Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Кролик Кровь-шунт Модель по изучению острой и отдаленных последствий субарахноидального кровоизлияния: Технические аспекты

13.2K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/52132

⸱

2 октября 2014 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Intensive Care Medicine, University and Bern University Hospital (Inselspital), 2Department of Neurosurgery, Kantonsspital Aarau, 3Laboratories for Neuroscience Research in Neurosurgery, Boston Children's Hospital, 4Harvard Medical School, Boston Children's Hospital, 5Department of Neurosurgery, University and Bern University Hospital (Inselspital), 6Department of Neurosurgery, University Hospital Cologne, 7Institute of Pathology, Länggasse Bern

В этой статье

Краткое содержание

Экспериментальная модель субарахноидального кровоизлияния (САК) с контролируемым внутричерепным давлением у кролика сочетает в себе стандартные процедуры — канюляцию подключичной артерии и чрескожную большую пункцию цистерны, что позволяет точно имитировать патофизиологические состояния человека после САК. Мы представляем пошаговую инструкцию и обсуждаем ключевые хирургические моменты для успешного экспериментального создания САК.

Аннотация

Рано-мозговая травма и задержкой спазм сосудов головного мозга и способствуют неблагоприятных исходов после субарахноидального кровоизлияния (САК). Воспроизводимые и управляемые модели на животных, которые имитируют оба условия в настоящее время редкость. Поэтому новые модели необходимы для того, чтобы имитировать патофизиологические условия человека в результате САК.

В настоящем отчете описаны технические нюансы кроличьей крови шунта SAH модели, которая дает контроль внутримозгового давления (ICP). Экстракорпоральной шунта помещается между артериальной системы и субарахноидальное пространство, которое позволяет контролера-независимый SAH в закрытом черепа. Шаг за шагом процедурные инструкции и необходимое оборудование, описаны, а также технических соображений выпустить модель с минимальным смертности и заболеваемости. Важные детали, необходимые для успешного хирургического создания этой надежной, простой и последовательной ПМС управлением модели SAH кролика описаны.

Введение

Аневризматическое субарахноидальное кровоизлияние (САК) является одним из самых опасных для жизни нейропатологические условия, часто приводит к постоянной неврологических повреждений или смерти 1. Прошлые исследования сосредоточены на замедленной церебрального вазоспазма (DCVS) в качестве основного этиологии неврологического дефицита, связанных с САК 2. Тем не менее, как правило, бедные клинические исходы у пациентов, страдающих от САК после лечения вазоспазма привело к расширению исследовательской внимания включить эффекты раннего черепно-мозговой травмой (EBI) после САК 3. Лучшее понимание значимости как EBI и DCVS в содействии бедных клинических исходов после САК имеет важное значение для разработки более эффективных терапевтических стратегий.

До сих пор, одноместные и двухместные инъекции аутокрови в большой цистерны был стандартным методом SAH индукции для изучения DCVS 2-6. Хотя обычно используется в предыдущих исследованиях,эта модель, скорее всего, не воспроизводит нейропатологические ключевые изменения, связанные с САК индуцированной EBI 7. В отличие от этого, эндоваскулярные перфорации, как известно, чтобы вызвать серьезные острые патофизиологических изменений, которые частично имитируют симптомы EBI 7.

В этом докладе описывается роман кролик модель САК предназначена для обеспечения расследования как EBI и DCVS, что позволяет более точно охарактеризовать SAH-индуцированной патологии 8-10. С описанной методике, стандарт цистерна модель адаптирована, подключив артериальной системы подключичной артерии и большой цистерны через экстракорпорального шунта. Кровоток, таким образом, связано с физиологией кролика и приводится в движение градиентом давления между артериальной крови и внутричерепное давление. Кровотечение останавливается, когда внутримозговое давления (ВЧД) равна диастолическое артериальное давление и кровь в системе шунта свертывается. Используя множество & #8217; ы физиология уменьшает контролера-зависимой индукции SAH, что приводит к более последовательной модели САК, что надежно производит как EBI и DCVS фенотипы 3,8-10.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Три месяца женские новозеландских кроликов весом 2,5 - 3,5 кг были использованы для этой процедуры. Исследование было проведено в соответствии с Национальными Институтами принципов здравоохранения по уходу и использованию лабораторных животных и с одобрения Care комитета животных кантона Берн, Швейцария (утверждение # 105/13). Все хирургические процедуры были выполнены в стерильных условиях на экспериментальной хирургическом институте кафедры клинических исследований в Берне университетской больницы в Берне, Швейцария. Ветеринарный врач анестезиолог мониторинг животных во время операции и в течение восстановления.

1 Подготовка животных, позиционирования и подключичной артерии катетеризации

  1. Общей анестезии у кроликов с внутримышечной инъекции кетамина (30 мг / кг; Ketalar, 50 мг / мл) и ксилазина (6 мг / кг; Xylapan 20 мг / мл) и глубина контроль анестезии путем проверки ответ кролика на вредные стимулирующимион (например, палец щепотку). Смотреть 1,7 в случае положительного ответа.
  2. Извлеките вниз нижние веки обоих глаз и применять небольшое количество мази на веки, чтобы предотвратить сухость и раздражение дальнейшее.
  3. Катетер боковую вену уха с 20 Gbutterfly venflon (20 G сосудистой катетера), исправить с помощью клейкой ленты, а также подключаться к тяжести мешка с 0,9% хлорида натрия (500 мл / 24 ч), а кетамин (40 мг / кг / ч) / ксилазина (4 мг / кг / ч) для непрерывного внутривенного (IV) анестезии. Администрировать дополнительные анальгетики каждые 15 мин IV (фентанил, 1 мкг / кг). Примечание: Избегайте летучих газов анестетиков, что связано со снижением CPP, увеличивая CBF, и уменьшающиеся мозговой скорость метаболизма кислорода 11 внутривенные анестетики обеспечивают более идеальные характеристики для neuroanesthesia сохраняя БФК и мозговой сужение сосудов, 12, который имеет верхней значение при изучении мозговой. спазм сосудов. Кроме того, хотя смертность увеличивается в SPONTaneously дыхания животных, это может лучше имитировать человеческую ситуацию острого САК.
  4. Подать кислород (1 - 2 л / мин) через защитную маску, которая позволяет в конце выдоха углекислый газ (Eţco 2) мониторинг.
  5. Установите электрокардиограмма 3 канала (ЭКГ) .Установить три подкожные электроды в треугольным расположением на брюшной стороне кролика; В частности, разместить один электрод на правую midthoracic области (с расстояния до стерильной бритой области для катетеризации подключичной артерии) и двух электродов в нижней части живота, распределенных по обе конечности.
  6. Монитор глубины анестезии каждые 15 мин во время операции, следуя частоту дыхания, частоту сердечных сокращений (ЧСС) контролируется из сигнала ЭКГ и реакции на вредных стимуляции.
  7. В случае положительного ответа на вредных стимуляции (носок щепотку), адаптировать глубину анестезии кетамином болюса (6 мг / кг) IV и ксилазина болюс (0,05 мг / кг) внутривенно и / или дополнительного обезболивания болюса с фентанила (1 тсг / кг) IV
  8. Закрепите кролика в положении лежа на спине на тело потепления пластины, наклоняя голову 20 ° вниз и, повернув его слегка контралатерально к стороне, на которой будет подвергаться подключичной артерии.
  9. применять глазную мазь и подготовить область к операции после бритья волосы над правым грудной мышцы вокруг средней трети ключицы, и над frontal-, parietal- и затылочной черепа, шеи, и над правой общей бедренной артерии.
  10. Лечить кожу в течение 3 мин с широким спектром антисептическое, например., Повидон-йода.
  11. Накройте кролика с стерильных простыней. Выполните все дальнейшие процедуры в стерильных условиях и часто применяются 4% папаверин HCl и раствором антибиотика (неомицина сульфат 5 мг / мл) местно для предотвращения артериальной спазм сосудов по манипуляции судна и местных инфекций.
  12. Проникновения грудную мышцу с местными анестетиками (лидокаин 1% максимальная 6 мг / кг). Сделать парастернальной разрез кожи и подготовитьгрудная мышца. Используя микроскоп, рассекают подключичной артерии и закрепите с проксимальной и дистальной лигатуры (4-0 polyfilament швов) вокруг открытого конца. Храните одну вязь, близкий к проксимального контроля в месте, чтобы обеспечить катетер и перевязывать сосуд дистально.
  13. Выполнение артериотомия в стенке подключичной артерии путем надреза артерию с изогнутой microscissor и иглу подключичной артерии ретроградно с небольшой intravasal 3-ходовым запорным краном. Безопасный катетер двойным узлом лигатуры к дистальной лигатуры, чтобы предотвратить скручивание или артериальный изгиб проксимальной части артерии и во избежание проскальзывания или обильным кровотечением.

