Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Оценка ветвления дендритов в зубчатой ​​извилине гиппокампа области у мышей

10.2K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/52371

⸱

31 марта 2015 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1VA Palo Alto Health Care System, 2Department of Psychiatry and Behavioral Sciences, Stanford University School of Medicine, 3Department of Physical Therapy, Arkansas State University

В этой статье

Краткое содержание

Мы описываем два метода визуализации и количественной оценки дендритной арборизации в гиппокампе мышиных моделей: визуализацию в реальном времени и визуализацию с увеличенной глубиной резкости. В то время как первый метод позволяет выполнять сложные топографические трассировки и количественно оценивать степень ветвления, второй позволяет быстро визуализировать дендритное дерево.

Аннотация

Дендритная арборизация является надежным маркером для изучения структурной и функциональной целостности нейронов. Действительно, сложность и степень дендритной арборизации хорошо коррелируют с синаптической пластичностью в этих клетках. Необходим надежный метод оценки дендритной арборизации, чтобы охарактеризовать вредное воздействие неврологических расстройств на эти структуры и определить эффекты терапевтических вмешательств. Тем не менее, количественная оценка этих структур оказалась сложной задачей, учитывая их сложный и динамичный характер. К счастью, сложные методы визуализации могут быть объединены с традиционными методами окрашивания для оценки состояния дендритной арборизации, обеспечивая более надежные и оперативные средства оценки. Ниже приведен пример того, как эти методы визуализации сочетались с методами окрашивания для характеристики дендритной арборизации у мышей дикого типа. Эти дополнительные методы визуализации могут быть использованы для качественной и количественной оценки дендритной арборизации, которая охватывает довольно широкую область в области гиппокампа.

Введение

Динамические изменения в количестве и структуре синапсов являются отличительными чертами развития, старения, а также многочисленные нейродегенеративные расстройства 1-3. Способность нейронов получать и интегрировать синаптической информации зависит от дендритных морфологии и динамических изменений в синаптических соединений. Действительно, положительная корреляция существует между дендритных позвоночника и количество синапсов, которые, как повлиять на когнитивные функции 4. Таким образом, нет ничего удивительного в том, что уменьшается на единицу в дендритной числа позвоночника были связаны с когнитивной дисфункции в ряде неврологических расстройств 5-7, побуждая большой интерес к дендритной количественного позвоночника. Тем не менее, количественное определение плотности позвоночника остается много времени и утомительной задачей, которая не генерирует полезную информацию о топографии и распределения синапсов через дендритной дерева. К счастью, методы окраски (например, Гольджи-Кокса и Даблкортин (DCX)) в сочетаниисо сложными методами визуализации может быть использован для преодоления существующих барьеров и создания изображений с высоким разрешением ветвления дендритов в надежной и оперативным образом. В то время как метод окрашивания Гольджи-Кокса могут быть развернуты для оценки состояния ветвления дендритов во всех нейронов 8, DCX могут быть развернуты для обозначения новорожденных нейронов, особенно в зубчатой ​​извилине и субвентрикулярной зоне 9, важный фактор, учитывая, что нейрогенез происходит в обоих эти регионы на протяжении всей жизни 10,11.

После окрашивания два метода визуализации были развернуты для оценки дендритных характеристики: я) в реальном времени томография (РТИ) и б) Увеличение глубины резкости изображений (EDFI). Техника RTI обеспечивает среднее проследить и количественно длину и порядок разветвление вдоль отдельных дендритных сегментов и отраслей. Таким образом, она позволяет оценить общую площадь и объем, занимаемый каждым дереве дендритов. Ещё Specifically, в способе РТИ пользователь постоянно определяет сегменты и перефокусирует многократно, как нейрон отслеживания программного обеспечения собирает X, Y, и Z координаты дендритной структуры и восстанавливает траекторию дендритной структуры в 3D. Для сравнения, метод EDFI обеспечивает достаточно простые и быстрые средства для оценки дендритных плотность в образцах довольно толстых тканей путем создания составного изображения, обеспечивая информацию о всей оси. Чтобы сделать это, пользователь записывает видео высокой четкости файлы по всей толщине секции, а затем использует программное обеспечение для поиска видеокадров для идентификации точки, в котором пиксель полностью в фокусе. Впоследствии, ориентированные пикселы объединяются и интегрируются в высоком разрешении, композитный 2D изображения. Это составное изображение содержит все пиксели, которые были в фокусе независимо от их положения на оси Z. Качественный и количественный анализ этих 2D-изображений может быть использован в дальнейшем для определения плотностидендритных ветвлений в каждой области.

