Методическая статья

Расширение и адипогенез Индукция адипоцитов-предшественников из периваскулярной жировой ткани, изолированной магнитоактивированной сортировкой клеток

DOI:

10.3791/55818

⸱

30 июня 2017 г.

 ,  ,  , 
1Department of Large Animal Clinical Sciences, Michigan State University, 2Department of Pharmacology and Toxicology, Michigan State University

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Здесь мы сообщаем о способе выделения популяций клеток-предшественников Adipocyte (APC) из периваскулярной жировой ткани (PVAT) с использованием магнитно-активированной сортировки клеток (MCS). Этот метод позволяет увеличить выделение APC на грамм жировой ткани по сравнению с флуоресцентно-активированной сортировкой клеток (FACS).

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Расширение периваскулярной жировой ткани (PVAT), основного регулятора сосудистой функции через паракринную сигнализацию, напрямую связано с развитием гипертонии во время ожирения. Степень гипертрофии и гиперплазии зависит от местонахождения депо, пола и типа фенотипов клеток-предшественников адипоцитов (APC). Методы, используемые для изоляции APC и преадипоцитов за последние 10 лет, значительно повысили точность, с которой отдельные клетки могут быть идентифицированы на основе определенных маркеров поверхности клеток. Однако выделение APC и адипоцитов может быть проблемой из-за хрупкости клетки, особенно если интактная клетка должна быть сохранена для применений клеточной культуры.

Магнитно-активированная сортировка клеток ( MCS) обеспечивает метод выделения большего числа жизнеспособных APC на единицу веса жировой ткани. APC, собранный MCS, может использоваться для протоколов in vitro для расширения preaДипоциты и дифференцировать их в адипоциты с использованием коктейлей фактора роста, позволяющих анализировать плодовитый и адипогенный потенциал, сохраняемый клетками. Этот эксперимент был сосредоточен на аортальных и брыжеечных складах PVAT, которые играют ключевую роль в развитии сердечно-сосудистых заболеваний во время расширения. Эти протоколы описывают методы выделения, расширения и дифференциации определенной совокупности APC. Этот протокол MCS позволяет использовать изоляцию в любом эксперименте, в котором требуется сортировка ячейки с минимальным оборудованием или обучением. Эти методы могут помочь в дальнейших экспериментах для определения функциональности конкретных популяций клеток на основе присутствия маркеров клеточной поверхности.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Периваскулярная жировая ткань (PVAT), из-за ее непосредственной близости к кровеносным сосудам, является основным сигнальным компонентом паракрина в функции сосудов. Расширение этой жировой ткани зависит от фенотипа клеток-предшественников Adipocyte (APC), присутствующих 2 , 3 . Выделение клеток из жировых тканей затруднено, поскольку первичные адипоциты являются хрупкими, плавучими и имеют размер. Некоторые методы изоляции также могут изменять фенотип и морфологию клеток путем увеличения синтеза воспалительных белков и уменьшения экспрессии адипогенного гена 4 , подчеркивая важность протокола, который поддерживает целостность клеток.

Культура первичных клеток и специфических субпопуляций преадипоцитов дает редукционистский подход к росту in vivo и поддерживает эквивалентный клеточный генетический состав 5 , хотя работа tiЯ с этими клетками ограничен из-за ухудшения со старением или старения 6 . Preadipocytes из различных жировых складов, в том числе подкожных и оментальных складов, также демонстрируют различия в пролиферации 7 , что подчеркивает важность сбора клеток из конкретных анатомических сайтов. Ячейки-предшественники из не-PVAT белых жировых депо были охарактеризованы в предыдущих исследованиях 7 , 8 , 9 , но меньше известно о фенотипах PVAT APC.

Описанные здесь методы позволяют анализировать конкретные и определенные популяции APC с минимальным воздействием на их морфологию, жизнеспособность и потенциал для пролиферации и дифференциации. Магнитоактивированная сортировка клеток (MCS) применима к нисходящим приложениям, таким как культура, поскольку шарики растворяются без изменения ячейки. MCS также является экономичным, и как только антитело conЦентровки были стандартизированы, потребность в анализе проточной цитометрии минимальна. Исследования in vitro с предшественниками PVAT также могут дать представление о потенциале, который могут иметь эти первичные клетки.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все процедуры, описанные в настоящем документе, следуют руководящим принципам, установленным Институтом по уходу и использованию животных (IACUC) Мичиганского государственного университета. Все буферы и медиа должны быть защищены от света.