2 артериального давления и артериальной крови контроля газов

  1. Подключите 3-ходовой запорный кран к I) intravasal канюли для газа артериальной крови (ABG) анализирует, рН, Пако 2, ПАО 2, бикарбонат, избытка оснований, и так 2, II) инвазивная артериальноеИзмерение давления устройство, и в) шунт.
  2. Соберите образцы крови для статуса ABG (Paco 2, ПАО 2) и постоянно контролировать стандартные сердечно-сосудистых и респираторных параметров (кровяное давление, HR, ЭКГ, частоты дыхания и в конце выдоха CO 2) и передачи данных через интерфейс аналогового выхода к аналого Конвертер цифровой / регистратор данных и магазин.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Давление будет обнуляться на уровне сердца до и после каждой сессии, и калибровка давления аналогового / цифрового преобразователя и системы регистрации данных будет сделано, как только до начала серии.

3 Базовый цифровой ангиографии вычитания

  1. Разместить поверхностной проклейки устройство (маленькая сфера) в отношении обоих челюсти углов для калибровки ангиограмму.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Это позволяет точное сравнение постфактум измерений базовой линии и следить за диаметр сосуда.
  2. Выполните цифровой вычитания ангиографии (DSA) ретроградной внутрисетевого аrterial болюсное неионных Iopamidol (0,6 мл / кг, 5 мл / сек на 2 сек) через канюлированного артерии и немедленно промойте канюли после болюсного введения с физиологическим раствором, чтобы предотвратить закупорку последнего.
  3. Получение изображений (7 изображений в 14 сек), вертебробазилярной системе, используя быстрое последовательное запись ангиографии в 5 ° влево-переднем косом положении.
  4. Проникнуть область вокруг правой общей бедренной артерии с местными анестетиками (лидокаин 1%, максимальная 6 мг / кг). Сделайте небольшой паховой разрез кожи. Используя микроскоп для визуализации, рассекают общую бедренную артерию и закрепите с проксимальной и дистальной лигатуры (4-0 polyfilament швов) вокруг открытого конца.
  5. После артериотомии, иглу бедренную артерию с оболочкой 5-F. Промойте боковую порт оболочки с физиологическим раствором.
  6. Авансовые 5-F катетер в брахиоцефальных артерий через оболочку под контролем рентгеноскопии. Создайте дорожную карту, то заранее направляющую проволоку к йэ вертебробазилярной системе. Введите болюс Неионная Iopamidol (0,6 мл / кг, 5 мл / сек в 2 сек) для DSA, как описано в шаге 3.2.

4 Вращение положении лежа

  1. После базового DSA, изменить кролика от лежа на положении лежа. Будьте осторожны, чтобы не манипулировать или переместить положение внутри артериальных катетеров.
  2. Расположите головку в головной держатель под углом 30 °, ориентированных голову.