Наконец, мы представляем панорамный метод для генерации чрезвычайно высоким разрешением изображения для анализа и оценки дендритов в целой области интереса. Этот метод может быть развернута, чтобы преодолеть отсутствие доступа к очень высоким разрешением и дорогих цифровых камер. Используя этот метод, один захватывает последовательные изображения в различных местах вдоль х и у топоров, а затем автоматически сшивает их вместе, используя бесплатное программное обеспечение (например, изображения Композитный редактор). Следует отметить, что этот метод может быть использован для качественного и количественного определения ветвления дендритов в довольно большой площади.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

ПРИМЕЧАНИЕ: Эксперименты были проведены в соответствии с этическими стандартами, утвержденными Комитетом по исследованиям животных в системе здравоохранения по делам ветеранов в Пало-Альто.

1. Гольджи-Кокса Окрашивание

  1. Добыча Мозг и окрашивание
    1. На первый день, глубоко анестезию мышей 100 мг / кг кетамина и 10 мг / кг ксилазина до эвтаназии с помощью обескровливания.
    2. Осторожно снимите свода черепа и рассекать из мозга.
      1. Первый удаления кожи на верхней части черепа, размещение изогнутую ножницы в верхней части мозжечка и осторожно прорезать свода черепа параллельно центральной борозды с кончиком ножниц обращена наружу, двигаясь в направлении к обонятельной луковицы. Повторите этот процесс с обеих сторон.
      2. Используйте хирургическую pincet поднять свода черепа при повороте ее в направлении обонятельных луковиц и сломать его. Тогда, переверните череп с ног на голову и использовать кирку, чтобы прорваться через оптикойнервы и ослабить мозг. И, наконец, использовать выбор, чтобы отделить мозг от спинного мозга на уровне затылочного отверстия.
    3. Сразу погрузиться в мозг в 15 мл коммерчески доступного, неразбавленным раствором Гольджи-Кокса. Хранить в мозг Гольджи раствора в закрытой, 20 мл стеклянный флакон при комнатной температуре в темноте.
    4. На 2-й день, медленно вылейте раствор и заменить его 15 мл свежего раствора Гольджи-Кокса. Напомним бутылку, содержащую мозги и оставить в покое еще на 9 дней в темноте.
  2. Секционирование и посадки
    1. На 11-й день, место мозги в 30% растворе сахарозы, подготовленные в DDh 2 O для обезвоживания. Изменение раствора свежеприготовленного 30% сахарозы после 12 часов. Инкубируйте мозги в 30% -ном растворе сахарозы в течение 3 дней при температуре 4 ° С.
    2. На 14-й день, заполните резервуар vibratome с 30% раствором сахарозы в пока лезвие не покрыта. Установить скорость 1 мм / с с амплитудой 0,95 мм.
    3. Пятно мозги с Kimwipe, чтобы удалить лишнюю влагу и удалить мозжечок, используя лезвие бритвы, чтобы сократить коронки.
    4. Надежно смонтировать весь мозг на vibratome платформы с помощью суперклея и позволить ему установить в течение 2-4 мин. Вставьте платформу с прикрепленной мозга в резервуар и регулировать лезвие, чтобы в верхней части головного мозга.
    5. Использование vibratome, нарезать на мозг в 150 мкм секций при комнатной температуре, запоминание изменить лезвие после каждого третьего мозга.
    6. Возьмите разделы из резервуара с помощью небольшого наконечником кисть и погружают их в чашку Петри, содержащую 0,3% желатина, достигнутый в DDh 2 O. В то время как сечения остаются в чашке Петри, добавляют 0,5 мл 0,3% желатина на каждом слайде и использовать кисть, чтобы распространить и пальто SuperFrost + слайды.
    7. Аккуратно поднять погруженных участков из чашки Петри и помещают их на желатинизированные слайдов. Сориентируйте срезы головного мозга покасаясь их только на их сторонах, а не на вершинах.
    8. После примерно десяти минут нанесите на участки с 30% сахарозы до тканей полностью высохнет. Тогда воздух сухой подготовленные слайды в темном месте в режиме слайд-стойку в течение 3 дней.
    9. Развести имеющихся в продаже 10x Разработка решение 1x помощью DDh 2 O. Погрузитесь слайдов в разработке решения для 7-10 мин. Промыть слайды 3 раза в DDh 2 O.
  3. Обезвоживание
    1. Подготовка 20%, 30%, 40%, 50%, 60%, 70%, 80%, 90% и 95% этанола решений с использованием дистиллированной DDH 2 O.
    2. Замочите слайдов в более высоких решений этанол на 10 минут каждый.
    3. Замочите слайдов в 100% -ном растворе этанола 3 раза в течение 10 мин каждый раз.
    4. Замочите слайдов в 100% ксилола 3 раза подряд 5 мин каждая, сохраняя разделы в конечном растворе, пока они не прикрытие поскользнулся.
    5. Поместите щедрое количество DPX (ди-н-бутил фталат в ксилоле) монтажа среде (ABиз 1-1,5 мл) на каждого слайда, используя пластиковую передачи пипетки. Осторожно положите покровные, чтобы избежать пузырей.
    6. Воздух сухой покров поскользнулся-мозговые участки по горизонтали на 3 дня.

