Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Optogenetic Стимуляция слухового нерва

14.6K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/52069

⸱

8 октября 2014 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1InnerEarLab, Department of Otolaryngology, University Medical Center Goettingen, 2Bernstein Focus for Neurotechnology, University of Goettingen, 3Auditory Systems Physiology Group, Department of Otolaryngology, University Medical Center Goettingen, 4Center for Nanoscale Microscopy and Molecular Physiology of the Brain, University of Goettingen, 5Department of Chemical, Electronic, and Biomedical Engineering, University of Guanajuato

В этой статье

Краткое содержание

Кохлеарных имплантов (ДИ) позволяют слышать прямым электрической стимуляции слухового нерва. Однако плохое частоты и разрешения, интенсивность ограничивает качество слуха с СНГ. Здесь мы опишем optogenetic стимуляции слухового нерва у мышей в качестве альтернативной стратегии для слухового исследований и разработке будущих ДИ.

Аннотация

Прямая электрическая стимуляция спиральных ганглиев (SGNs) по кохлеарных имплантов (CIS) позволяет открытый понимания речи в большинстве имплантированных глухих субъектов 1- 6. Тем не менее, звук кодирование с текущими СНГ плохое разрешение и частоту интенсивности вследствие широкого распространения тока от каждого электрода контакт активирующего большое количество SGNs вдоль оси tonotopic улитки 7- 9. Оптический стимуляции предлагается в качестве альтернативы электрической стимуляцией, что обещает более ограниченном пространстве активацию SGNs и, следовательно, более высоким разрешением по частоте кодирования. В последние годы, прямой инфракрасной подсветки улитки был использован, чтобы вызвать реакцию в слухового нерва 10. Тем не менее она требует более высоких энергий, чем электрическая стимуляция 10,11 и остается неопределенность в отношении базового механизма 12. Здесь мы опишем метод, основанный на optogenetics стимулировать SGNsс низкой интенсивности синего света, используя трансгенных мышей с нейронной выражения channelrhodopsin 2 (ChR2) 13 или вируса-опосредованной экспрессии ChR2-вариант поймать 14. Мы использовали микро-светоизлучающие диоды (μLEDs) и волоконно-связанных лазеров для стимулирования ChR2-выражающие SGNs через небольшой искусственного отверстия (cochleostomy) или круглого окна. Мы анализировали ответов на волосистой части головы записями легких вызванные потенциалы (optogenetic слуховые реагирования ствола мозга: oABR) или микроэлектродов записей от слухового пути и сравнили их с акустической и электрической стимуляции.

Введение

По данным Всемирной организации здравоохранения, 360 миллионов человек во всем мире страдают от потери слуха. В глухих субъектов, прямое электрическая стимуляция SGNs цис обеспечить открытый понимания речи в большинстве из них 1,2,4,5. Даже при том, ДИ были имплантированы в более чем 200 тысяч людей, поэтому является наиболее успешным neuroprosthesis, звук кодирования обусловлен текущими кохлеарных имплантов ограничено. ДИ на основе электрической стимуляцией с помощью определенного количества электродов, где каждый из них активирует tonotopic область слухового нерва, таким образом, минуя дисфункциональное сенсорную орган Корти в улитке. Нормальный слух слушатели могут дискриминировать более 2000 частот, однако сегодняшние ДИ использовать только до 12-22 частотных каналов 4. Это связано с широко распространенной тока от каждого стимулирующего электрода 7,9, активируя большое количество SGNs, которые представляют собой множество различных звуковых частот 8,15. Этоограничение может быть улучшена с помощью многополярного стимуляцию, но за счет более высокое энергопотребление 16,17. Их выход динамический диапазон для интенсивности звука также ограничен, как правило, ниже 6-20 дБ 4,18. По этим причинам, улучшения частоты и разрешения, интенсивность являются важными задачами для повышения производительности CI для улучшения распознавания речи в шумной обстановке, стихосложения понимания и восприятия музыки.