1. Подготовка буферов, средств массовой информации и инструментов

  1. Приготовить раствор Кребса Рингера с бикарбонатом-буферным раствором (KRBB): 135 мМ хлорида натрия, 5 мМ хлорида калия, 1 мМ сульфата магния, 0,4 мМ двухосновного фосфата калия, 5,5 мМ глюкозы, 1% антибиотика / антимикотика (10000 единиц / мл пенициллина, 10000 мкг / Мл стрептомицина, 25 мкг / мл амфотерицина В) и 10 мМ HEPES (pH = 7,4). Этот раствор стабилен в течение 3 недель при хранении в стерильном состоянии и при 4 ° С.
  2. Подготовьте раствор коллагеназы типа 1: 1 мг / мл в KRBB с 4% альбумином бычьей сыворотки (BSA). Этот раствор следует поддерживать при 37 ° C и стабилен в течение 4 часов.
  3. Подготовьте раствор буфера для лизиса эритроцитов: 154 мМ хлорида аммония, 10 мМ бикарбоната калия, И 0,1 мМ ЭДТА. Хранить при температуре 4 ° C в течение одного месяца.
  4. Подготовка буферного блока MCS: DMMS / F12, 10% фетальная бычья сыворотка (FBS), 5% нормальная сыворотка осла, 40 мкл / мл F (ab) Фрагмент Donkey Anti-Rat IgG. Хранить при температуре 4 ° C в течение одного месяца.
  5. Подготовьте буферный раствор MCS: солевой раствор с фосфатным буфером (PBS, pH = 7,5), 0,5% BSA и 2 мМ EDTA. Хранить при температуре 4 ° C в течение одного месяца. Раствор дегаза нагревают до 37 ° С в стеклянном контейнере, а затем применяют вакуум в течение 15 с. Оставьте неиспользованную буферную печать.
  6. Подготовить основную среду стромальной сосудистой фракции (SVF): модифицированная Дульбекко среда орлов (DMEM): F12, 15% сыворотка плода теленка (FCS), 1% антибиотик / антимикотик (10000 единиц / мл пенициллина, 10000 мкг / мл стрептомицина, 25 мкг / Мл амфотерицина В), 44,05 мМ бикарбоната натрия, 100 мкМ аскорбиновой кислоты, 33 мкМ биотина, 17 мкМ пантотената, 2 мМ L-глутамина и 20 мМ HEPES. Держите стерильным и при 4 ° C в течение 2 недель.
  7. Подготовьте APC &# 160; медиа: базальная среда с дополнительными факторами роста, включая эпидермальный фактор роста 10 нг / мл), фактор ингибирования лейкемии (10 нг / мл), тромбоцитарный фактор роста BB (10 нг / мл) и основной фактор роста фибробластов ( 5 нг / мл). Держите стерильным и при 4 ° C в течение 2 недель.
  8. Подготовить Индукционные среды APC: APC Media с 10% FBS, 2,5 мкг / мл инсулина, 0,5 мМ 2-изобутил-1-метилаксантина (IBMX), 1 мкМ дексаметазона и 200 мкМ T3 (трийодтиронин тиреоидный гормон). Держите стерильным и при 4 ° C в течение 2 недель.

