Методическая статья

Индукционная ишемического инсульта и ишемии-реперфузии у мышей с помощью средней артерии Occlusion Техника и визуализация площади инфаркта

DOI:

10.3791/54805

⸱

2 февраля 2017 г.

 ,  , 
1Department of Biochemistry and Molecular Biology, Miller School of Medicine, University of Miami, 2Miller School of Medicine, University of Miami, 3Jerzy Kukuczka Academy of Physical Education

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мы описываем мышиную модель инсульта, вызванного окклюзией средней мозговой артерии с использованием силиконового шва. Протокол может быть применен для индуцирования постоянной окклюзии или временной ишемии с последующей реперфузией.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Цереброваскулярные заболевания широко распространены среди населения мира и включают в себя несколько типов состояний, включая инсульт. Для изучения влияния инсульта на повреждение тканей и оценки эффективности терапевтических вмешательств было разработано несколько экспериментальных моделей на различных видах. К ним относятся полная глобальная ишемия головного мозга, неполная глобальная ишемия, фокальная ишемия головного мозга и мультифокальная ишемия головного мозга. Модель, описанная в данном протоколе, основана на окклюзии средней мозговой артерии (ОКАО) и относится к категории фокальной ишемии. Этот метод обеспечивает последовательную фокальную ишемию в строго определенной области полушария и является менее инвазивным, чем другие методы. Описанная процедура проводится на мышах, учитывая наличие нескольких генетических вариантов и большое количество стандартизированных тестов для мышей, чтобы помочь в оценке поведения и нейродефицита.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Исследование сердечно - сосудистых заболеваний, таких как инсульт, основывается на использовании моделей в естественных условиях. Для того, чтобы понять, возможной причастности ишемии, лекарственной токсичности, и / или лечения, необходимо использовать подходящий, стандартизированную, надежную и воспроизводимую модель болезни, которая позволяет сравнительные исследования между группами лечения. В этой рукописи, мы используем мышей, учитывая наличие большого количества трансгенных мышей и моделей стандартизированные оценки. Боковое баллов для оценки двигательных и поведение дефицита после экспериментального ишемического инсульта и последующего восстановления были разработаны 1, 2.

Несколько ишемические модели инсульта доступны, такие как полный глобальной ишемии головного мозга, неполной глобальной ишемии, мультифокальной ишемии головного мозга и очаговой ишемии головного мозга. Последняя группа также категория инсульта наиболее распространенных у пациентов. Большинство наканунеNTS инициируются образованием эмболии или тромботической окклюзии на или вблизи средней мозговой артерии (СМА). Учитывая эти параметры, модель , представленная точно имитирует этиологию заболевания человеческого инсульта и делает полученные результаты весьма актуальной 3. Тем не менее, перевод открытий от моделей животных к лечению заболевания у людей, оказалось сложной задачей. До сих пор, только использование активатора плазминогена тромболитическая ткани был одобрен для лечения острого ишемического инсульта 4.

Среди моделей очаговой ишемии головного мозга у мышей, задней мозговой модели циркуляции инсульта и церебрального венозного тромбоза на экспериментальной модели сильно инвазивные, уменьшая их применимости и ограничения диапазона анализов, которые могут быть выполнены. Тем не менее, другие методы, такие как эмболии модели, фототромбоза модели, эндотелин-1 модели индуцированного инсульта и внутрипросветное шовного окклюзии средней мозговой артерии (МСАО) модели, доступны для использования без таких ограничений. Модель МСАО представляет собой способ, описанный в данном протоколе. Он предлагает надежный способ индукции очаговой ишемии головного мозга, которые могут быть легко реперфузии и выполняются в высокой пропускной образом. Есть два подхода к этой модели, а именно, методы Zea-Лонга и Коидзуми. Они немного отличаются по тому, как окклюзия шовный вставляется в сосудистую сеть. В технике Zea-Лонга, шовный материал вставляется через наружную сонную артерию 5. Методика представлена здесь модифицирован из метода Коидзуми , в котором поглощающий шовный материал вставляется через общую сонную артерию 6.