Другой вариант, чтобы стимулировать слуховой нерв является оптический стимуляция. Свет может быть легко направлены в целевой небольшое население SGN, обещает более пространственного ограничения, повышение разрешающей способности по частоте, а также расширение динамического диапазона, в результате чего более высоким разрешением интенсивности. Действительно, кохлеарная стимуляция инфракрасного света показал отличную частотное разрешение на животных моделях 10,11,19. Одним из недостатков этого вида стимуляции является то, что он требует более высоких энергий, чем электрической стимуляцией 10,11. Кроме того, опасения по поводу способности метода напрямую стимулировать слуховые нейроны были подняты 12,20.

В качестве альтернативы инфракрасной стимуляции, мы используем optogenetics оказывать SGNs чувствительна к свету. Optogenetics является новым подходом, который сочетает в себе генетические и оптические методы неинвазивного и специально контрольными клетками с высоким временным точностью (отзывы 21- 23). В настоящее время наиболее часто используется модальность использует выражение микробного channelrhodopsin 2 (ChR2) гена Chlamydomonas reinhardtii и их варианты, кодирующую легкую закрытого катионов канал 24. ChR2 является 7-трансмембранный-спираль белок, который, когда трансдуцированных в нейроны и активируется синим светом, выступает в качестве неселективного канал катион, таким образом, деполяризации клеток 24- 27. ChR2 был хорошо охарактеризован 24,28- 31 и многие варианты были разработаны, чтобы изменить ACTIOн спектр, стробирующие свойства и проницаемость 32,33. Целью нашей работы является установление кохлеарного optogenetics для активации слухового пути. Отметим, что optogenetic подход к стимулируют слуховой нерв требуется генетическую манипуляцию спирального ганглия для выражения channelrhodopsin. Работа с мышами и крысами позволяет использовать доступные трансгенных животных 13,34,35, которые обеспечивают экспрессию channelrhodopsin с небольшой изменчивостью вдоль оси tonotopic и через 36 животных. Сочетание условных аллелей 37 с соответствующими CRE-строк предусматривает выражения клеточно-специфической. Перенос гена в спирального ганглия других животных требует использования вируса, таких как адено-ассоциированный вирус, который является стандартным подходом в optogenetics 38, и что мы показали свою эффективность в мышей 36. Генетические манипуляции и выражение трансгенов, кодирующих чужеродные протеины несут риски для побочных эффектов, таких как IMMUпе ответы и / или распространение, угрозу состояние или даже смерть генетически модифицированных клеток. Для этой демонстрации мы используем трансгенных мышей, экспрессирующих ChR2 в спиральных нейронов ганглиев под Thy-1 промотора 13 оптически стимулировать слуховые пути. Отметим, что другие варианты channelrhodopsin могут быть использованы с той же целью, как мы показали, используя вирус-опосредованной передаче варианта поймать 14 в SGNs 39.

В то время как кохлеарная optogenetics требуется генетические манипуляции, он предлагает молекулярную настройки для оптимизации стимуляции SGN и обещания улучшить частоту и разрешение интенсивности по сравнению с электрической стимуляции. Optogenetic стимуляция слухового пути очень важен для слуха исследования. Например, он обещает успехи в изучении деятельности зависит от уточнения tonotopy в процессе разработки, в анализе потребности в спектральной интеграции в звуковой localizatионов и от степени взаимодействия частотно-специфических афферентных проекций в центральной слуховой системы.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все эксперименты, представленные в этой работе были проведены с этическими стандартами, определенными законодательством Германии для защиты подопытных животных. Университет Геттингена доска для благополучия животных и благополучия животных офис земли Нижняя Саксония утвердил эксперименты.