2. Изоляция предшественников адипоцитов

  1. Анестезируйте крысу в соответствии с институциональными руководящими принципами. Поместите крысу в дорзальное положение. Подтвердите глубину анестезии через пальцы и потерю рефлекторного ответа на этот болезненный раздражитель.
    ПРИМЕЧАНИЕ. В этом протоколе используются 10-недельные крысы Sprague Dawley и 70 мг / кг пентобарбитала, полученные через внутрибрюшинную инъекцию.
  2. Сделайте вертикальный срединный разрез wС ножницами вдоль грудины в грудной области и в промежностной области. Получите доступ к брюшной полости и выведите верхнюю брыжеечную артерию, небольшие сосуды для брыжеечной инсульт (mPVAT) и грудную аорту (aPVAT).
    1. Разделите все соединения с брыжейкой и аортой и удалите сосуды с животных. Изолируйте PVAT с помощью рассекающего микроскопа и чашки Петри, заполненной KRBB, для просмотра сосудов и выделения PVAT.
    2. В этом эксперименте собирайте гонадальную (GON) жировую, чтобы представлять не-PVAT жировое депо. Поместите изолированные жировые накладки на лед в KRBB с 10 мМ HEPES (pH = 7,4).
    3. В кожухе для биобезопасности перенесите около 50 мг ткани в 1,7 мл пробирку с 1 мл раствора коллагеназы типа I и мице с тканевыми ножницами (1 - 3 мм).
  3. Дайте образцы, инкубируя при 37 ° C в инкубаторе для гриля (или инкубаторе с орбитальным шейкере) в течение 1 часа. В кожухе для биобезопасности последовательно фильтруйте переваренный материал через 100 и 40 Μm в пробирку объемом 50 мл. Центрифугируют полученный фильтрат при 4 ° С в течение 10 мин при 300 × g.
    ПРИМЕЧАНИЕ. Все шаги в этом протоколе вперед должны выполняться в шкафу для биобезопасности, чтобы держать клетки стерильными.
  4. Вылейте супернатант и ресуспендированные гранулы, содержащие клетки SVF, в 1 мл 1X раствора буфера для лизиса эритроцитов и перенесите в микроцентрифужную пробирку объемом 1,7 мл. Инкубируйте клетки в течение 5 мин при комнатной температуре, защищенные от света и центрифугирования при 4 ° С в течение 5 мин при 300 х g.
  5. Вылейте супернатант и повторно суспендируйте оставшийся осадок клеток в SVF Basal Media. Соберите 20 мкл суб-выборки для подсчета живых клеток с помощью Trypan Blue Solution.
    ПРИМЕЧАНИЕ. Количество ячеек SVF, которые могут быть выделены, зависит от сайта. Среднее количество собранных SVF на мг ткани: aPVAT = 5,0 ± 2,0 × 10 3 , mPVAT = 1,04 ± 0,62 × 10 4 , GON = 2,4 ± 1,2 × 10 5 .

3. Магнитоактивированная сортировка клеток

_content "> ПРИМЕЧАНИЕ. Изолируйте APC из SVF на основе маркеров клеточной поверхности CD34 и PDGFRα, выполнив все шаги при 4 ° C.

  1. Спиновые клетки в течение 5 мин при 300 × g. Вылейте супернатант и ресуспендируйте осадок клеток в блокирующем буфере MCS при 1 × 10 6 клеток / мл и инкубируйте в течение 20 мин.
    ПРИМЕЧАНИЕ. Клеточные суспензии 1 × 10 6 - 2 × 10 8 клеток / мл можно эффективно отделить.
  2. Инкубируйте клетки с 5 мкл FITC-конъюгированного мышиного анти-CD34 (1 мкг / 1 × 10 6 клеток) в течение 30 минут при 4 ° C. Спиновые клетки в течение 5 мин при 300 xg и 4 ° C.
    1. Инкубируйте 4 мкл микрочипов против FITC и 96 мкл буфера MCS (общий объем 100 мкл) в течение 5 мин при 4 ° C в темноте для отделения CD34 + и CD34-клеток.
  3. Прикрепите магнитный сепаратор к подставке и поместите колонку MultiSort (MS) с крыльями колонны спереди, в разделитель. Поместите 5 млСборной трубки под колонкой MS в верхнем держателе трубки.
  4. Подготовьте колонку MS с помощью промывки буфером MCS. Примените 500 мкл буфера MCS поверх столбца и пропустите буфер. Откажитесь от сточных вод и замените собирающую трубку.
  5. Загрузите антитело, помеченное клеточной суспензией, на подготовленную колонку MS. Собирайте поток, содержащий немаркированные клетки.
  6. Вымойте MS колонку с 500 мкл дегазированного буфера MCS 3x. Соберите немаркированные ячейки, которые проходят и соединяются с потоком с предыдущего шага.
  7. Удалите колонку MS из магнитного сепаратора и поместите ее на новую трубку для сбора. Пипеткой 1 мл буфера MCS на колонку MS. Немедленно промойте фракцию магнитомаркированными ячейками прочно, но медленно, используя плунжер, поставляемый с колонкой, чтобы не допустить избыточного газа в колонну.
    ПРИМЕЧАНИЕ. Изолированные номера ячеек будут меняться по сайту. Среднее количество CD34 + APC, выделенное из популяции SVF заМг ткани: aPVAT = 2,6 ± 0,43 × 10 2 , mPVAT = 9,6 ± 1,4 × 10 2 , GON = 1,3 ± 0,22 × 10 3 .
  8. Спиновые клетки в течение 5 мин при 300 × g и 4 ° C. Инкубируйте фракцию CD34 +, собранную в 10 мкл раствора 1: 200/1 × 10 6 клеток Rabbit anti-PDGFR в течение 30 мин при 4 ° C.
    1. Центрифужные клетки снова в течение 5 мин при 300 xg и 4 ° C. Инкубируйте меченые клетки с помощью 4 мкл микробега с кроличьим IgG и 96 мкл буфера MCS, повторяя этапы с 3.3 по 3.7 для выделения.
      ПРИМЕЧАНИЕ. Изолированные номера ячеек будут меняться по сайту. Среднее количество PDGFRα + APC, выделенное из CD34 + популяции на мг ткани, составляет: aPVAT = 2,4 ± 0,64, mPVAT = 8,4 ± 2,4, GON = 10,4 ± 1,9, что составляет 0,5-10% от ранее выделенной популяции.