Модель MCAO была успешно применена для оценки различных событий, происходящих во время ишемического инсульта. После реперфузии, отек головного мозга может наблюдаться наряду с разрушением гематоэнцефалического барьера. Пик гибели нейронов обычно наблюдается через 24 часа; Тем не менее, она вновьповорачивается к исходному уровню через 7 дней 7. У людей, пол и возраст являются важными факторами при определении исхода инсульта, это также наблюдается у мышей и крыс 8, 9, 10. Несколько публикаций использовали модель МСАО , чтобы продемонстрировать эффективность обработки 11, 12, 13, 14.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все процедуры были одобрены Университета Майами Institutional уходу и использованию животных комитета (IACUC) в соответствии с национальными институтами здоровья руководящих принципов (NIH). Использование стерильно оборудования и асептики требуется.

1. Подготовка Occlusion Шов

  1. С помощью шовного материала диаметром 0,21 мм для мышей между 20 - 25 г и 0,23 мм для мышей с 25 - 35 г массы тела. Выбор типа шовного материала для процедуры MCAO зависит от массы животного.
  2. Используя серебряную ручку, отметьте шовный материал на 9 мм, начиная с силиконовым покрытием наконечника. Это будет служить в качестве руководства для длины вставки.

2. Подготовка к хирургии

  1. Обезболить мышь с изофлуран в смеси с кислородом, с использованием лабораторной системы анестезии. Используйте изофлуран при установке 5 и поток кислорода в 2 на коммерческой машине (см Материалы таблицу). Перевести животное в Surgerу поверхности и поддержания анестезии с использованием носовой конус (используйте настройки 1.5 изофлуран - 2,5 и кислорода поток в 2).
    1. Убедитесь в том, что частота дыхания мыши составляет около 1 - 2 дыхания в секунду без задыхаться. Кроме того, убедитесь, что животное не проявляет усов реакции стимуляции и педали рефлекс (носок щепотку). Монитор частоты дыхания и сил во время операции, по крайней мере, каждые 5 мин.
  2. Нанесите каплю офтальмологических смазки на каждый глаз, используя стерильный тампон, чтобы предотвратить их от высыхания во время процедуры. В качестве альтернативы, применять глазной мази для глаз из стерильной фармацевтической трубки.
  3. Флип животное на его спине и бритье области надреза. После этого тщательно продезинфицировать область хирургии с использованием 70% этанола, а затем хлоргексидин, а окончательный тампон с 70% этанола. Поместите животное на теплой хирургической поверхности под стереомикроскопа.

3. Рассечение общей сонной артерии и внутренней / External Ветвление

  1. Используя хирургические ножницы и пинцет, выполняют неглубокую срединный разрез в области шеи, сверху грудной кости ниже челюсти (примерно 3 - 4 см). Хирургическое драпировки должны быть размещены вокруг области хирургии, чтобы предотвратить инструменты от контакта с нестерильных поверхностей. Хирургический драпировка была опущена в текущем видео, чтобы помочь видеосъемку.
  2. Использование щипцов, тщательно отдельный жировой и соединительной ткани подвергать трахеи. Ткань должна легко и естественно разделить с обеих сторон.
  3. Поместите подушку (круглый предмет, около 0,5 см в диаметре) на задней стороне шеи мышей продлить шеи, далее подвергая область для хирургического вмешательства.
  4. Откройте надрез, используя либо механизм втягивания ткани или крючки.
  5. На левой стороне животного трахеи, тщательно выщипывать друг от друга соединительной ткани, чтобы выставить левую общую сонную артерию (CCA). Будьте осторожны, чтобы не повредить нервы и крупные вены в комплекте с ОАС.
  6. Продолжайте обнажая CCA, соблюдая осторожность, чтобы отделить от основной ткани, а также выставить верхний "Y" разветвление внутренней мозговой артерии (ВСА) и внешней мозговой артерии (ЭКА). Для того, чтобы помочь в отсоединении CCA вставить изогнутых щипцов под ОАС проколоть соединительную ткань , а затем медленно позволяют им открыть.

4. Подготовка ОАС для MCAO Suture вставки

  1. Вставка 3 сегментов нейлоновой нити около 4 см в длину под ОАС. Убедитесь, что ОАС не скрученный, как это приведет к резкому усложняют вставку шовного материала.
  2. В нижней точке возможно, закройте нижний шов, используя постоянный узел.
  3. Привяжите верхний шов чуть ниже ICA / ECA разветвленности с помощью съемного скольжения узла.
  4. Свяжите средний шов, используя съемный узел промаха, но держать его открытым. Важно, чтобы оставить достаточно места, чтобы не препятствовать вставки шовного.
  5. Использование микродиссекции пружины SCIssors, выполнить надрез в ОАС между нижней и средней швами. Выполните 0,2 мм надрез близко к нижнему шву.

5. Средний церебральной артерии Окклюзия

  1. Использование щипцов, вставьте шовный MCAO в разрез CCA, направляя его до самого верха. Выполните этот шаг быстро после шага 4.5, чтобы предотвратить свертывание и закрытие отверстия ОСО. В том случае, если вставка шовный заблокирован, используйте кончики щипцами, чтобы снова открыть надрез.
  2. Аккуратно сковать средний шов на MCAO шовный силиконовой части с помощью скольжения узла, чтобы ограничить приток крови вокруг него, но достаточно свободно, чтобы позволить ему свободно двигаться.
  3. Осторожно отменить верхний шов, убедившись, что шовный материал MCAO не выскальзывает.
  4. Вставьте шовный MCAO в ВСА на пару миллиметров, а затем вновь запечатать верхний шов, таким же образом, как описано в пункте 5.2.
  5. Руководство шовный материал MCAO в область закупорки. Индикация успешного введения являетсяочевидно, низким количеством обратный поток крови из разреза CCA и что мм марки серебро 9 расположен между разрезом ОАС и бифуркацией МКА / ECA. Дальнейшее подтверждение успешного окклюзии могут быть получены с использованием методов мониторинга , таких как системы мониторинга кровотока лазерной доплеровской 15, 16.
    Примечание: Падение в 90% притока крови к области среднего мозга на закупоренной стороне области свидетельствует об успешном прикус.
  6. После успешной окклюзии, сковать высшего и среднего шва плотно. При выполнении вставки фиктивный, не запечатать наложения швов, но вместо того, чтобы сразу перейти к шагу 7.3.

6. Разрез Закрытие и послеоперационный уход

  1. Tuck в швах в области надреза.
  2. Удалите втягивающего устройства или ткани крючки и подушку.
  3. Очистить поверхность шва с помощью стерильного физиологического раствора и ватный тампон.
  4. Закрыть разрез с помощью нейлоновой шовный / иглы и пинцета.
  5. Администрирование противовоспалительный (например, Carprofen 10 мг / кг, подкожно) и обезболивающее (например, бупренорфин 0,1 мг / кг подкожно, два раза в день) препараты , чтобы облегчить послеоперационный дискомфорт. Поместите мышей в клетку помещают на нагретую подушку, чтобы предотвратить переохлаждение и дать объявления доступ к воде губой и смягченной пищи.
  6. Контроль за выздоровление животных (5 - 10 мин) и признаки инсульта. Они могут отличаться в зависимости от легкого бокового паралича и кружить до тяжелой сокращения контралатеральной фланг и прокатки. Несколько точек оценки перечислены в обсуждении. Животные показаны признаки дыхательной недостаточности или тяжелых приступов должны быть умерщвлены.
  7. В зависимости от протокола ишемией реперфузии, оставить шовного МСАО на месте от 30 мин до 120 мин или более. Сокращение времени окклюзия предотвращает смертность.
  8. Для получения постоянной окклюзии, оставьте шовного МСАО на месте в течение 24 ч, однако значительный уровень смертности следует ожидать. По истечении этого промежутка времени, приступить к STEр 7.
    1. При использовании постоянной модели окклюзия, держать мышей в клетке до конечной точки. В то время, удалить шовный материал (шаги 7.1 до 7.8). Эта процедура также может быть выполнена после эвтаназии.