2. Даблкортин Окрашивание

  1. Глубоко обезболить (см шаг 1.1.1) животных.
  2. Выполните сердечной перфузии со свежеприготовленным 4% параформальдегида, сделанные в фосфатном буфере 12.
  3. Выписка мозги (1.1.2) и в магазине в 45 мл 4% параформальдегида при 4 ° С в течение ночи на ротационном шейкере.
  4. Передача мозги 30% раствора сахарозы в и ждать полного обезвоживания в течение 48 ч при 4 ° С. Удалить мозги из сахарозы и разместить их непосредственно на медных блоков, размещенных на сухом льду.
  5. Заполните блок с оптимальным температурным резки (OCT) соединения и отметить ориентацию мозга с помощью обонятельной луковицы в качестве ориентира.
  6. Использование криостат, разрезать 70 мкм срезы толщиной при -20 ° С и поместить ихВ криопротектора раствора (25% этиленгликоля, 25% глицерина, в 0,05 М буфере фосфата натри, рН 7,4) и держать при температуре от -20 ° С до использования.
  7. Сделать раствор 50% криопротектора и 50% метанола. К этому раствору добавляют 0,5% пероксида водорода (об / об). Инкубируйте плавающей секции в течение 30 мин при комнатной температуре.
  8. Теплые участки в 37 ° С в TBS (трис-солевой буфер) в течение 30-40 мин, помещая их в гистологической печи.
  9. Инкубируйте участки с 0,3% тритона и 3% нормальной лошадиной сыворотки в течение 45 мин при комнатной температуре до иммунной. Инкубируйте секций на 4 ° С в течение ночи в 3 мл раствора антитела DCX разбавленного 1: 500 в TBS с 0,3% тритона и 1% нормальной лошадиной сыворотки.
  10. На следующий день мыть разделах 3 раза подряд в TBS (10 мин каждый).
  11. Инкубировать срезы с биотинилированным анти-лошади козы (1: 200 в TBS) в течение двух часов при комнатной температуре. Вымойте разделах 3 раза подряд в TBS (10 мин каждый).
  12. Выдержите ткромка с ABC Lite (1: 1000) в течение 1,5 ч при комнатной температуре.
  13. Добавить 5 мкл 30% H 2 O 2 в одной таблетке 10 мг ДАБ (3,3 ") -Diaminobenzidine раствора, растворенного в 15 мл 1 М Трис-HCl (рН 7,6). Сразу же Инкубируйте секций в этом растворе в течение 5 мин.
  14. Завершение реакции промыванием их ледяным три раза TBS с последующей одной промывкой в ​​TBS при комнатной температуре.
  15. Высушить с помощью секции серию растворов этанола (50%, 60%, 70%, 80%, 90%, 95%, 100%, 5 мин каждый), четкое в ксилоле, а затем покрывают скольжения с помощью DPX, как на стадии 1.3.

