentais descritos são adequados para comparar as capacidades funcionais entre linfócitos controle e geneticamente modificados.

Isolamento e Activação de Linfócitos murinos

A imagem em células vivas das células sanguíneas marcadas na circulação ocular pode fornecer informações sobre inflamação e isquemia na retinopatia diabética e degeneração macular relacionada à idade. É descrito um protocolo para rotular as células do sangue e imagem das células rotuladas na circulação da retina.

Etiquetagem de corantes fluorescentes de eritrócitos e leucócitos para estudar a dinâmica do fluxo na circulação da retina do mouse

Aqui, apresentamos um protocolo para multi cor localização das proteínas de membrana única em organelas de células vivas. Para anexar fluorophores, auto rotulação de proteínas são utilizadas. Proteínas, localizadas em compartimentos diferentes membranas da organela a mesma, podem ser localizadas com precisão de ~ 18 nm.

Localização de cor multi microscopia de proteínas de membrana única em organelas de células de mamíferos vivas

Aqui, apresentamos um protocolo para avaliar a homogeneidade de rotulagem para cada espécie de proteína em uma amostra de proteína complexa a nível da molécula.

Quantificação de Proteome-largo de rotulagem homogeneidade a nível da molécula

O protocolo descreve rotulagem específica de nucleóides mitocondriais com uma mancha de gel de DNA comercialmente disponível, aquisição de série de lapso de tempo de células rotuladas ao vivo por microscopia de iluminação estruturada de super resolução (SR-SIM) e rastreamento automático do movimento nucleóide.

Rotulagem específica de nucleóides mitocondriais para microscopia estruturada de iluminação com lapso de tempo

Corantes fluorescentes vitais são ferramentas essenciais para análises de imagens de células vivas na biologia moderna das células fúngicas. Este artigo detalha a aplicação de corantes fluorescentes estabelecidos e menos conhecidos para rastrear a dinâmica da membrana plasmática, endo-/exocitose e mordogênese da parede celular em fungos filamentous.

Aplicação de corantes fluorescentes seletivos da membrana e da parede de pilha para a imagem latente da Viver-pilha de fungos de Filamentous

Apresentamos um protocolo experimental e um fluxo de trabalho de análise de dados para realizar espectroscopia de correlação transversal de fluorescência de células vivas (FCCS) combinada com a transferência de energia de ressonância förster (FRET) para estudar a dinâmica do receptor de membrana em células vivas usando técnicas modernas de rotulagem de fluorescência.

Espectroscopia de fluorescência de dupla cor para estudar interação proteína-proteína e dinâmica de proteína em células vivas

Aprenda a rotular proteínas de superfície celular usando CyDye DIGE Fluor Minimal sem fracionamento. Este método permite detectar proteínas de baixa abundância e estudar diferenças na expressão com eletroforese bidimensional.

Rotulagem seletiva de proteínas de superfície celular usando Dyes CyDye DIGE Fluor Minimal

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