7. реперфузии

  1. Обезболить животное снова (следуйте инструкциям, приведенным в 2.1) и снимите раны закрытия швов.
  2. Использование щипцов и сепараторы ткани, повторно открыть разрез и разоблачить CCA.
  3. Осторожно снимите верхний шов и осторожно потяните на шовного MCAO до силиконовым покрытием часть не находится в середине узла.
  4. Повторить верхний узел на шовного материала, чтобы предотвратить кровь течет пройти шовный материал (он не должен быть нескользящей узел).
  5. Тщательно расстегнуть средний узел и тянуть шов мимо верхнего узла, но держать его внутри ОАС.
  6. Плотно закрыть верхний узел, чтобы блокировать артерии кровоток.
  7. Вытащить полностью шовный материал MCAO и плотно закрыть средний узел.
  8. Шов может быть MCAOповторно использовать несколько раз. После каждого использования, очистите шовный материал тщательно в 70% этаноле для удаления загрязняющих веществ (например, кровь или ткани) с использованием стерильной марлей. Затем поместите шовный материал в стерилизационной сумке и стерилизовать его.
  9. Повторите шаги 6.1 - 6.4 и контролировать восстановление животных.

8. Анализ тканей

  1. Для контроля ударного объема, рассекать из мозга.
    1. Эвтаназии мышь с помощью двухступенчатого процесса. Во-первых, не подвергать животное к передозировки изофлуран до остановки дыхания. Для TTC окрашивания, обезглавить мышь немедленно и приступить к извлечению мозга. Для мозга секционирования (например, для иммунное анализа), выполнять перфузию через пункции сердца до начала декапитации.
    2. Пороговые головы у основания черепа и разрезают кожу головы от открытия шеи до верхней части черепа до между глазами. С черепом разоблачены, вырезать кости вдоль обеих сторон, начиная от основания черепа открытиядо глазницы. Сделайте этот разрез вдоль широкой части черепа. Будьте осторожны, чтобы не достичь слишком глубоко с ножницами, чтобы предотвратить повреждение мозга.
    3. Затем разрезать кость между двумя глазницами.
  2. Использование щипцов, поднимите верхнюю часть черепа, чтобы обнажить мозг. Там должно быть лишь небольшое сопротивление. Если он не поднимается легко, череп насечки может быть неполным. Подденьте мозг мягко тупыми изогнутых щипцов. Мозг все еще может быть присоединён несколькими нервами. Продолжайте медленно, удаление вложений по пути.
  3. Поместите свежий мозг в матрице мозга 1 мм, добавьте пару капель PBS, и порезать вдоль матрицы с помощью лезвия бритвы или криостата лезвие.
  4. Перенести мозг на 100 мм чашку и добавляют окрашивающий раствор (2% 2,3,5-трифенилтетразолий [ТТС], растворенного в PBS), чтобы покрыть дно тарелки. С помощью двух щипцов, просепарируйте срезах мозга (передний лицевой стороной вниз) и поместите их в порядок в нижней части блюда.
    Примечание: Окрашивание станет жизнеспособной ткани красного цвета, с нежизнеспособные ткани оставшегося белого. Согревания раствора до 37 ° C ускорит окрашивание. Признаки области инсульта (белый) можно рассматривать как быстро, как 90 мин после инсульта и остаются видимыми в течение более 7 дней. Визуализации должно быть сделано вместе с линейкой, чтобы рассчитать ударный объем сердца.
  5. Процесс расчлененный мозги для секционирования, иммуно-окрашивание, изолирующие белок, или целый ряд других процедур 17, 18, 19.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Вставки маршрута для закупорки швом продемонстрировано на рисунке 1. Шовный материал МСАО должен быть направлен в область закупорки, бифурцирующих в ICA. Успешное окклюзия MCA приведет к повреждению ткани, видимой с помощью ТТС окрашивания. На рисунке 2 представлены изображения окрашивания от мнимого обработанных животных (фиг.2А) и от 60 мин MCAO ишемия реперфузионного животного (окрашивание в течение 90 мин или 24 ч после окклюзии,