5 цистерна Прокол

  1. Лечить кожу над головы и шеи с повидон-йода в 3 раза в течение 1 мин каждый, и самого хирургического зона с стерильных простыней.
  2. Вставьте 22 G х 40 мм педиатрической иглу спинного доступа транскутанно в большой цистерны без предварительного разреза кожи или смещения мышц.
  3. Убедитесь, что животное полностью под наркозом путем обеспечения отсутствие реакции схождение пинч до скольжения иглу вниз вдоль костной внешнего затылочного буграпока разрыв обнаружен; не толкать иглу дальше.
  4. Подтвердите правильное позиционирование иглы, наблюдая спонтанное капает спинномозговой жидкости с головой кролика отклоненным вниз под углом 20 ° в течение нескольких минут.

6 Установка внутричерепного давления и церебрального мониторинга кровотока

  1. После средней линии кожи и Galea разреза, вставить небольшой хирургической втягивающим.
  2. Сделайте три круглых остеотомий (2 мм в диаметре) с помощью высокоскоростного microdrill в лобной части черепа в соответствии с внешних ориентиров черепа (рисунок 1) 9, то есть, над обонятельной луковице и двустороннего лобной для размещения в нейромониторинг устройства, если необходимо. Используйте мм масштабную линейку, чтобы определить координаты для размещения заусенцев отверстия следующим образом: внутричерепного давления (ВЧД) мониторинг в midpupillary линии, 1:59 мм от среднесагиттальных линии; интрапаренхимальные лазер-доплеровские датчики4:56 мм впереди и сбоку от темени (Рисунок 1).
  3. Представьте твердую мозговую оболочку, а также выполнять гемостаз: использовать костный воск для костной гемостаза в силу своей тампонады действий и выполнять локальный гемостаз с использованием биполярного коагуляцию твердой мозговой оболочки.
  4. Поместите интрапаренхимальные внутричерепное давление (ICP) наконечник монитора в правой обонятельной луковицы на глубину 2 мм, а затем калибровку.
  5. Поставьте два лазерно-допплеровской флоуметрии тонкой иглой зондов, используя внешнюю систему зажима и вставьте их в соответствующие заусенцев отверстия в обоих правая и левая фронтальные полушария латеральнее желудочковой системы, т.е., в средней линии, чтобы избежать помех спинномозговой жидкости. Поместите иглу зондов на глубину 2,5 мм.
  6. После размещения нейромониторинга зондов, печать всех заусенцев отверстия толстой втулки костного воска, чтобы сохранить черепа герметичное.
  7. Измерьте базовые параметры среднего артериального давления (MAP), ICP и мозговой кровоток (CBF), используя многопараметрическое монитор и лазерно-доплеровский тканевой перфузии крови монитор четыре канала.

7 Независимый Индукционная

  1. Подключите спинальную иглу доступа в большой цистерны с ранее катетерами подключичной артерии через крови заполнены трубки контроля давления. Используйте 3-ходовой кран для измерения артериального давления и как порт забора крови.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Тяжесть САК зависит от количества крови, и можно грубо оценить по обширности субарахноидальных сгустков во время сбора урожая мозга 5,11.
  2. Постоянно не следить MAP, HR, ЭКГ, частоту дыхания и в конце выдоха CO 2 с частотой дискретизации 1 Гц от 6 мин до по крайней мере до 20 мин после САК.
  3. Убедитесь, что животное полностью под наркозом путем обеспечения отсутствие реакции палец щепотку перед открытием соединения шунта между подключичной артерии и большой цистерны, чтобы побудить САК по gradie давлениянт.
    Примечание: контролируемое САК может быть достигнуто путем закрытия шунта в любой момент времени (например, на желаемом уровне ПМС.).
  4. Запись значения устойчивого состояния в течение периода времени от примерно 15 мин.
  5. После ICP достигает своего пика, держать спинальную иглу доступа на месте, пока ICP не возвращается в устойчивом состоянии, близком к исходным значениям. Если ПМС плато сохраняется в течение более 10 секунд, или если ПМС самопроизвольно падает, закрыть шунта.
  6. Удалить CBF Тонкоигольная зондов и ПМС зонд, подключите заусенцев отверстия костного воска, удалить все катетеры (в том числе подключичной катетера, так как катетер манипуляции с последовательным кровотечения связано с высокой заболеваемостью и смертностью, и увеличивает уровень инфицированности), выполнить строгий раны орошение Неомицин сульфат и сшивать кожу.

8 послеоперационного ведения

  1. Процедура длится около 2 часов. В связи с периодом полураспада кетамина и ксилазина, времени восстановления анимыл довольно короткий - примерно 1 час. Животные находятся под нагревательным лампы во время восстановления. Дополнительные жидкости не предусмотрены. В течение этой начальной фазе восстановления после операции, применять бупренорфин 0,02 мг / кг подкожно каждые 8 ​​ч в течение 24 часов.
  2. Применить трансдермальный фентанил матричные патчи выпуская 12,5 мкг / ч в бритой области шеи животных для эффективного обезболивания в течение следующего 72 часа.
  3. Не оставляйте животное без присмотра, пока он не пришел в достаточной сознание поддерживать грудины лежачее положение.
  4. Не возвращать животное, которое претерпела хирургии в компании других животных, пока полностью не восстановился.

9 Последующие Digital ангиографии вычитания для оценки DCVS на 3-й день

  1. Выполните шаги 1,1 до 3,6, как описано выше.
  2. Усыпить животных по внутриартериального болюсной инъекции thiopenthal натрия (40 мг / кг) (Пентотал, Ospedalia AG, Хюненберге, Швейцария). В случаях, когда гистология и immunohistochemistry необходим, выполнить внутрисердечную перфузии-фиксацию при комнатной температуре при давлении перфузии 100 см H 2 O.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Шунт модель кролика кровь SAH описано в этом отчете производит EBI в гиппокампе (Фигура 2А, В), базально-коры головного мозга (Фигура 2А, В), и церебральной сосудистой сети (фиг.2С) в начале 24 ч после травмы и показывает характерный Распределение крови (Рисунок 2D) 8. Кроме того, модель вызывает умеренной до тяжелой степени DCVS на третий день после САК индукции (рисунок 3) 10. Смертность составляет 20 - 30% в свя...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Шунт модель производит патологию подобную той, которая наблюдается у человека после острого SAH 3,8,10. Было высказано предположение, что EBI может усугубить, сохранить и даже вызвать DCVS 12, и как таковой эта модель может помочь в расследовании как ранние и поздние фазы DCVS, в том числе EBI и DCVS взаимодействий следующих САК. В частности, повторяемые в естественных условиях DCVS методы мониторинга, включая суточные 13, компьютерная томография ангиография 14, и тра...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Никакой. Авторы не имеют финансовой или коммерческой заинтересованности в каких-либо используемых лекарствах, материалах или оборудовании. Никакого специального финансирования на эту работу получено не было. Авторы несут полную ответственность за дизайн и проведение представленного исследования и сообщают об отсутствии конфликта интересов в отношении материалов и методов, использованных в данном исследовании, или выводов, указанных в статье. Они подтверждают соблюдение этических норм. Исследование проводилось в соответствии с рекомендациями Национальных институтов здравоохранения по уходу и использованию экспериментальных животных и с одобрения Комитета по уходу за животными кантона Берн, Швейцария (одобрение #109/07 и #107/09).

Благодарности

Авторы благодарят Лори фон Melchner, Берн University Hospital, отделение нейрохирургии, Берн, Швейцария, для корректуры и редактирования рукопись и Paskus Иеремии, больницы Бостонской детской, Boston, MA для корректура первоначальный проект. Мы ценим умелое управление ухода за животными, анестезии, и оперативную помощь от Daniel Mettler, DVM, Макс Мюллер, DVM, Даниэль Цалокар и Ольгица Beslac, экспериментальной хирургическом институте, факультет клинических исследований, Университета Берна, Берн, Швейцария. Мы благодарим Майкла Ленч главный научный Медсестра, Департамент интенсивной терапии, Берн University Hospital и Университет Берна, Берн, Швейцария, для мониторинга данных в реальном времени и постобработки физиологических параметров. Мы благодарим Эдин Nevzati, Карл Muroi и Саломе Erhardt, за их отличную лаборатории технической и оперативной помощи.

Эта работа была поддержана Департаментом Интенсивэ Медицина, Берн University Hospital и Университета Берна, Берне, Швейцария, Департамента клинических исследований, Университета Берна, Берн, Швейцария, и Научно-исследовательский фонд от Кантонсспитал Аарау, Аарау, Швейцария. Мы благодарим Elsevier, для разрешения издавать для 1 и 2.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Оборудование
Операционный микроскопZeiss, Йена, ГерманияZeiss, OPMI-MD хирургический микроскоп
Хирургический аппаратB. Braun, ГерманияЩипцы медицинские No5; сосудистые ножницы 8 см; микроклипса 4 мм
РеспираторHugo Sachs
Машинка для стрижки волос3M Surgical Clipper Стартовый набор 9667A
Body Warm plateFHC
Анализатор газов кровиРадиометр, Копенгаген, ДанияABL 725
Кардиологический мониторингCamino Multi-Parameter Monitor, Integra, Плейнсборо, Нью-Джерси, СШАAP-05
Анализ программного обеспеченияBIOPAC Systems, Inc., Голета, Калифорния, СШАBiopac MP100 и программное обеспечение acqKnowledge, версия 3.8.1
Анализ программного обеспеченияImagePro Discovery, MediaCybernetics, Silver Spring, MD, СШАImage-Pro Plus версия 
Ангиографическая аппаратураDFP 2000 A-ToshibaMIIXR0001EAA
монитор ВЧДCamino Laboratories, Сан-Диего, Калифорния, СШАмонитор ВЧД, модель 110-4B
Монитор кровотокаOxford Optronix Ltd., Оксфорд, ВеликобританияCAL KIT
Лазерно-допплеровский флоуметрия тонкоигольные зондыOxford Optronix Ltd., Оксфорд, ВеликобританияMNP110XP, диаметр 0,48 мм
Напорная трубкаB. Braun, GermayPE 1,0 мм &; 2,0 мм
Монитор для анестезииGE Medical Systems, Швейцария Datex S5 Monitor
Material
20 G сосудистый катетерSmiths MedicalJelco i.v. катетер, REF 4057
5,5 F трехпросветный центральный венозный катетер Коннекторы, Тагельсванген, ШвейцарияСиликоновый катетер STH-C040
22 G x 40 мм игла Emergo Group Inc., Нидерланды
Высокоскоростной микробурStryker, Золотурн, Швейцария5400-15 
Костный воскEthicon, Johnson & Джонсон, Нью-Джерси, США ETHW31G
Биполярные щипцыAesculap, Inc., PA, USUS349SP 
КетаминЛюбой дженерик
КсилазинЛюбой дженерик
БупренорфинЛюбой дженерик
ФентанилЛюбой дженерик
Трансдермальный фентаниловый матрикс пластыри Любой дженерик
Лидокаин 1% Любой дженерик
4% папаверин гидрохлорид;Любой дженерик
Неомицина сульфат Research Organics Inc., Огайо, СШАЛюбой дженерик
Повидон-йод Любой дженерик
0,9% натрия хлоридЛюбой дженерик
ИопамидолAbott Laboratories, IL, СШАЛюбой непатентованный продукт
3-0 рассасывающийся шовный материалEthicon Inc., СШАVCP824G
5-0 нерассасывающийся шовный материалEthicon Inc., США8618G
4-0 полифиламентные шовные материалыEthicon Inc., СШАVCP284G
микросферный раствор

Ссылки

  1. Taylor, T. N., et al. Lifetime cost of stroke in the United States. Stroke; a journal of cerebral circulation. 27, 1459-1466 (1996).
  2. Kikkawa, Y., Kameda, K., Hirano, M., Sasaki, T., Hirano, K. Impaired feedback regulation of the receptor activity and the myofilament Ca2+ sensitivity contributes to increased vascular reactiveness after subarachnoid hemorrhage. Journal of cerebral blood flow and metabolism : official journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 30, 1637-1650 (2010).
  3. Marbacher, S., Fandino, J., Kitchen, N. D. Standard intracranial in vivo animal models of delayed cerebral vasospasm. British journal of neurosurgery. 24, 415-434 (2010).
  4. Marbacher, S., Neuschmelting, V., Graupner, T., Jakob, S. M., Fandino, J. Prevention of delayed cerebral vasospasm by continuous intrathecal infusion of glyceroltrinitrate and nimodipine in the rabbit model in vivo. Intensive care medicine. 34, 932-938 (2008).
  5. Zhou, M. L., et al. Comparison between one- and two-hemorrhage models of cerebral vasospasm in rabbits. Journal of neuroscience. 159, 318-324 (2007).
  6. Vatter, H., et al. Time course in the development of cerebral vasospasm after experimental subarachnoid hemorrhage: clinical and neuroradiological assessment of the rat double hemorrhage model. Neurosurgery. 58, 1190-1197 (2006).
  7. Lee, J. Y., Sagher, O., Keep, R., Hua, Y., Xi, G. Comparison of experimental rat models of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Neurosurgery. 65, 331-343 (2009).
  8. Marbacher, S., et al. A new rabbit model for the study of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Journal of neuroscience. 208, 138-145 (2012).
  9. Marbacher, S., et al. Outer skull landmark-based coordinates for measurement of cerebral blood flow and intracranial pressure in rabbits. Journal of neuroscience methods. 201, 322-326 (2011).
  10. Marbacher, S., et al. Extra-intracranial blood shunt mimicking aneurysm rupture: intracranial-pressure-controlled rabbit subarachnoid hemorrhage model. Journal of neuroscience. 191, 227-233 (2010).
  11. Sugawara, T., Ayer, R., Jadhav, V., Zhang, J. H. A new grading system evaluating bleeding scale in filament perforation subarachnoid hemorrhage rat model. J Neurosci Methods. 167, 327-334 (2008).
  12. Macdonald, R. L. Delayed neurological deterioration after subarachnoid haemorrhage. Nature reviews. Neurology. 10, 44-58 (2014).
  13. Zhang, Z. W., et al. Platelet-derived growth factor-induced severe and chronic vasoconstriction of cerebral arteries: proposed growth factor explanation of cerebral vasospasm. Neurosurgery. 66, 728-735 (2010).
  14. Laslo, A. M., Eastwood, J. D., Chen, F. X., Lee, T. Y. Dynamic CT perfusion imaging in subarachnoid hemorrhage-related vasospasm. AJNR. American journal of neuroradiology. 27, 624-631 (2006).
  15. Shao, Z., et al. Effects of tetramethylpyrazine on nitric oxide/cGMP signaling after cerebral vasospasm in rabbits. Brain research. 1361, 67-75 (2010).
  16. Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat. Stroke; a journal of cerebral circulation. 26, 1086-1091 (1995).
  17. Veelken, J. A., Laing, R. J., Jakubowski, J. The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats. Stroke; a journal of cerebral circulation. 26, 1279-1283 (1995).
  18. Zakhartchenko, V., et al. Cell-mediated transgenesis in rabbits: chimeric and nuclear transfer animals. Biology of reproduction. 84, 229-237 (2011).
  19. Capecchi, M. R. Gene targeting in mice: functional analysis of the mammalian genome for the twenty-first century. Nature reviews. Genetics. 6, 507-512 (2005).
  20. Flisikowska, T., et al. Efficient immunoglobulin gene disruption and targeted replacement in rabbit using zinc finger nucleases. PloS one. 6, e21045(2011).
  21. Nakajima, M., et al. Effects of aging on cerebral vasospasm after subarachnoid hemorrhage in rabbits. Stroke. 32, 620-628 (2001).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Кролик Кровь-шунт Модель по изучению острой и отдаленных последствий субарахноидального кровоизлияния: Технические аспекты
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.