1 Подготовка μLED-стимулятор

  1. Для μLEDs, сначала подготовить μLED-стимулятор. Используйте синие светодиоды с 200 на 200 мкм активной поверхности (μLED см Материалы таблицу).
  2. Пайку провода к μLED. Тогда, инкапсуляции μLED и соединения, используя эпоксидный клей. Оставьте на ночь устройства, чтобы эпоксидную лекарство.
  3. Для механическая стабильность и электрическая изоляция воронку провода через тонкий стеклянный капилляр, использовать наружным диаметром 1 мм боросиликатного капилляры и запечатать переход с эпоксидной смолой (Рисунок 1D), что капиллярная могут быть установлены на механическом манипуляторе.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Tвот компромисс изготовления капсулы достаточно толстым, чтобы получить хорошую электрическую изоляцию (избегайте стимуляции артефакты), но достаточно тонким, чтобы светодиод свободно перемещаться внутри буллы и чтобы найти его на cochleostomy. Это хорошая практика, чтобы подготовить более одного светодиода.
  4. Чтобы подтвердить хорошую электрическую изоляцию, сначала подготовить чашку Петри с 0,9% NaCl и погружного 3 голыми закончившихся медных проводов в жидкость. Это служит для имитации животное с ABR электродов. Подключите провода к ABR-усилителя, а оттуда на осциллограф.
  5. Затем подключите светодиод стимулятора и погрузите его в раствор до тех пор, пока он полностью покрыты. Управлять светодиодом с импульсами (см шаг 3.1.1) при максимальном допустимым током для более 20 мин и проверьте стимуляции артефактов. Если они появляются, отбросить светодиод и попробовать новый.

2 Хирургические процедуры

  1. Используйте 4-10 недельного возраста трансгенных мышей, экспрессирующих ChR2 под Thy1.2 промоутер (строка 9В Wang и соавт. 13). Чтобы манипулировать животное и провести операцию, всегда используйте чистые и хорошо выявленных хирургические инструменты.
  2. Обезболить животных с внутрибрюшинной инъекции смеси уретана (1,32 мг / кг), ксилазина (5 мг / кг), и бупренорфин 0,1 мкг / г разводили в 0,9% стерильного раствора NaCl и поместить курсор на нагревательной пластине для поддержания тела Температура, при 37 ° С. С этой дозы, анестезия обычно длится в течение всего экспериментального протокола.
    1. Начиная 10 мин после первоначальной проверки индукции анестезии для признаков возбуждения со стороны лапы отмены рефлекса. В случае движений, применять поддерживающие дозы уретана (0,66 мг / кг) и бупренорфин (0,05 мкг / г), разведенного в 0,9% стерильного раствора NaCl (без ксилазина). Опять проверить лапа снятие рефлекс и исходить только если рефлекс отсутствует.
  3. Тщательно брить позадиушной область в подготовке разреза. Используйте позадиушнойподходить для достижения буллу (воздух, содержащих полости среднего уха).
    1. С микро щипцы тщательно анализировать и / или удалить часть мышц шеи, например, подкожная, Грудино и лестничных мышц.
    2. Найти и раскрыть Булла (рисунок 1А). Определить буллу как костной структуры с характерным сферической формы с кольцом на поверхности BULLA, что указывает на вставку барабанной перепонки (фиг.1А). Сделайте отверстие кончиком инсулина иглу чуть ниже этого кольца. Начать там, удалить кости, который охватывает буллу с тонкой кусачки (грызун) или microforceps таким образом, что promontorium улитки подвергается (Фигура 1В).
  4. Для cochleostomy, мягко сбрить костную капсулу, чтобы открыть небольшое окно (cochleostomy: ~ 500-800 мкм), заботясь, чтобы оставить нетронутыми Мембранный лабиринт (Рисунок 1В). Выполните cochleostomy на втором кохлеарнойповернуть, поскольку это достаточно далеко от stapedial артерии и от вершины. Открытие вершины может производить разрыв улитки включая перелом Modiolus.
  5. Для круглого вставки окна оптического волокна или μLED-имплантата до барабанной лестницы, тщательно увеличить круглого окна нишу, царапая костлявую нишу кончиком острым скальпелем (число лезвие 11 является хорошим вариантом). Всегда используйте новое лезвие или скальпель. Будьте очень осторожны, так как stapedial артерии проходит очень близко к круглым окном (Рисунок 1В).

3 Оптический Стимуляция Использование двух подходов

  1. Для transcochlear стимуляции, используйте μLEDs или волокна в сочетании лазера.
    1. Установите капилляр, несущий μLED на механическом манипуляторе и тщательно позиционировать μLED на cochleostomy. Использование oABR, вызванное 3-10 мс длительного стимуляции от источника тока (как правило, 5-40 мА при 2,7 В) на 1-5 Гц, в качестве средства оптимизации положение и илиразориентировки из μLED.
    2. Для лазерной стимуляции, использовать нм лазер 473 непрерывного излучения и оптического волокна (см Материалы) 250 мкм. Пара оптическое волокно с синим лазерным источником, который идеально обеспечивает быстрый аналоговый контроль мощности (иначе использовать акустооптическое устройство или быстрый затвор для определения оптической стимул). Использование микроманипулятора, найдите кончик волокна непосредственно на cochleostomy и исправить его там с помощью стоматологического цемента (transcochlear стимуляции).
  2. Для intracochlear стимуляции, вставьте волокно через круглое окно в барабанной лестницы. Затем с помощью 3-10 мсек лазерных импульсов 10-30 мВт (мощности производства волокна) на 1-5 Гц, чтобы выявить oABR. Большая амплитуда oABR позволяет экспериментатору наблюдать oABR вызываемую одиночных стимулов на экране осциллографа для оптимизации положения и ориентации излучателя (μLED или волокна), используя амплитуду oABR как считывания.
  3. После того, как хорошо oABR были достигнуты, зафиксировать волокно с cyanoacrylate клей или зубной цемент и ждать, пока клей не затвердеет.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Это нормально наблюдать некоторое количество жидкости выходит из улитки. Однако, чтобы избежать проблем с полимеризации цемента, желательно, чтобы высушить регион, используя тонкие хлопковые фитили.

4. Записи oABR

  1. Вставьте игольчатые электроды под ушной раковины, на вершине и на спине около ног и подключите их к усилителю.
  2. Amplify разность потенциала между вершиной и сосцевидного подкожных игл. Образец со скоростью 50 кГц и фильтр (1-10,000 Гц). Визуализация разности потенциала на осциллографе в идеале около установки записи для оптимизации положение оптического стимулятора. Используйте сигнала усреднение (50-1,000x) и хранить данные на компьютере для автономного анализа.

5. Записи оптически Вызванные Часовой потенциалов поля

  1. Поместите животное в стереотаксической рамки. Использование щипцов центМитинг потяните кожу, покрывающий череп и выполнить средний разрез с ножницами примерно простирается от между глаз до точки, где мышцы шеи придают черепа.
    1. Отражение кожу с боков. Вырезать надкостницу продольно вдоль стреловидного шва и удалить его вбок, осторожно втирая подвергаются кости черепа с помощью ватного тампона.
  2. Расположите на заказ металлическую пластину на открытую черепа, оставляя примерно 1 мм пространство между хвостового конца пластины и лямбда. С диаметром 0,7 мм просверлить просверлить отверстие в теменной кости.
  3. Аккуратно закрутите 0,85 мм винтом диаметром - в качестве ссылки для потенциалов, записанных от нижнего холмика (IC) - проведение винт щипцами, пока винт не надежно закреплены. Обеспечить хороший контакт между винтом и твердой мозговой оболочки, не проникая в мозг. Клей винт и металлическую пластину на череп с цианакрилатного клея.
  4. Ослабить пЭк мышцы мягко из черепа. Потяните мышцы шеи каудально для ок 1-2 мм. Определить пересечение верхнего сагиттального синуса (SSS) и поперечного синуса (TS). При необходимости, увеличить прозрачность черепа увлажнением кость с физиологическим раствором NaCl.
    1. Определите IC у мышей, как лежал прямо каудальнее SSS и TS пересечения. После идентификации местоположения IC медленно и осторожно выполнить трепанацию, проходящий ок 0,5 мм рострально до 1,5 мм каудально к ТС и примерно 3 мм с боков.
    2. Избегайте травм СНО и TS, поскольку они исключают, что успешный эксперимент. Вот, проверить, был ли трепанации кости становятся рыхлыми по мягко толкая его. Использование щипцов медленно поднимите кость.
  5. С соответствующим адаптером прикрепить многоканальный массив и headstage на микроманипулятора. Для предотвращения разрушения массива многоканальной записи во время введения в СК, осторожно удалите твердую мозговую оболочкус загнутым кончиком небольшого иглы для подкожных инъекций, начиная близко к краю кости.
    1. Снимите животное от стереотаксической рамы. Закрепите металлическую пластину на баре оставаться стереотаксической фиксация. Установите записи зонда над IC и вставить его в микроскопическом управления таким образом, что самый верхний канал только видимым на поверхности.
  6. Amplify разность потенциала между отдельными каналами массива записи и опорного винта в теменной кости, образец со скоростью 32 кГц, фильтр низких частот (300 Гц) и хранить на компьютере для автономного анализа.
  7. Все животные должны быть гуманно умерщвляют по окончании процедуры до анестетика взыскания в соответствии с соответствующими руководящими принципами эвтаназии. Подходящие способы эвтаназии может включать шейки дислокации или CO 2 ингаляции.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Оптимальный cochleostomy имеет решающее значение и повышает вероятность успешного эксперимента. Это означает, что окно является регулярным, небольшой, и нет травмы внутренних кохлеарных структур. Например, кровотечение указывает повреждение сосудистой полоски. Хорошим примером представлена ​​на фиг.1В.

Использование ChR2-трансгенных мышей, ChR2 выражается в SGNs внутри улитки (Рисунок 1C). Голубая подсветка свет, либо μLED или лазера, вызыва...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Описанные эксперименты демонстрируют optogenetic стимуляцию SGNs, и может, в принципе, также могут быть использованы, чтобы стимулировать внутреннюю и / или наружных волосковых клеток, при условии, что выражение опсинов. Эти эксперименты требуют большого терпения и заботы. Как упоминалось ранее, наиболее важные шаги являются хорошим cochleostomy / круглый вставки окна, а также необходимости положение и ориентация источника света.

Есть ограничения с optogenetic стимуляции при использовании Ch...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы заявляют, что они не имеют конкурирующие финансовые интересы.

Благодарности

Эта работа была поддержана Федеральным министерством образования и научных исследований (Бернштейн Фокус для нейротехнологиям предоставить 01GQ0810, Т. Мозер, и MED-EL Германия); Немецкий исследовательский фонд через Центр наноразмерных микроскопии и молекулярной физиологии мозга (FZT 103, Т. Мозер) и через SFB889, Н. Strenzke и Т. Мозер).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
УретанSigma AldrichU2500-100GАнестетик
Ксилазин HClRXVСедативное и обезболивающее
средство БупренорфинReckitt BenckiserАнальгетик
Dumont #5 ЩипцыFine Science Tools11251-10Используется для удержания твердых тканей, например, костей или материалов. Никогда не используйте их для удержания мягких нежных тканей 
Dumont #5 - Тонкие щипцыFine Science Tools11254-20Только для удержания мягких тканей
Тонкие ножницы - SharpFine Science Tools14060-09Для раскрытия кожи и помощи при рассечении мышц
Lempert Rongeurs Fine Science Tools16004-16Они очень полезны для легкого удаления кости из буллы
лазером 473 нм Changchun New IndustriesMLL-III473100 мВт твердотельный лазер 473 нм
лазерный драйвер Changchun New IndustriesDPSSL MLL 100 мВтTTL управляемый лазерный драйвер
250 & микро; Любое коммерческое волокно; например, ThorlabsM42L05
Акустооптический модуляторCrystal Technology, Inc.PCAOM VISКонтроль количества света, связанного с волокном от лазерного
контроллера для акустооптического модулятораCrystal Technology, Inc.160T1-8SAR-24-0.8Управление акустооптическим модулятором
Solo2 лазерный измеритель мощности и энергииGentec-EOИспользуется для измерения интенсивности света светодиода и волоконно-сопряженного лазера
Blue & LEDCreeC470UT200Необходимо построить несколько μ Светодиодные устройства т.к. легко повреждаются или изоляция недостаточно хороша
TDT System Tucker-Davis TechnologiesRZ6-A-P1Может быть использована любая система генерации стимулов и сбора данных
Однокорпусный, 16-канальный кремниевый зондNeuronexusa1x16-5mm-100-177-CM16LP Это хрупкие устройства, с ними нужно обращаться осторожно и чистить после использования
OmnidrillWorld Precision Instruments503598Выполнение трепанации черепа для записи IC и имплантации референсного винта
Микросверло Стальные заусенцылюбой рекламный ролик; например Fine Science Tools19007-07
Саморезной костный винтлюбой рекламный; например Fine Science Tools19010-10Референсный винтовой
микроманипуляторлюбой рекламный ролик; e. Luigs+NeumannInVivo Unit Junior 4 осиПозиционирование записывающего щупа