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Успешное использование описанного метода MCAO сильно зависит от понимания мозгового кровотока анатомии. Так как правильное размещение шовного материала трудно различить из-за отсутствия прямых визуальных подсказок, повторяется практика важно освоить процедуру, прежде чем использовать его для следственных исследований. Объем инсульта следует проанализировать с целью обеспечения стабильных результатов. Добавление системы лазерного доплеровского может помочь определить, успешное остановки кровотока и его следует использова...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

У авторов нет конкурентов или конфликтов интересов.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мы хотели бы поблагодарить доктора Лей Чена (Медицинская школа Икана в Маунт-Синай, штат Нью-Йорк), который первым создал эту модель в нашей лаборатории. Частично поддержано HL126559, DA039576, MH098891, MH63022, MH072567, DA027569 и NSC 2015/17/B/NZ7/02985. Доктор Люк Бертран частично получает стипендию от Американской кардиологической ассоциации (16POST31170002).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Шовная нить MCAO 0,23 ммDoccol702345PK5Re
Шовная нить MCAO 0,21 ммDoccol702145PK5Re
Серебряные скобы ручки503205
Наркозный аппаратVetequip901806
Хирургические ножницыFine science tool14558-09
Хирургические щипцы с прямым наконечникомFine научный инструмент00108-11
Хирургические щипцы с угловым наконечникомFine science tool00109-11
Пружинные ножницыFine science tool15000-08
Нейлоновый шовный материалBraintree scintificSUT-S 104
Закрывающий шовVWR95057-036
Изофлуранпирамал
2,3,5- Трифенилтетразолия хлоридFisherSci50-121-8005
Мозговой блокBraintree scintificBS-A 5000C
Криостатное лезвиеVWR89202-606
Опционально:
Periflux Лазерная доплеровская системаPerimedPeriflux 5000
Блок мониторингаPerimedPF 5010 - LDPM