3. Визуализация

  1. После полного высыхания секции, удалить излишки DPX на вершине горки с острым лезвием, и разместить их на этапе сканирования микроскопа. Система состоит из микроскопа, снабженного этапе сканирования, джойстика и 12-битного цвета камеры.
  2. Запустите программу. Откройте новый файл данных.
  3. МестоОпорная точка на экране, щелкнув указателем мыши в любом месте. Это активирует все иконки на панели инструментов окна программы.
  4. Нажмите на иконку "Джойстик Free" на панели инструментов, а затем с помощью джойстика найдите зубчатой ​​извилине гиппокампа в первом разделе.
  5. На вкладке "Сервис" в окне программы, выберите "Serial Раздел Manager". Нажмите на иконку "Новый раздел" на нижнем левом углу окна. Это откроет окно «Настройка последовательного сечения".
  6. Выберите последовательный окно настройки секции и затем введите общее количество разделов, которые содержат гиппокампа регионах. Выберите интервал оценки. Введите Раздел толщина резки (70 мкм для DCX 150 мкм для Гольджи окрашенных срезов).
  7. Начать трассировку зубчатой ​​извилине область, нажав на значок "Freehand Контур рисунка" на панели инструментов. Опишите зубчатые зернистый слой.
  8. Выберите "100X" из меню "увеличивающим". Добавить каплю иммерсионного масла на участке и включить цель 100X. Найдите зубчатые тела ЗК и дендриты в рамках данной цели.
  9. Сосредоточьтесь на выбранной нейрона и нажмите на значок "Нейрон розыска" на панели инструментов. Проследите окружность зубчатого тела гранулярных клеток. После завершения трассировки, щелкните правой кнопкой мыши, чтобы выбрать "Finish Cell Body".
  10. Начать трассировку дендриты вручную в х, у и направлениях г и следуйте каждую ветвь с помощью ручки джойстика и Z-двигателя. В бифуркации или трифуркации узла, выберите соответствующую опцию из выпадающего меню при правой кнопкой мыши. Трассировка каждой из ветвей, которые возникают из этих узлов. В конце каждой ветви правой кнопкой мыши и выберите "Завершение" из выпадающего меню.
  11. Используя клавишу со стрелкой иконки в окне программы случайным образом выбрать другой зубчатой ​​ЗК и следовать той же процедуре, что и DESCRibed в шаге 3.9-3.10. Сохраните всю трассировку.
  12. Запустите программу нейронов трассировки.
  13. Открыть первый файл данных NRX от первой мыши из экспериментальной группы. Добавление файла NRX второго мыши из экспериментальной группы. Продолжайте, пока все файлы NRX из этой группы не добавляются.
  14. На вкладке Analysis, выберите "вентилятор в-схема". Это открывает вентилятор в-анализа окно. Галочка "дендриты" и нажмите дисплей, который изображает длины и ветвления шаблоны дендритов для этой группы мышей (рис 1).

4. EDFI

Примечание: Этот метод позволяет пользователю быстро записывать большое количество изображений с помощью Z-оси каждого поля и создать 2D изображение, которое содержит все сфокусированные пикселей по всей оси. Результат будет составное изображение, которое содержит все сосредоточены пикселей от собранных изображений.

  1. Подключите микроскоп к цифровому кулачкаЭпоха. Поместите разделы первую очередь на этапе сканирования, подключенного к микроскопу, а затем перейти к цели в 10 раз. Перемещение на сцену, чтобы интересующей области.
  2. Запуск программы оцифровки изображений.
  3. Нажмите на кнопку записи. Как только будет нажата кнопка записи, с помощью ручки макро-фокус, чтобы перейти от верхней к нижней части раздела в общей сложности 4 сек. Сохраните полученный видеофайл.
  4. Используйте ImageJ бесплатная программа для преобразования AVI видео файлов в несжатом формате, открыв файл и сохранять их в несжатом формате.
  5. Начните программу анализа изображения и откройте файл AVI. Перейти к меню "Process" и нажмите на кнопку "Увеличение глубины резкости». Выберите соответствующий видеофайл. В «выхода» вариантов, выберите "Создать композитный Best-фокус изображения".
  6. В «Фокус анализ» вариантов, выберите "нормализованное Освещение" и "Макс локальный контраст" варианты. Затем выберите "Creели ". Полученное изображение представляет все целенаправленные пикселей по всей оси (рис 2).
  7. Сохраните полученное изображение.

5. Создание Экстремально высокое разрешение изображений

ПРИМЕЧАНИЕ: Этот метод позволяет пользователю автоматически генерировать низкой кратности и чрезвычайно изображения с высоким разрешением изображения с высоким увеличением высоким разрешением, в автоматизированной форме.

  1. Поместите секции первого на этапе сканирования, подключенного к микроскопу. Микроскоп подключен к цифровой камере. Перемещение на сцену, чтобы интересующей области.
  2. Начните программу захвата изображений.
  3. Используйте цели 10X и приобрести и сохранить высокое разрешение (4076 х 3116) изображения с интересующей нас области убедившись, что есть по крайней мере 10% перекрытие.
  4. Запустите Image Composite Editor, чтобы сшить изображений.
  5. Перейти к меню File и нажмите на "Новом Панорама". Выберите папку, в которой Изображения улORed. Выберите изображения, которые принадлежат к той же области и нажмите "OK".
  6. Нажмите кнопку "Экспорт на диск" и сохраните изображение. Это изображение представляет картину чрезвычайно высоким разрешением области интересов, которые могут быть использованы для анализа и / или демонстрации (рисунок 3).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Степень разветвление, вытекающие из существующих и вновь рожденных зубчатой ​​ЗК была проанализирована в мышей дикого типа с использованием либо Гольджи-Кокса или DCX окрашивание (рисунок 1). Дендритные сегменты DCX-позитивных клеток были признаны пор 13-36 мкм. Нормальное распределение дендритных длины была протестирована с помощью Колмогорова-Смирнова (D = 0,1217, р <0,01, Liliefors р <0,001; рис 4 и 5).

При анализе длины сегментов в...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Вот два способа были описаны количественно степень ветвления дендритов в зрелых и новорожденных нейронов с помощью обычных методов окрашивания в сочетании с РТИ и EDFI. Получение изображений высокого разрешения нейронов обеспечивает чрезвычайно полезный метод для проверки вредное воздействие нейродегенеративных расстройств и, в свою очередь, обеспечивает средства для оценки терапевтических стратегий, нацеленных на гиппокампа нейронов.

В то время как метод РТИ был использован для захвата углу...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Публикация сборы для этой статьи спонсируются ФМС Bioscience.

Благодарности

Это исследование было поддержано грантами от Фонда LuMind, Research Down Syndrome и Ассоциации Альцгеймера (AS). CP был частично поддержан грантом на развитие факультета от Колледжа сестринского дела и медицинских профессий при Университете штата Арканзас.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Модифицированный раствор для окрашивания Гольджи-Кокса Магазин Weill Cornell Medical CollegeNAпо адресу 4° C till use
1x Developing Solution (Stock 10x)Weill Cornell Medical CollegeNAмагазин по адресу 4° C использовать
30% сахарозу,SigmaCAS # 57-50-1сделать свежим   в ddH2O
0,3% желатинаSigmaCAS # 9000-70-8NA
Graded Ethanol Solutions (20%, 30%, 40%, 50%, 80%. 90%, 95%. 100%)SigmaCAS 603-003-00-5NA
XyleneSigmaCAS # 1330-20-7NA
DPX MediumEMS #13510NA
Superfrost (+) белыйЭлектронная микроскопия Sciences71869-10NA
Покровное стекло 22x50мм (VWR #48393-059)VWR #4811-703NA
DCX АнтителаSanta Cruz Biotechnologysc-80664 C
DAB SigmaCAS номер 91-95-2  -20
OCTTissue-tek4583NA
TrisSigmaCAS Номер 77-86-1  NA
ABC LiteVectorPK4000NA
МикроскопNikonEclipse 80i
Цифровая камераNikonDS-Ri1
12 бит Камера QImaging 01 MBF2000RF-CLR-12
Система NeurolucidaMBF BioscienceV.10
Редактор композитных изображенийMicrosoft1.4.4.0
NIS ElementsNikonF 3.0
Image Pro PlusMediacyVersin 7.00

Ссылки

  1. Bosch, M., Hayashi, Y. Structural plasticity of dendritic spines. Curr Opin Neurobiol. 22 (3), 383-388 (2012).
  2. Isaac, J. T. The synapse: center stage for many brain diseases. The Journal of Physiology. 587 (4), 727-729 (2009).
  3. Sheng, M., Sabatini, B. L., Südhof, T. C. Synapses and Alzheimer’s disease. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. , a005777(2012).
  4. Alvarez, V. A., Sabatini, B. L. Anatomical and physiological plasticity of dendritic spines. Annu Rev Neurosci. 30, 79-97 (2007).
  5. Huttenlocher, P. R. Dendritic development in neocortex of children with mental defect and infantile spasms. Neurology. 24 (3), 203-210 (1974).
  6. Marin-Padilla, M. Double origin of the pericellular baskets of the pyramidal cells of the human motor cortex: a Golgi study. Brain Res. 38 (1), 1-12 (1972).
  7. Dang, V., et al. Formoterol, a long-acting β2 adrenergic agonist, improves cognitive function and promotes dendritic complexity in a mouse model of Down syndrome. Biol Psychiatry. 75 (3), 179-188 (2014).
  8. Dobrović, B., Curić, G., Petanjek, Z., Heffer, M. Dendritic morphology and spine density is not altered in motor cortex and dentate granular cells in mice lacking the ganglioside biosynthetic gene B4galnt1 A quantitative Golgi cox study. Coll Antropol. 35 (Suppl 1), 25-30 (2011).
  9. Dijkmans, T. F., van Hooijdonk, L. W., Fitzsimons, C. P., Vreugdenhil, E. The doublecortin gene family and disorders of neuronal structure. Cent Nerv Syst Agents Med Chem. 10 (1), 32-46 (2010).
  10. Guerra, E., Pignatelli, J., Nieto-Estévez, V., Vicario-Abejón, C. Transcriptional regulation of olfactory bulb neurogenesis. Anat Rec. 296 (9), 1364-1382 (2013).
  11. Imayoshi, I., Shimojo, H., Sakamoto, M., Ohtsuka, T., Kageyama, R. Genetic visualization of notch signaling in mammalian neurogenesis. Cell Mol Life Sci. 70 (12), 2045-2057 (2013).
  12. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. J Vis Exp. (65), 3564-3510 (2012).
  13. Das, G., Reuhl, K., Zhou, R. The Golgi-Cox method. Methods Mol Biol. 1018, 313-321 (2013).
  14. Juraska, J. M. Sex differences in developmental plasticity in the visual cortex and hippocampal dentate gyrus. Prog Brain Res. 61, 205-214 (1984).
  15. Gao, X., Deng, P., Zao, C. X., Chen, J. Moderate traumatic brain injury causes acute dendritic and synaptic degeneration in the hippocampal dentate gyrus. PLoS One. 6 (9), e24566(2011).
  16. Zhang, L., Hernández, V. S., Estrada, F. S., Luján, R. Hippocampal CA field neurogenesis after pilocarpine insult: The hippocampal fissure as a neurogenic niche. J Chem Neuroanat. 56, 45-57 (2014).
  17. Merz, K., Lie, D. C. Evidence that Doublecortin is dispensable for the development of adult born neurons in mice. PLoS One. 8 (5), e62693(2013).
  18. Hussaini, S. M., et al. Heat-induced antigen retrieval: an effective method to detect and identify progenitor cell types during adult hippocampal neurogenesis. J Vis Exp. (78), (2013).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

NeuroLucidaDcx
Оценка ветвления дендритов в зубчатой ​​извилине гиппокампа области у мышей
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.