4. Культура клеток и индукция адипогенеза

  1. Культура SVFИ APC в 6-луночных планшетах для культивирования тканей в базальной среде с заменой каждые 2 дня. После 3 последовательных проходов пластинку в черных 96-луночных планшетах для культивирования ткани в ячейках 1 ч10 2 ч / лунку для анализов пролиферации, которые оценивают через 8, 24, 48 и 96 ч и 50 000 клеток / лунку в 24-луночных планшетах или 10 000 клеток / лунку в 48-луночных планшетах для культивирования тканей для анализа адипогенеза, которые являются качественными и количественными.
  2. Дополнить базальную среду APC в течение 48 ч после слияния и до индукции с морфогенным белком кости 4 (3,3 нмоль / л), как указано для дифференциации 10 . Индуцировать клетки через 48 ч 100% слияния (день 0) с использованием Индукционной среды APC для инкубации клеток.
  3. Через 48 часов смените носитель для поддержания клеток в индукционной среде APC без IBMX и дексаметазона в течение 14 дней с изменениями среды каждые 48 часов.
  4. Изоляция MCS, подтвержденная FACS.
    1. Возьмите 50 мкл (50 000 клеток) суб-образец магнитной сепарацииИ промывают раствором FACS.
    2. Центрифужные клетки и ресуспендируют в 100 мкл 1: 1000 раствора ослиного антикроличного IgG Dylight 405 для маркировки клеток PDGFRα + . Инкубируйте в течение 30 минут, защищенных от света и при 4 ° C.
    3. Промывают клетки и ресуспендируют в 200 мкл 2% -ного раствора формальдегида до времени для анализа с использованием фильтров 488 нм (FITC) и 405 нм (Dylight 405) на проточном цитометре.
      ПРИМЕЧАНИЕ. Накопление липидов культивированными клетками количественно оценивают с использованием анализа флуоресценции липофильного адипогенеза в микропланшет-ридере, измеряющем флуоресценцию, и используют преадипоциты в качестве калибраторов для накопления липидов. Концентрация липидов также качественно измеряется окрашиванием липидным красителем и визуализацией, выполненной на инвертированном микроскопе, оснащенном камерой, что составляет процент от общего количества клеток, которые имеют или не содержат липидного наблюдаемого. Любой считыватель пластинок, способный измерять флуоресценцию с возбуждением при 485 нм и эмиссию при 572Нм подходит для анализа, а также любого микроскопа с камерой, способной захватывать цифровые изображения.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Пролиферативная способность преадипоцитов и адипогенный потенциал предшественников адипоцитов являются характеристиками, которые поддерживаются in vitro 11 . Пролиферацию in vitro изолированных SVF и APC из aPVAT, mPVAT и GON самцов крыс оценивали через 8, 24, 48 и 96 ч после нанесения покрытия с использованием количественного анализа ДНК. Никаких различий в частоте расширения SVF не наблюдалось в любой момент времени, за исключением APC из aPVAT...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Центральным направлением настоящего эксперимента является изоляция, расширение и адипогенная индукция APC из хранилищ PVAT. Здесь мы представляем протокол для выделения APC на основе идентификации клеток, экспрессирующих поверхностные маркеры CD34 и PDGFRα. Эти поверхностные белки были ранее идентифицированы на APC с высокими скоростями пролиферации и возможностью дифференцироваться в белые или коричневые адипоциты в различных жировых депо 14 , 15 . Выбирая клет...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Лаборатории Контрераса и Ватта и доктора Уильяма Рафаэля. Эти эксперименты поддерживали NHLBI F31 HL128035-01 (стандартизация протокола пищеварения), NHLBI 5R01HL117847-02 и 2P01HL070687-11A1 (животные) и NHLBI 5R01HL117847-02 (выделение клеток и культура).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Tissue Dissection
Disthicking Dishручной работы с силиконовой
культурой Чашка ПетриPyrex7740 Стекло
Силиконовый эластомерDow CorningSylgard 170Kit
Плетеный шелковый шовный материалHarvard Apparatus51-7615SP104
Стереомикроскоп MZ6Leica10447254
Стереомастер Микроскоп Волоконно-оптический источник светаFisher Scientific12562-36
Ванна НожницыGeorge Tiemann & Co160-150
Щипцы для осколковGeorge Tiemann & Co160-55
Ножницы для салфетокGeorge Tiemann & Co105-400
KRBB раствор
хлорид натрияSigma-Aldrich7647-14-5
Хлорид калияSigma-Aldrich7447-40-7
Сульфат магнияSigma-Aldrich7487-88-9
Фосфат калия двухосновнойSigma-Aldrich7758-114
ГлюкозаSigma-Aldrich50-99-7
Антибиотик/антимикотикCorning30-004-CI
HEPESCorning25-060-CI
Strong>Tissue Digestion
Collagenase Type 1Worthington BiochemicalLS004196
Бычий сывороточный альбумин (BSA)Fisher Scientific9048-46-8
Буфер для лизиса эритроцитовBioLegend4203011X Рабочий раствор
Водяная баняThermo-Fisher Scientific2876Встряхивающая ванна с взаимным встряхиванием
Шкаф биобезопасностиThermo-Fisher Scientific1385
Инкубатор для гриляDaiggerEF4894C
100 & микро; m Сетчатый фильтрThermo-Fisher Scientific22-363-549желтый
40 &микро; m Клеточный фильтрThermo-Fisher Scientific22-363-547Синий
гемоцитометрCole-ParmerUX-79001-00
Трипановый синийSigma-Aldrich93595
Cell Isolation
OctoMACS KitMiltenyi Biotech130-042-108
(DMEM):F12 MediumCorning90-090Сыворотка
для плода крупного рогатого скота со средним основанием (FBS)Corning35016CVСША Origins
Нормальная сыворотка для ослаAbCamAB7475
Anti-CD34Santa CruzSC-7324FITC-конъюгированная
анти-PDGFR&альфа;Thermo-Fisher ScientificPA5-17623
Donkey Anti-rabbit IgGJackson Immunoresearch712-007-003
Фосфатно-солевой буфер (PBS) 10XCorning46-013-CM1X Рабочий раствор
EDTAFisher Scientific15575020
Cell Culture
CO 2 Клеточный инкубаторThermo-Fisher Scientific51030285Heracell 160i 
6-луночные планшетыCorning3516TC-обработанные
48-луночные планшетыCorning3548TC-обработанные
96-луночные планшеты, черная стенкаCorning353376TC-обработанный
бикарбонат натрияSigma-Aldrich144-55-8TC-обработанная
фетальная телячья сыворотка (FCS)Corning35011CVСША Origins
Аскорбиновая кислотаСигма-Олдрич50-81-7
БиотинСигма-Олдрич58-85-5
ПантотенатСигма-Олдрич137-08-6
L-глутаминCorning61-030
Костный морфогенный белок 4 (BMP4)Prospec BioCYT-081
Эпидермальный фактор роста (EGF)PeproTech400-25
Фактор ингибирования лейкемииPeproTech250-02
Тромбоцитарный фактор роста BBProspec BioCYT-740
Основной фактор роста фибробластов (bFGF)PeproTech450-33
ИнсулинCorning25-800-CRITS Solution
IBMXSigma-Aldrich28822-58-4
ДексаметазонSigma-Aldrich50-02-2
T3 (трийодтиронин)Sigma-Aldrich6893-023
Cell Analysis
CyQUANT Пролиферативный анализThermo-Fisher ScientificC7026
AdipoRed Флуоресцентный реагентLonzaPT-7009
Oil Red O липидный красительSigma-AldrichO1391In Solution
M1000 микропланшетный ридерTecan
Eclipse инвертированный микроскопNikon
цифровой прицел DS-Qil камераNikon
<

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Watts, S. W., et al. Chemerin connects fat to arterial contraction. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 33 (6), 1320-1328 (2013).
  2. Dodson, M. V., et al. Adipose depots differ in cellularity, adipokines produced, gene expression, and cell systems. Adipocyte. 3 (4), 236-241 (2014).
  3. Police, S. B., Thatcher, S. E., Charnigo, R., Daugherty, A., Cassis, L. A. Obesity promotes inflammation in periaortic adipose tissue and angiotensin II-induced abdominal aortic aneurysm formation. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 29 (10), 1458-1464 (2009).
  4. Ruan, H., Zarnowski, M. J., Cushman, S. W., Lodish, H. F. Standard isolation of primary adipose cells from mouse epididymal fat pads induces inflammatory mediators and down-regulates adipocyte genes. J Biol Chem. 278 (48), 47585-47593 (2003).
  5. Stacey, G. in eLS. , John Wiley & Sons, Ltd. (2001).
  6. Swim, H. E., Parker, R. F. Culture characteristics of human fibroblasts propagated serially. Am J Hyg. 66 (2), 235-243 (1957).
  7. Van Harmelen, V., Rohrig, K., Hauner, H. Comparison of proliferation and differentiation capacity of human adipocyte precursor cells from the omental and subcutaneous adipose tissue depot of obese subjects. Metabolism. 53 (5), 632-637 (2004).
  8. Roncari, D. A., Lau, D. C., Kindler, S. Exaggerated replication in culture of adipocyte precursors from massively obese persons. Metabolism. 30 (5), 425-427 (1981).
  9. Church, C. D., Berry, R., Rodeheffer, M. S. Isolation and study of adipocyte precursors. Methods Enzymol. 537, 31-46 (2014).
  10. Fontana, L., Eagon, J. C., Trujillo, M. E., Scherer, P. E., Klein, S. Visceral fat adipokine secretion is associated with systemic inflammation in obese humans. Diabetes. 56 (4), 1010-1013 (2007).
  11. Tchkonia, T., et al. Fat depot-specific characteristics are retained in strains derived from single human preadipocytes. Diabetes. 55 (9), 2571-2578 (2006).
  12. Macotela, Y., et al. Intrinsic differences in adipocyte precursor cells from different white fat depots. Diabetes. 61 (7), 1691-1699 (2012).
  13. Contreras, G. A., Thelen, K., Ayala-Lopez, N., Watts, S. W. The distribution and adipogenic potential of perivascular adipose tissue adipocyte progenitors is dependent on sexual dimorphism and vessel location. Physiol Rep. 4 (19), (2016).
  14. Lee, Y. H., Petkova, A. P., Granneman, J. G. Identification of an adipogenic niche for adipose tissue remodeling and restoration. Cell Metab. 18 (3), 355-367 (2013).
  15. Lee, Y. H., Petkova, A. P., Mottillo, E. P., Granneman, J. G. In vivo identification of bipotential adipocyte progenitors recruited by beta3-adrenoceptor activation and high-fat feeding. Cell Metab. 15 (4), 480-491 (2012).
  16. Ahrens, M., et al. Expression of human bone morphogenetic proteins-2 or -4 in murine mesenchymal progenitor C3H10T1/2 cells induces differentiation into distinct mesenchymal cell lineages. DNA Cell Biol. 12 (10), 871-880 (1993).
  17. Bowers, R. R., Lane, M. D. A role for bone morphogenetic protein-4 in adipocyte development. Cell Cycle. 6 (4), 385-389 (2007).
  18. Schulz, T. J., Tseng, Y. H. Emerging role of bone morphogenetic proteins in adipogenesis and energy metabolism. Cytokine Growth Factor Rev. 20 (5-6), 523-531 (2009).
  19. Choi, J. R., et al. In situ normoxia enhances survival and proliferation rate of human adipose tissue-derived stromal cells without increasing the risk of tumourigenesis. PLoS One. 10 (1), 0115034(2015).
  20. Gupta, R. K., et al. Zfp423 expression identifies committed preadipocytes and localizes to adipose endothelial and perivascular cells. Cell Metab. 15 (2), 230-239 (2012).
  21. Rodeheffer, M. S., Birsoy, K., Friedman, J. M. Identification of white adipocyte progenitor cells in vivo. Cell. 135 (2), 240-249 (2008).
  22. Scott, M. A., Nguyen, V. T., Levi, B., James, A. W. Current methods of adipogenic differentiation of mesenchymal stem cells. Stem Cells Dev. 20 (10), 1793-1804 (2011).
  23. Edmondson, R., Broglie, J. J., Adcock, A. F., Yang, L. Three-dimensional cell culture systems and their applications in drug discovery and cell-based biosensors. Assay Drug Dev Technol. 12 (4), 207-218 (2014).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

CD34PDGFR

Похожие статьи