Ссылки

  1. Rubinstein, J. T. Paediatric cochlear implantation: prosthetic hearing and language development. Lancet. 360 (9331), 483-485 (2002).
  2. Middlebrooks, J. C., Bierer, J. A., Snyder, R. L. Cochlear implants: the view from the brain. Current opinion in neurobiology. 15 (4), 488-493 (2005).
  3. Clark, G. M. The multiple-channel cochlear implant: the interface between sound and the central nervous system for hearing, speech, and language in deaf people-a personal perspective. Philosophical transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological sciences. 361 (1469), 791-810 (2006).
  4. Zeng, F. G., Rebscher, S., Harrison, W., Sun, X., Feng, H. Cochlear implants: system design, integration, and evaluation. IEEE reviews in biomedical engineering. 1, 115-142 (2008).
  5. Wilson, B. S., Dorman, M. F. Cochlear implants: a remarkable past and a brilliant future. Hearing research. 242 (1-2), 3-21 (2008).
  6. Moore, D. R., Shannon, R. V. Beyond cochlear implants: awakening the deafened brain. Nature neuroscience. 12 (6), 686-691 (2009).
  7. Shannon, R. V. Multichannel electrical stimulation of the auditory nerve in man. II. Channel interaction. Hearing research. 12 (1), 1-16 (1983).
  8. Fishman, K. E., Shannon, R. V., Slattery, W. H. Speech recognition as a function of the number of electrodes used in the SPEAK cochlear implant speech processor. Journal of speech, language, and hearing research: JSLHR. 40 (5), 1201-1215 (1997).
  9. Kral, A., Hartmann, R., Mortazavi, D., Klinke, R. Spatial resolution of cochlear implants: the electrical field and excitation of auditory afferents. Hearing research. 121 (1-2), 11-28 (1998).
  10. Izzo, A. D., Suh, E., Pathria, J., Walsh, J. T., Whitlon, D. S., Richter, C. P. Selectivity of neural stimulation in the auditory system: a comparison of optic and electric stimuli. Journal of biomedical. 12 (2), 021008(2007).
  11. Richter, C. P., Rajguru, S. M., et al. Spread of cochlear excitation during stimulation with pulsed infrared radiation: inferior colliculus measurements. Journal of neural engineering. 8 (5), 056006(2011).
  12. Teudt, I. U., Maier, H., Richter, C. P., Kral, A. Acoustic events and “optophonic” cochlear responses induced by pulsed near-infrared laser. IEEE transactions on bio-medical engineering. 58 (6), 1648-1655 (2011).
  13. Wang, H., et al. High-speed mapping of synaptic connectivity using photostimulation in Channelrhodopsin-2 transgenic mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (19), 8143-8148 (2007).
  14. Kleinlogel, S., Feldbauer, K., et al. Ultra light-sensitive and fast neuronal activation with the Ca2+-permeable channelrhodopsin CatCh. Nature neuroscience. 14 (4), 513-518 (2011).
  15. Friesen, L. M., Shannon, R. V., Baskent, D., Wang, X. Speech recognition in noise as a function of the number of spectral channels: comparison of acoustic hearing and cochlear implants. The Journal of the Acoustical Society of America. 110 (2), 1150-1163 (2001).
  16. Donaldson, G. S., Kreft, H. A., Litvak, L. Place-pitch discrimination of single- versus dual-electrode stimuli by cochlear implant users (L). The Journal of the Acoustical Society of America. 118 (2), 623-626 (2005).
  17. Srinivasan, A. G., Shannon, R. V., Landsberger, D. M. Improving virtual channel discrimination in a multi-channel context. Hearing research. 286 (1-2), 19-29 (2012).
  18. Zeng, F. G., et al. Speech dynamic range and its effect on cochlear implant performance. The Journal of the Acoustical Society of America. 111 (1 Pt 1), 377-386 (2002).
  19. Matic, A. I., Walsh, J. T., Richter, C. P. Spatial extent of cochlear infrared neural stimulation determined by tone-on-light masking. Journal of biomedical. 16 (11), 118002(2011).
  20. Verma, R., Guex, A. A., et al. Auditory responses to electric and infrared neural stimulation of the rat cochlear nucleus. Hearing research. 310, 69-75 (2014).
  21. Fenno, L., Yizhar, O., Deisseroth, K. The development and application of optogenetics. Annual review of neuroscience. 34, 389-412 (2011).
  22. Hegemann, P., Nagel, G. From channelrhodopsins to optogenetics. EMBO molecular medicine. 5 (2), 173-176 (2013).
  23. Packer, A. M., Roska, B., Häusser, M. Targeting neurons and photons for optogenetics. Nature neuroscience. 16 (7), 805-815 (2013).
  24. Nagel, G., et al. Channelrhodopsin-2, a directly light-gated cation-selective membrane channel. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100 (24), 13940-13945 (2003).
  25. Nagel, G., Szellas, T., Kateriya, S., Adeishvili, N., Hegemann, P., Bamberg, E. Channelrhodopsins: directly light-gated cation channels. Biochemical Society transactions. 33 (Pt 4), 863-866 (2005).
  26. Nagel, G., Brauner, M., Liewald, J. F., Adeishvili, N., Bamberg, E., Gottschalk, A. Light activation of channelrhodopsin-2 in excitable cells of Caenorhabditis elegans triggers rapid behavioral responses. Current biology: CB. 15 (24), 2279-2284 (2005).
  27. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nature neuroscience. 8 (9), 1263-1268 (2005).
  28. Bamann, C., Kirsch, T., Nagel, G., Bamberg, E. Spectral characteristics of the photocycle of channelrhodopsin-2 and its implication for channel function. Journal of molecular biology. 375 (3), 686-694 (2008).
  29. Ritter, E., Stehfest, K., Berndt, A., Hegemann, P., Bartl, F. J. Monitoring light-induced structural changes of Channelrhodopsin-2 by UV-visible and Fourier transform infrared spectroscopy. The Journal of biological chemistry. 283 (50), 35033-35041 (2008).
  30. Berndt, A., Prigge, M., Gradmann, D., Hegemann, P. Two open states with progressive proton selectivities in the branched channelrhodopsin-2 photocycle. Biophysical journal. 98 (5), 753-761 (2010).
  31. Kato, H. E., et al. Crystal structure of the channelrhodopsin light-gated cation channel. Nature. 482 (7385), 369-374 (2012).
  32. Hegemann, P., Möglich, A. Channelrhodopsin engineering and exploration of new optogenetic tools. Nature methods. 8 (1), 39-42 (2011).
  33. Mattis, J., Tye, K. M., et al. Principles for applying optogenetic tools derived from direct comparative analysis of microbial opsins. Nature methods. 9 (2), 159-172 (2012).
  34. Arenkiel, B. R., Peca, J., et al. In Vivo Light-Induced Activation of Neural Circuitry in Transgenic Mice Expressing Channelrhodopsin-2. Neuron. 54 (2), 205-218 (2007).
  35. Tomita, H., Sugano, E., et al. Visual Properties of Transgenic Rats Harboring the Channelrhodopsin-2 Gene Regulated by the Thy-1.2 Promoter. PLoS ONE. 4 (11), e7679(2009).
  36. Hernandez, V. H., et al. Optogenetic stimulation of the auditory pathway. The Journal of clinical investigation. 124 (3), 1114-1129 (2014).
  37. Madisen, L., Mao, T., et al. A toolbox of Cre-dependent optogenetic transgenic mice for light-induced activation and silencing. Nature Neuroscience. 15 (5), 793-802 (2012).
  38. Yizhar, O., Fenno, L. E., Davidson, T. J., Mogri, M., Deisseroth, K. Optogenetics in neural systems. Neuron. 71 (1), 9-34 (2011).
  39. Hernandez, V. H., et al. Optogenetic stimulation of the auditory pathway. The Journal of clinical investigation. 124 (3), 1114-1129 (2014).
  40. Gunaydin, L. A., Yizhar, O., Berndt, A., Sohal, V. S., Deisseroth, K., Hegemann, P. Ultrafast optogenetic control. Nature neuroscience. 13 (3), 387-392 (2010).
  41. Klapoetke, N. C., Murata, Y., et al. Independent optical excitation of distinct neural populations. Nature methods. 11 (3), 338-346 (2014).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

2LED
Optogenetic Стимуляция слухового нерва
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.