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Cuomo, O., et al. Antithrombin reduces ischemic volume, ameliorates neurologic deficits, and prolongs animal survival in both transient and permanent focal ischemia. Stroke. 38 (12), 3272-3279 (2007).
  2. Wauquier, A., Melis, W., Janssen, P. A. Long-term neurological assessment of the post-resuscitative effects of flunarizine, verapamil and nimodipine in a new model of global complete ischaemia. Neuropharmacology. 28 (8), 837-846 (1989).
  3. Liu, F., McCullough, L. D. Middle cerebral artery occlusion model in rodents: methods and potential pitfalls. J Biomed Biotechnol. 2011, 464701(2011).
  4. Chiu, D., et al. Intravenous tissue plasminogen activator for acute ischemic stroke: feasibility, safety, and efficacy in the first year of clinical practice. Stroke. 29 (1), 18-22 (1998).
  5. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
  6. Koizumi, J., Yoshida, Y., Nakazawa, T., Ooneda, G. Experimental studies of ischemic brain edema, I: a new experimental model of cerebral embolism in rats in which recirculation can be introduced in the ischemic area. Jpn J Stroke. 8, 1-8 (1986).
  7. Liu, F., Schafer, D. P., McCullough, L. D. TTC, fluoro-Jade B and NeuN staining confirm evolving phases of infarction induced by middle cerebral artery occlusion. J Neurosci Methods. 179 (1), 1-8 (2009).
  8. Liu, F., Yuan, R., Benashski, S. E., McCullough, L. D. Changes in experimental stroke outcome across the life span. J Cereb Blood Flow Metab. 29 (4), 792-802 (2009).
  9. Wang, R. Y., Wang, P. S., Yang, Y. R. Effect of age in rats following middle cerebral artery occlusion. Gerontology. 49 (1), 27-32 (2003).
  10. Baskerville, T. A., Macrae, I. M., Holmes, W. M., McCabe, C. The influence of gender on 'tissue at risk' in acute stroke: A diffusion-weighted magnetic resonance imaging study in a rat model of focal cerebral ischaemia. J Cereb Blood Flow Metab. 36 (2), 381-386 (2016).
  11. Cai, Q., et al. Co-transplantation of hippocampal neural stem cells and astrocytes and microvascular endothelial cells improve the memory in ischemic stroke rat. Int J Clin Exp Med. 8 (8), 13109-13117 (2015).
  12. Cheng, Y., et al. Intravenously delivered neural stem cells migrate into ischemic brain, differentiate and improve functional recovery after transient ischemic stroke in adult rats. Int J Clin Exp Pathol. 8 (3), 2928-2936 (2015).
  13. Nagai, N., et al. Intravenous Administration of Cilostazol Nanoparticles Ameliorates Acute Ischemic Stroke in a Cerebral Ischemia/Reperfusion-Induced Injury Model. Int J Mol Sci. 16 (12), 29329-29344 (2015).
  14. Liu, Y., et al. Intravenous PEP-1-GDNF is protective after focal cerebral ischemia in rats. Neurosci Lett. 617, 150-155 (2016).
  15. Hedna, V. S., et al. Validity of Laser Doppler Flowmetry in Predicting Outcome in Murine Intraluminal Middle Cerebral Artery Occlusion Stroke. J Vasc Interv Neurol. 8 (3), 74-82 (2015).
  16. Tajima, Y., et al. Reproducibility of measuring cerebral blood flow by laser-Doppler flowmetry in mice. Front Biosci (Elite Ed). 6, 62-68 (2014).
  17. Fang, M., et al. Scutellarin regulates microglia-mediated TNC1 astrocytic reaction and astrogliosis in cerebral ischemia in the adult rats. BMC Neurosci. 16, 84(2015).
  18. Evilsizor, M. N., Ray-Jones, H. F., Lifshitz, J., Ziebell, J. Primer for immunohistochemistry on cryosectioned rat brain tissue: example staining for microglia and neurons. J Vis Exp. (99), e52293(2015).
  19. Kramer, M., et al. TTC staining of damaged brain areas after MCA occlusion in the rat does not constrict quantitative gene and protein analyses. J Neurosci Methods. 187 (1), 84-89 (2010).
  20. Wu, L., et al. Keep warm and get success: the role of postischemic temperature in the mouse middle cerebral artery occlusion model. Brain Res Bull. 101, 12-17 (2014).
  21. Liu, S., Zhen, G., Meloni, B. P., Campbell, K., Winn, H. R. Rodent Stroke Model Guidelines for Preclinical Stroke Trials (1st Edition). J Exp Stroke Transl Med. 2 (2), 2-27 (2009).
  22. Tsuchiya, D., Hong, S., Kayama, T., Panter, S. S., Weinstein, P. R. Effect of suture size and carotid clip application upon blood flow and infarct volume after permanent and temporary middle cerebral artery occlusion in mice. Brain Res. 970 (1-2), 131-139 (2003).
  23. Wolff, G., Davidson, S. J., Wrobel, J. K., Toborek, M. Exercise maintains blood-brain barrier integrity during early stages of brain metastasis formation. Biochem Biophys Res Commun. 463 (4), 811-817 (2015).
  24. Wrobel, J. K., Wolff, G., Xiao, R., Power, R. F., Toborek, M. Dietary Selenium Supplementation Modulates Growth of Brain Metastatic Tumors and Changes the Expression of Adhesion Molecules in Brain Microvessels. Biol Trace Elem Res. , (2015).
  25. Chen, L., Swartz, K. R., Toborek, M. Vessel microport technique for applications in cerebrovascular research. J Neurosci Res. 87 (7), 1718-1727 (2009).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи