Методическая статья

Гемодинамические характеристика моделях грызунов легочная артериальная гипертензия

DOI:

10.3791/53335

⸱

11 апреля 2016 г.

 ,  , 
1Department of Medicine, Duke University Medical Center

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Легочная артериальная гипертензия (ЛАГ) — заболевание легочных артериол, приводящее к их облитерации и развитию правожелудочковой недостаточности. Модели ЛАГ у грызунов имеют решающее значение для понимания патофизиологии ЛАГ. Здесь мы демонстрируем гемодинамическую характеристику с помощью катетеризации правых отделов сердца и эхокардиографии у мышей и крыс.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Легочная артериальная гипертензия (ЛАГ) — редкое заболевание легочной сосудистой системы, характеризующееся апоптозом эндотелиальных клеток, пролиферацией гладкой мускулатуры и облитерацией легочных артериол. Это, в свою очередь, приводит к недостаточности правого желудочка (ПЖ) со значительной заболеваемостью и смертностью. Модели ЛАГ у грызунов у мышей и крыс важны для понимания патофизиологии, лежащей в основе этого редкого заболевания. Примечательно, что различные модели ЛАГ могут быть связаны с разной степенью легочной гипертензии, гипертрофией ПЖ и недостаточностью ЛАГ. Таким образом, полная гемодинамическая характеристика мышей и крыс с ЛАГ имеет решающее значение для определения влияния лекарств или генетических модификаций на заболевание.

Здесь мы демонстрируем стандартные процедуры оценки функции правого желудочка и гемодинамики на моделях ЛАГ у крыс и мышей. Эхокардиография полезна для определения функции ПЖ у крыс, хотя получение стандартных изображений правого желудочка затруднено у бодрствующих мышей. Доступ для катетеризации правых отделов сердца обеспечивается внутренней яремной веной у мышей с закрытой грудной клеткой и крыс. Давление можно измерять с помощью полиэтиленовых трубок с датчиком давления жидкости или миниатюрного микроманометрического катетера давления. Анализ контура давления и объема может быть выполнен в открытой грудной клетке. После получения гемодинамики грызуна усыпляют. Сердце может быть рассечено для отделения свободной стенки ПЖ от левого желудочка (ЛЖ) и перегородки, что позволяет оценить гипертрофию ПЖ с использованием индекса Фултона (ПЖ/(ЛЖ+С)). Затем образцы могут быть взяты из сердца, легких и других тканей по мере необходимости.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Легочной артериальной гипертензии (ЛАГ) является заболеванием легочной сосудистой связанной с инфильтрация воспалительных клеток, пролиферации гладкомышечных клеток и апоптоза эндотелиальных клеток. Эти изменения приводят к облитерации легочных артериол, впоследствии приводит к правого желудочка (ПЖ) дисфункции и сердечной недостаточности. Для того , чтобы понять патофизиологии , лежащей в основе ПАУ и недостаточность ПЖ при ЛАГ, целый ряд различных моделей, в том числе генетических и фармакологических моделей, для изучения этого заболевания были разработаны (рассмотрены в другом месте 1,2).

Из этих моделей, наиболее популярными являются гипоксия-индуцированный (Гк) ФАГ у мышей и monocrotaline (MCT) и SU5416-гипоксия (SuHx) модели у крыс. У мышей Hx модели, мышей подвергаются 4-х недель гипоксии (либо нормобарических или гипобарических, что соответствует высоте 18000 футов с FiO2 0,10), с результирующее развитие медиальной пролиферации, увеличение RV систОлич давления и развитие RV гипертрофии 3. МСТ в разовой дозе 60 мг / кг приводит к травмированию легочных эндотелиальных клетках через неясным механизмом , который затем приводит к развитию PAH 4. SU5416 является ингибитором сосудистых эндотелиальных рецепторов фактора роста (VEGFR) 1 и 2 блокаторами, и лечение с помощью однократной подкожной инъекции 60 мг / кг с последующим воздействием хронической гипоксии в течение 3-х недель приводит к постоянной легочной гипертензии с патологическими изменениями, аналогичными , наблюдаемым в болезни человека, с образованием облитерирующими сосудистых поражений 5. В последние годы, несколько трансгенные мышиные модели для легочной гипертензии были разработаны. К ним относятся Выбивное и мутации костного морфогенетического белка рецептора 2 (BMPR2), а мутации гена BMPR2 встречаются в обеих семейных и идиопатических формах ЛАГ, гемоксигеназы-1 нокаут и IL-6 суперэкспрессия (обзор других 1,2).

Эти различные модели на грызунах ЛГ имеют различные уровни легочной гипертензии, гипертрофии ПЖ и недостаточности ПЖ. В то время как гипоксия и различные трансгенные модели мыши приводит к гораздо более умеренный , чем PAH либо крысиной модели 1, она позволяет тестирование различных генетических мутаций и связанных с ними путей молекулярной сигнализации. Модель МСТ действительно приводит к серьезным PAH, хотя МСТ по- видимому, токсична для эндотелиальных клеток во многих тканях 4. Модель SuHx характеризуется сосудистыми изменениями больше похожа на что наблюдается при идиопатической ЛАГ у людей, хотя и требует как фармакологического манипуляции и гипоксия экспозиции. Кроме того, во всех этих моделях, может быть разъединение между гистологических изменений, легочного давления и функции ПЖ, связанные с развитием PAH. Это в отличие от болезни человека, где, как правило, пропорциональное соотношение между гистологических изменений, тяжесть pulmonичных гипертензия и степень недостаточности ПЖ. Таким образом, комплексная характеристика этих моделей на грызунах ЛГ требуется, и включает в себя оценку функции ПЖ (как правило, с помощью эхокардиографии), гемодинамику (катетеризацией сердца) и гистопатологии сердца и легких (от сбора ткани).

В этом протоколе мы опишем основные приемы, используемые для гемодинамических характеристик моделей PAH у крыс и мышей. Эти общие методы могут быть применены к любому исследованию правого желудочка и легочной сосудистой сети и не ограничивается моделями PAH. Визуализируя RV с помощью эхокардиографии относительно проста в крысах, но является более сложным, у мышей из-за их размеров и сложной геометрией RV. Кроме того, некоторые суррогаты, используемые для количественной оценки функции ПЖ, такие как TAPSE, легочной артерии (ПА) время ускорения и PA доплеровский сигнал насечка, не очень хорошо проверены в организме человека и коррелируют слабо с оценкой о.е.lmonary гипертензия и функция RV инвазивными гемодинамику. Определение RV гемодинамику лучше всего делать с закрытой грудью, чтобы сохранить влияние отрицательного внутригрудного давления с вдохновением, хотя открытая грудь катетеризацию с катетером импеданса позволяет определить давление-объем (PV) петли и более детальное гемодинамические характеристики , Как и с любой процедурой, опыт разработки с процедурами, имеет решающее значение для экспериментального успеха.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все процедуры, описанные следовать рекомендациям по уходу за животными из Duke University школы медицины.

1. Перед началом процедуры

Примечание: Перед любыми процедурами на животных, убедитесь, что соответствующие институциональные разрешение было получено. Как и со всеми процедурами, используйте соответствующие обезболивающее, чтобы убедиться, что нет страданий животных.

  1. Флеш катетеров с гепарином стерильным солевым раствором (100 ед / мл), чтобы обеспечить проходимость. Отметьте точку от кончика катетера, эквивалентной длине от сердца к середине шеи (приблизительно 4 см для крыс и 2 см для мышей).
  2. Обезболить мышь или крыса. Выбор анестетика включают изофлуран (индукционный 3-4%, содержание 1,5% смешивают со 100% кислорода), кетамин / ксилазин (80-120 / 10 мг / кг) и пентобарбитала (40-80 мг / кг) 6.
    1. Например, с помощью кетамина: ксилазина (80-120 мг / кг: 10-16 мг / кг, внутрибрюшинно для мышей и 80-100 мг / кг: 5-10 мг / кг, внутрибрюшинно для крыс), разовая доза длится в течение 20-50 мин анестезии. Для эхокардиографии, анестезию мыши или крысы с изофлуран (3-4% для индукции и 1,5% для технического обслуживания). Оценка глубины анестезии, зажимая грызуна в хирургической области, чтобы подтвердить, что уход рефлексы отсутствуют. Используйте ветеринарную мазь на глаза, чтобы предотвратить сухость под наркозом.
      Примечание: Различные обезболивающие средства могут быть использованы для получения достоверных результатов при правильном использовании и оптимизации (обзор в другом месте 6). Наше предпочтение катетеризацией является использование кетамина: ксилазина. Передозировка кетамином / ксилазина может глубоко уменьшить частоту сердечных сокращений и сердечной функции, так что имеет решающее значение для поддержания нормальной температуры и дыхательный контроль. Для поддержания у мышей частота сердечных сокращений (> 400 об / мин), мы регулярно проводить двусторонние ваготомия. Количество кетамина / ксилазина здесь будет обычно длятся 20-30 мин, что достаточно для выполнения либо открытость или закрытые груди катетеризация сердца с последующимэвтаназии животных.
  3. Подготовьте крысы / мыши для хирургической процедуры (рисунок 1).
    1. Бритье меха от груди (чтобы позволить эхокардиографии) и из хирургической области, в правой шеи.
    2. Скраб выбритые хирургические участки с круговым взмахом от центра наружу с помощью бетадин, а затем чистки с тампоном, смоченным спиртом 70%.
    3. Поместите животное на хирургическом платформе с согревающим площадку внизу. Установите уровень нагрева для поддержания температуры тела 37-37.5 ° C. Монитор температуры тела с помощью ректального зонда. Переохлаждение может привести к значительным брадикардии и гипертермии приводит к значительному тахикардии.

2. Эхокардиография

Примечание: Полное описание грызунами эхокардиографии описана в другом месте 7. Для мыши, перед наркозом, изображения могут быть получены на просыпаются, вручную сдержанным животного. Для крыс,анестезии до эхокардиографии является предпочтительным, поскольку крысы слишком велики, чтобы быть вручную сдерживается во время бодрствования).

  1. Парастернальной длинной оси (Plax) View.
    1. Поместите животное в положении лежа на спине на платформе или сдерживать его вручную.
    2. Выберите режим B для проецирования живого изображения 2D.
    3. Совместите ультразвуковой преобразователь с частотой 40 МГц для мыши или 25 МГц для Крысы в ​​левой парастернальной линии, а затем поверните датчик против часовой стрелки на 30 ° с индикатор датчика указывает в каудальном направлении (5 К 11 часам положение линии) , Угол датчик слегка (качалки вдоль короткой оси преобразователя в той же плоскости томографического), чтобы получить полное представление LV камеры в центре экрана.
    4. Найдите и просмотреть эти анатомические структуры (рис 2А): просвет левого желудочка (ЛЖ); Межжелудочковой перегородки (IVS); просвет правого желудочка (RV); Восходящую аорту (АО); и левого предсердия (LA).
    5. Переключение в режим M, как только эти вышеупомянутые структуры четко визуализируется. Поместите индикатор линии , проходящей через самую широкую часть полости ЛЖ с использованием AO в качестве исходной точки , а также сделать глубину фокусировки лежат в центре ЛЖ палаты (рис 2В). Сделать аналогичные измерения RV путем изменения ангуляцию преобразователя и получения измерений режим M.
    6. Используйте киношный магазин для того чтобы создать видео цикл для записи данных для измерения в автономном режиме (размер камеры ЛЖ, FS и толщиной стенки ЛЖ).
    7. Получить доплеровский трассировку аорты отток средств в режиме PW Доплера, поместив курсор PW в аорте и записи (рисунок 2в).
  2. Парастернальной короткой оси Вид (PSAX) на уровне аортального.
    1. Переключение в режим B.
    2. Поверните датчик на 90 ° по часовой стрелке от парастернальной длинной оси зрения для получения парастернальной вид короткой оси (рисунок 3). Перемещение и датчик угла по направлению к черепу к идентификаторуentify клапана аорты поперечное сечение.
    3. Определить правый желудочек тракт оттока (RVOT) в виде полумесяца структуры, локализуется в верхнем правом углу на аорте, продолжение с легочными створок клапана и легочной артерии.
    4. Hold Steady в том же положении вручную. Переключение в режим PW Доплера.
      Примечание: платформа станции для проведения грызуна и зонд может быть использован, чтобы свести к минимуму перемещение и изменение в положении датчика.
    5. Поместите объем образца проксимально до уровня легочного клапана в центре правого оттока желудочков -кишечного тракта , а затем поместить курсор параллельно направлению потока крови через сосуд (фиг.3В).
      Примечание: Важно, чтобы регулировать угол отбора проб в направлении кровотока или использовать ультразвуковое программное обеспечение для коррекции для изменения угла. Без коррекции, максимальный угол в сосуд составляет 30 °, что соответствует ~ 15% заниженной скорости.
    6. Adjусть масштаб (скорость кровотока) по мере необходимости , чтобы получить «хорошую» Доплера конверт, который имеет белые границы и темный полый внутри , указывающий ламинарный поток крови (рис 3C). Запись трассировку Доплера.
      Примечание: "плохой" Doppler конверт не предусмотрена достаточно белые границы и темная полая.
    7. Если катетеризация не выполняется на данном этапе, позволяют грызунами откатиться назад, если была использована анестезия. Не оставляйте без присмотра грызун, пока он не пришел в сознание достаточное для поддержания грудины лежачее и не вернуть его в компании других животных до тех пор, пока не будет полностью восстановлена. Если катетеризация выполняется, перейдите к разделу 3.

3. катетеризация правых отделов сердца

  1. Закрытый груди подход для измерения давления Р.В.
    1. Настроить:
      1. Подключить датчик давления к входному каналу 1. В программном обеспечении, установите канал 1 для давления и Channэль-2 для частоты сердечных сокращений.
      2. Для перевода единиц в мм рт.ст., запись базового следа, выполнить калибровку давления вручную с помощью манометра (при использовании датчика кровяного давления и ПЭ труб). Затем выполняют преобразование единиц по каналу 1.
      3. Для того, чтобы установить частоту сердечных сокращений, отключите вход канала 2. Выберите циклические измерения в канале 2 и выбрать канал 1 для источника и скорости для измерения.
    2. Поместите мышь / крыса под рассечение микроскопом с фокусом в глубину и увеличением 5х.
    3. Надрезать кожу от нижней челюсти к грудине (рисунок 1). Поместите пару втягивания в каждую сторону от разреза, чтобы полностью раскрыть шейную область.
    4. Попросту рассекать отделить слюнные железы , чтобы выставить правую внешнюю яремную вену с помощью тонкой тупым кончиком пинцета (рис 4A, B).
    5. Тщательно изолируют правую внешнюю яремную вену от окружающей соединительной ткани.
    6. Поместите два куска шелковой нити (4-0 для крыс; 6-0 мышей) под правой наружной яремной вены, лигирование вены дистально (как можно ближе к нижней челюсти, насколько это возможно), а затем связать свободный узел проксимально ( Рисунок 4C).
    7. Используйте ирис ножницы, чтобы сделать небольшой "ник" (CUT), ближайшем к дальнему привязанной узел.
    8. Держите катетер с пинцетом и вставьте катетер в разрез вены, а затем затяните проксимальный узел.
      Примечание: Обычно мы используем полиэтилен (ПЭ) -10 насосно-компрессорных труб (~ 2 Fr размер) для мышей и ПЭ-50 (~ 3 Fr размер) для крыс, который подключен к обычному датчику давления через 31 G или 21 G иглу и откалиброван. Отметить катетер с маркером на длине примерно соответствует размещению наконечника в правом желудочке. В качестве альтернативы PE трубки, А микроманометр катетер может быть использован. Осторожно потянув дистальной узел может помочь ввести катетер.
    9. Осторожно вставьте катетер в правую сердца и монитораглубина продвижения в соответствии с меткой. Монитор трассировки давления в программном обеспечении для проверки местоположения катетера и определить давление RV (рисунок 5).
    10. Держите катетер неподвижен и собирать данные (переключение записи данных рядом с кнопкой Пуск) в течение 2 мин.
    11. Перейдите к разделу для сбора проб (раздел 4).
  2. Открытый грудной клетки подход для RV PV анализа Loop.
    Примечание: анализ петли PV правого желудочка не может быть выполнена с подход закрытыми грудной вследствие жесткости проводимостей катетера, который не проходит от ВПВ к RA. Коммерчески доступные проводимости катетеры предназначены для анализа петли Л.В. ФВ.
    1. В программном обеспечении установленного канала 1 для проводимости; Канал 2 для давления; и канал 3 для частоты сердечных сокращений.
    2. Интубации крыс с 16 G тефлоновой трубки и подсоединить трубку к механической вентиляции легких. Рассчитать и установить параметры вентиляции для мышей или крыс с помощью последующихИНГ формулы 6: дыхательный объем (V т, мл) = 6,2 х М 1,01 (М = животное масса, кг); Частота дыхания (RR, мин -1) = 53,5 х M -0,26 (6А).
    3. Спред 70% спирта на меха, чтобы уменьшить распространение меха на операционное поле.
    4. Сделайте надрез под мечевидный отросток и на двусторонней основе рассекают кожу с помощью ножниц по направлению к флангу.
    5. Вырезать через брюшную стенку и открыть брюшную полость с помощью двусторонней диссекции вдоль диафрагмы.
    6. Откройте диафрагму , чтобы разоблачить верхушке сердца и на двусторонней основе разрезать грудную клетку (рис 6а). Предотвратить испарение и высушивание ткани путем распыления солевого раствора в грудную и перитонеальных полости с помощью шприца.
      Примечание: Обычно мы используем рассечение ножницами, чтобы открыть брюшной полости и грудной клетки. Кровотечение, как правило, не имеет существенного значения, но если есть кровотечение, электрокоагуляция может быть использован.
    7. Тщательно изолят йе нижней полой вены (НПВ) от окружающей соединительной ткани.
    8. Поместите кусок шелковой нити (4-0 для крыс; 6-0 мышей) вокруг IVC, а затем связать свободный узел (или нить шов через 16 G тефлоновой трубки) (рис 6В).
    9. Прокол верхушечный RV свободную стенку с 27-30 калибра иглы параллельно RV свободной стенки и удалить иглу. Будьте осторожны, чтобы не толкать иглу в более чем 4 мм.
      Примечание: В качестве альтернативы, небольшой кусок ПЭ-60 трубки могут быть использованы для руководства пункцию проводимости катетера в RV вершине.
    10. Вставьте кончик катетера проводимости через ножевое ранение на апикальной RV свободной стенки , пока все электроды не находятся внутри желудочка (рис 6в).
    11. Монитор контура громкости давления в программном обеспечении , а затем отрегулировать положение катетера , чтобы получить последовательно образные петли , которые не демонстрируют существенного изменения органов дыхания (рис 7B, C).
    12. записьБазовый PV петли (переключение записи данных рядом с кнопкой Start) в течение не менее 10 секунд, чтобы получить ряд PV петель.
    13. Потяните шов, расположенных вокруг НПВ изменять и записывать предварительного натяга петли PV. Анализ данных в автономном режиме и получать различные параметры RV систолической функции (Рис 7D). Этот анализ был описан ранее 8.
      Примечание: В качестве альтернативы ИВК могут быть перекрываемого щипцов. Монитор трассировки давления RV, чтобы подтвердить снижение преднагрузки.
    14. Выполните солевые и кювет калибровок , как описано выше , чтобы обеспечить преобразование из тосопротивления единиц до нужного объема единиц 6.
    15. После записи данных, осторожно извлеките катетер, и поместить кончик катетера непосредственно в ванну с водой с солевым раствором. После окончания, очистить катетер в соответствии с инструкциями изготовителя.

4. Сбор сердца и легких образцов

Примечание: В качестве процедур здесь сегодняповторно описан как терминал, животное должно быть умерщвлены после того как замкнутому или открытой грудной катетеризация правых отделов сердца.

  1. Эвтаназии мышей путем открытия грудной клетки (двусторонняя торакотомии), если подход замкнутого грудь была использована, exanguination, или путем включения и выключения вентилятора после передозировки анестетика.
    Примечание: цервикальной дислокации не рекомендуется.
  2. Для выполнения инфляции перфузию легких, соединить накачивания трубки на ringstand в набор для надувания легких с давлением 20 КМЗ 2 O (но не открывайте клапан пока раздуть легкие).
  3. Попросту рассекают трахею из окружающих мышц и соединительной ткани.
  4. Поместите кусок шелковой нити (4-0 для крыс, 6-0 для мышей) вокруг трахеи, а затем связать свободный узел.
  5. Аккуратно растягивайте трахею, нажав голову и сделать разрез (70% от окружности) близко к нижней челюсти.
  6. Держите нежное растяжение и вставьте трахеи канюли (20 г для мышей или 16 г для крыс).Закрепите канюлю с помощью шовного материала. Подключите канюлю на инфляцию трубки и связать нити вокруг канюлей для предотвращения обратного потока фиксаторов.
  7. Промыть легкие с PBS с помощью 10 мл шприц, чтобы нанести удар RV свободную стену и впрыснуть в сторону легочной артерии. Ник левое предсердие, как только легкие начинают бланшируют.
  8. Урожай сердце резанием в корне аорты.
  9. Зажмите правую нижнюю доли легкого с помощью противомоскитной кровоостанавливающего и перерезал правой нижней доле. Поместите части в микропробирок и оснастки замораживание в жидком азоте.
  10. Накачайте легкого с 10% забуференном-нейтральном формалине в течение 5 мин и удалить трахею канюлю с последующим лигированием трахеи.
  11. Рассеките легкое из грудной клетки и зафиксировать с помощью 10% буферном-нейтральном формалине.
    Примечание: В качестве альтернативы, раздувать легкие с оптимальной резки носителя (ОКТ, разведенным 1: 1 с PBS) и заморозить в неразбавленном развертывания Office для последующего приготовления замороженных срезов.
  12. Внимательноотделить предсердия от желудочков и изолировать правого желудочка свободной стенки рассечением вдоль межжелудочковой перегородки.
  13. Взвесьте RV и LV + перегородку (LV + S) для вычисления индекса Фултон (RV / LV + S) 9, которая количественно степень RV гипертрофии.
    Примечание: TheFulton индекс варьируется в разных моделях PH. Крыса 10: контроль, 0,28 ± 0,01; гипоксия-индуцированный, 0,57 ± 0,02; МСТ-лечению, 0,51 ± 0,03. C57BL6 / J мыши 11: контроль, 0,26 ± 0,01; SuHx (14 дней), 0,40 ± 0,02; SuHx (21 дней), 0,43 ± 0,01; SuHx (28 дней), 0,44 ± 0,03.
  14. Мгновенного замораживания RV и LV + S в жидком азоте или фиксировать в 10% буферном нейтральным формалином.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Как катетеризация правых отделов сердца у грызунов , как правило , терминал процедура , которая не относится к продольной последующей деятельности, эхокардиография является отличным неинвазивной альтернативой для скрининга и последующие 12. В то время как легочное систолическое давление артерии в человеческом PAH на эхокардиографии, как правило, получают из трикуспидальной регургитации, который обычно не вызывает затруднений, чтобы получить в апикальной, такая точка зрения не может быть надежно получен у грыз...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Изложенные здесь протоколы описывают всестороннюю характеристику гемодинамики и функции правого желудочка в моделях легочной гипертензии у грызунов. Несмотря на то, что описанная здесь катетеризация правых отделов сердца является терминальной процедурой, смертность, связанная с эхокардиографией, минимальна, что позволяет проводить скрининг и наблюдение за прогрессированием заболевания. Однако, как и у пациентов с ЛГ с заметно повышенной смертностью при анестезии17, по нашему опыту, крысы с тяжелой формой ЛГ та...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

SR поддерживается NIH K08HL114643, Gilead Research Scholars in Pulmonary Arterial Hypertension и премией Burroughs Wellcome Fund Career Award для ученых-медиков.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Система визуализации Vevo 2100 (120 В) VisualSonics, inc. VS-11945
Vevo 2100 VisualSonics, inc. 
Высокочастотные механические преобразователиVisualSonics, inc. MS250, MS550D, MS400
Ультразвуковой гель Parker Лаборатории Инк. 01-08
PowerLab 4/35ДатчикML765
Labchart 8Датчик
давления BP с запорным краном и кабелемMLT1199
Напорный катетер Mikro-Tip для мышиMillarSPR-1000Альтернативный катетер доступен от Scisense FT111B (мышь) и FT211B (крыса)
Mikro-Tip Напорный катетер для крысMillarSPR-513Альтернативный катетер доступен от Scisense FT111B (мышь) и FT211B (крыса)
Millar Mikro-Tip  ультраминиатюрный катетер PV loop для мышейMillarPVR-1035Альтернативный катетер в продаже от Scisense FT112 (мышь)
Millar Mikro-Tip ультраминиатюрный катетер PV петли для крысMillarSPR-869Альтернативный катетер в наличии у Scisense FT112 (мышь)
Millar PV system MPVS-300 MillarMPVS-300
4-0 шелковая черная коса 100 ярдов катушкаRoboz SurgicalSUT-15-2
6-0 шелковая черная коса 100 ярдов катушкаRoboz SurgicalSUT-14-1
Ножницы для радужной оболочки, нежные, Integra MiltexVWR21909-248
VWR Ножницы для препарирования, острый/тупой наконечникVWR82027-588
VWR Деликатные ножницы, 4 1/2"VWR82027-582
Двухзвездочный гемостат, ExceltaVWR63042-090
Нейтральный буферизованный формалинVWR89370-094
CrotalineSigmaC2401
SU5416Tocris Biosciences3037
3.5X-45X Стойка для стрелы Тринокулярный зум Стереомикроскоп AmScopeSM-3BX
PE (полиэтиленовая трубка)-10Braintree Scientific IncPE10 36 FT
PE (полиэтиленовая трубка)-50Braintree Scientific IncPE50 36 FT
PE (полиэтиленовая трубка)-60Braintree Scientific IncPE60 36 FT
настольная установка для анестезии изофлураномKent ScientificACV-1205S
Многофункциональная хирургическая платформа SurgisuiteKent ScientificНабор
Индукционная камера для анестезииVetEquip941443
Канистра с газовым фильтром для анестезииKent ScientificACV-2001
Конус для носа грызуновVetEquip921431
Станция формирования изображений давления Набор для калибровки датчика BP MLA1052 ретракторов Kent Scientific SURGI-5002

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Gomez-Arroyo, J., et al. A brief overview of mouse models of pulmonary arterial hypertension: problems and prospects. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302, 977-991 (2012).
  2. Ryan, J. J., Marsboom, G., Archer, S. L. Rodent models of group 1 pulmonary hypertension. Handbook of experimental pharmacology. 218, 105-149 (2013).
  3. Voelkel, N. F., Tuder, R. M. Hypoxia-induced pulmonary vascular remodeling: a model for what human disease. J Clin Invest. 106, 733-738 (2000).
  4. Gomez-Arroyo, J. G., et al. The monocrotaline model of pulmonary hypertension in perspective. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302, 363-369 (2012).
  5. Abe, K., et al. Formation of plexiform lesions in experimental severe pulmonary arterial hypertension. Circulation. 121, 2747-2754 (2010).
  6. Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Batkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nat Protoc. 3, 1422-1434 (2008).
  7. Brittain, E., Penner, N. L., West, J., Hemnes, A. Echocardiographic Assessment of the Right Heart in Mice. J. Vis. Exp. (81), e50912(2013).
  8. Abraham, D. M., Mao, L. Cardiac Pressure-Volume Loop Analyses Using Conductance Catheters in Mice. J Vis Exp. , In revision (2015).
  9. Vergadi, E., et al. Early macrophage recruitment and alternative activation are critical for the later development of hypoxia-induced pulmonary hypertension. Circulation. 123, 1986-1995 (2011).
  10. Mam, V., et al. Impaired vasoconstriction and nitric oxide-mediated relaxation in pulmonary arteries of hypoxia- and monocrotaline-induced pulmonary hypertensive rats. J Pharmacol Exp Ther. 332, 455-462 (2010).
  11. Wang, Z., Schreier, D. A., Hacker, T. A., Chesler, N. C. Progressive right ventricular functional and structural changes in a mouse model of pulmonary arterial hypertension. Physiol Rep. 1, 00184(2013).
  12. Thibault, H. B., et al. Noninvasive assessment of murine pulmonary arterial pressure: validation and application to models of pulmonary hypertension. Circ Cardiovasc Imaging. 3, 157-163 (2010).
  13. Abe, K., et al. Long-term treatment with a Rho-kinase inhibitor improves monocrotaline-induced fatal pulmonary hypertension in rats. Circ Res. 94, 385-393 (2004).
  14. Ma, W., et al. hypoxia chamer info--Calpain mediates pulmonary vascular remodeling in rodent models of pulmonary hypertension, and its inhibition attenuates pathologic features of disease. J Clin Invest. 121, 4548-4566 (2011).
  15. de Man, F. S., et al. Bisoprolol delays progression towards right heart failure in experimental pulmonary hypertension. Circ Heart Fail. 5, 97-105 (2012).
  16. de Man, F. S., et al. Dysregulated renin-angiotensin-aldosterone system contributes to pulmonary arterial hypertension. Am J Respir Crit Care Med. 186, 780-789 (2012).
  17. Pritts, C. D., Pearl, R. G. Anesthesia for patients with pulmonary hypertension. Curr Opin Anaesthesiol. 23, 411-416 (2010).
  18. Paulin, R., et al. A miR-208-Mef2 Axis Drives the Decompensation of Right Ventricular Function in Pulmonary Hypertension. Circ Res. 116, 56-69 (2015).
  19. Brittain, E., Penner, N. L., West, J., Hemnes, A. Echocardiographic assessment of the right heart in mice. J Vis Exp. , (2013).
  20. Cheng, H. W., et al. Assessment of right ventricular structure and function in mouse model of pulmonary artery constriction by transthoracic echocardiography. J Vis Exp. , e51041(2014).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи