Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Лучевая терапия Органотипных культур от подчелюстной и околоушной слюнных желез модели ключ в естественных характеристик

7.9K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/59484

⸱

17 мая 2019 г.

 ,  ,  ,  , 
1Department of Nutritional Sciences, University of Arizona, 2Cancer Biology Graduate Interdisciplinary Program, University of Arizona, 3Department of Chemical Engineering, University of Arizona

В этой статье

Краткое содержание

Использование трехмерных органотипных культур для визуализации морфологии и функциональных маркеров слюнных желез может обеспечить новый взгляд на механизмы повреждения тканей после облучения. Описанный здесь протокол к разделу, культуре, излучать, пятно, и изображение 50-90 мкм толщиной слюнных желез разделы до и после воздействия ионизирующего излучения.

Аннотация

Гипосаливация и ксеростомия создают хронические устные осложнения, которые снижают качество жизни больных раком головы и шеи, которые лечатся лучевой терапией. Экспериментальные подходы к пониманию механизмов дисфункции слюнных желез и восстановления были сосредоточены на в моделях естественных условиях, которые являются инвалидами из-за неспособности систематически экран терапевтических кандидатов и эффективность в трансфекции способность манипулировать конкретными генами. Цель этой слюнной железы органотипных культура протокол для оценки максимального времени жизнеспособности культуры и характеризуют клеточных изменений после ex естественных условиях лучевой терапии. Мы использовали иммунофлуоресцентное окрашивание и кофокальные микроскопии, чтобы определить, когда конкретные популяции клеток и маркеры присутствуют в течение 30-дневного периода культуры. Кроме того, сотовые маркеры ранее зарегистрированных в в естественных условиях излучения модели оцениваются в культурах, которые облученных ex естественных условиях. Двигаясь вперед, этот метод является привлекательной платформой для быстрого ex в естественных условиях оценки мышиных и человека слюнных желез ткани ответы на терапевтические агенты, которые улучшают функцию слюнных.

Введение

Правильная функция слюнных желез имеет важное значение для здоровья полости рта и изменяется после лечения рака головы и шеи с лучевой терапией1. В 2017, около 50 000 новых случаев рака головы и шеи были зарегистрированы в Соединенных Штатах2. Из-за повреждающих ткани и часто необратимых последствий лучевой терапии на окружающих нормальных тканях, таких как слюнные железы, пациенты часто остаются с тяжелыми побочными эффектами и уменьшением качества жизни2,3, 4. в Общие осложнения, вызванные радиационным повреждением проявляется в таких симптомах, как Ксеростомия (субъективное чувство сухости во рту), кариеса зубов, нарушение способности жевать и глотать, нарушения речи и скомпрометированных устных микробиомов2, 3-х , 4. Эти симптомы коллективно может привести к недоеданию и нарушение выживания в пострадавших лиц5. В то время как дисфункция слюнных желез в этой популяции была хорошо документирована, основные механизмы повреждения клеток ацинар были оспорены, и мало интеграции между различными моделями животных6,7.

Текущие методы изучения функции слюнной железы и радиационно-индуцированных повреждений включают использование в моделях естественных условиях, увековечены клеточных линий, двумерных (2-D) первичных клеточных культур, а также трехмерные (3-D) культуры салисферы8, 9,10,11,12. Традиционно, модели клеточной культуры от увековечены клеточных линий и 2-D культур привлекать однослоистых клеток культивировали на плоских поверхностях и ценны для быстрой, простой и экономически эффективных экспериментов. Однако, искусственные условия культуры клетки могут изменить состояние дифференцировки и физиологические реакции клеток, котор подвергли действию к различным условиям, и результаты часто не могут перевести к всем моделям организма14,15. Кроме того, увековечены клеточных культур требует модуляции р. р. деятельности, которая имеет решающее значение для реакции слюнных желез на повреждение ДНК16,17.

3-D культуры салисфера обогащаются для стволовых клеток и клетки-предшественников в раннем времени точки в культуре и были полезны для понимания радиозентивности этого подмножества слюнных желез клеток9,18. Критическое ограничение всех этих моделей культуры они неэффективны в визуализации 3-D структуры слюнной железы, в том числе внеклеточной матрицы (ЕОС) и клеточных взаимодействий в течение различных слоев, которые имеют решающее значение в модуляции слюнных секреции15. Необходимость метода, который включает в себя поведение ткани в целом, но может также манипулировать в лабораторных условиях для изучения последствий лечения необходимо для дальнейшего обнаружить основные механизмы радиационно-индуцированной слюнной железы Дисфункции.

Живая ткань секционирования и культуры был документально ранее19,20 и часто используется для изучения мозга ткани взаимодействия21. В предыдущих исследованиях, околоушной (пар) слюнных желез ткани от мышей был секционного примерно на 50 мкм и культивировали до 48 ч, и анализ жизнеспособности, гибель клеток, и функция была выполнена после19. SU et al. (2016) расширена по этой методологии путем культивирования человеческих Подчелюстные железы (SMGs) секционные на 35 мкм или 50 мкм в течение 14 дней20. Предлагаемый метод является продвижение в том, что она включает в себя как околоушной и подчелюстной слюнных желез секционные на 50 мкм и 90 мкм и оценка культур в течение 30 дней. Способность вырезать диапазон толщины ткани имеет важное значение при оценке клеточных и клеточных взаимодействий, которые актуальны для клеточных процессов, включая апокально-базолатеральной полярности и иннервации для секреции. Кроме того, ломтики слюнной железы были облучены в то время как в культуре, чтобы определить целесообразность этой модели культуры для изучения радиационно-индуцированных повреждений слюнных желез.

Цель этой слюнной железы органотипных культура протокол для оценки максимального времени жизнеспособности культуры и характеризуют клеточных изменений после ex естественных условиях лучевой терапии. Чтобы определить максимальное время разделы, которые являются жизнеспособными после рассечения, ТриАН синего окрашивания, живые окрашивание клеток, и иммуногистолехимического окрашивания для клеточной смерти были выполнены. Кофокальная микроскопия и иммунолюминесцентная окрашивание использовались для оценки популяции конкретных клеток, морфологических структур и уровней распространения. Ткани раздел культур также подвергаются ионизирующего излучения для определения последствий излучения на различных маркеров в этой 3-D модели. Индукция клеточной смерти, разрушение цитоскелета, потеря маркеров дифференциации, и компенсационного распространения в облученных ex естественных условиях культуры были по сравнению с предыдущими исследованиями в моделях естественных условиях. Эта методология предоставляет средства для изучения роли клеточных взаимодействий после радиационного поражения и обеспечивает экспериментальную модель для эффективной оценки эффективности терапевтических вмешательств (манипуляции генами или фармакологические агенты ), которые могут быть менее подходящими для в естественных условиях моделей.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

1. Приготовление вибратома

  1. Спрей съемные компоненты вибратом включая буфер лоток, лезвие крепления, агарозы блок плесень, и лабораторный фильм с 70% этанола, то УФ-стерилизации, по крайней мере 30 мин.
  2. Поместите и закрепите дополнительный лист лабораторной пленки над буферным лотком, чтобы предотвратить падение льда.
  3. Заполните ледяную камеру колотым льдом, снимите лабораторный фильм из буферного лотка и заполните буфер с 100 мл ледяного раствора 1x фосфата-буферного раствора (PBS), дополненное 1% пенициллин-стрептомицин-ампициллин (PSA).
  4. Поместите лезвие бритвы из нержавеющей стали в держатель лезвия. Используйте отвертку, чтобы затянуть/ослабить и изменить угол лезвия.

2. Подготовка образца ткани в блоке агарозы и секционирование с использованием вибратомы

  1. Автоклав все необходимые рассечение и секционирования инструменты, включая щипцы, ножницы и кисти.
  2. Подготовка 3% низкая точка плавления агарозы в стерильных 1x PBS и микроволновой печи, пока агарозы растворяется в растворе. Убедитесь, что раствор не кипятить и вихревой бутылку периодически смешивать.
    Примечание: предотвратите низкоплавное агарозы от затвердевать путем держать его в ванне теплой воды. Низкоплавное агарозы жидкости при температуре 37 ° c и устанавливает при температуре 25 °C. Однако, водяной бане должен быть ниже 40 ° c для того, чтобы вылить агарозы вокруг ткани при физиологической температуре.
  3. Изолировать слюнных желез и поместить расчлененные ткани на 2 мл ледяной 1x PBS дополнены 1% PSA в стерильных, 30 мм блюдо культуры.
  4. Использование автоклапинных щипцов, удаление слюнных желез от 1x PBS + 1% PSA решение и положение в нижней части вложения плесени. Заполните плесень с жидкостью 3% низкая точка плавления агарозы для покрытия ткани.
  5. Используя щипцы, отрегулируйте ткань к середине блока и положение слюнной железы в соответствующем плоскости. Лучшие поперечники для подчелюстной и околоушной железы находятся в вертикальной плоскости.
  6. Место агарозы блока на льду в течение 10 минут, чтобы затвердевать.
  7. Аккуратно Запустите лезвие бритвы вокруг внешнего края агарозы, чтобы ослабить и пусть блок слайд на УФ-стерилизовать лабораторный фильм из шага 1,1.
  8. Используйте лезвие бритвы, чтобы вырезать в коробке агарозы, содержащей слюнные железы. Убедитесь, что плоскость раздела прямая и параллельная противоположной стороне блока (поверхность, которая будет приклеена). Так как агарозы не проникают в ткань, не обрезайте слишком много агарозы вокруг ткани, поэтому ткань будет хорошо поддерживаться.
  9. Используйте суперклей для прикрепления блока к режущей поверхности.
  10. Секция на 50 мкм или 90 мкм толщина от вибратомы со скоростью 0,075 мм/с и частотой 100 Гц.
    Примечание: Настройка вибратомы на самой высокой частоте и низкая скорость лезвия обеспечивает наиболее оптимальные ломтики.
  11. Соберите разделы в 24-хорошо ткань культуры блюдо, содержащее ~ 1 мл ледяной PBS на хорошо использованием автоматической, натуральные волосы кисти, поместив кисть в 70% этанола между срез коллекций для поддержания бесплодия.

3. секции культивирования

  1. Автоклав микро-шпатель и щипцы.
  2. Сделать фондовом вибратомы культуры СМИ с или без плода бычий сыворотки (ФПС): ДМЭМ/F12 СМИ дополнены 1% PSA, 5 мкг/мл трансферрин, 1,1 мкм гидрокортизон, 0,1 мкм ретиноевой кислоты, 5 мкг/мл инсулина, 80 нг/мл эпидермального фактора роста, 5 мм L-глютамина, 50 мкг/мл гентатаин сульфат, и 10 мкл/мл смесь трассировки элементов. Добавьте соответствующее количество ФПС, чтобы сделать 0%, 2,5%, 5,0%, или 10% решений.
  3. До секционирования, добавить 300 мкл предварительно нагреваемых средств массовой информации и поместить 12 мм диаметром, 0,4 мкм поры размера мембраны вставки в каждый колодец 24-хорошо ткань культуры пластины. Средства массовой информации должны достичь дна мембраны для создания интерфейса жидкостного воздуха для культуры.
  4. Аккуратно положите слюнные разделы поверх вставки мембраны с помощью микро-шпателя и культуры при температуре 37 ° c в увлажненный 5% CO2 и 95% атмосферы воздуха инкубатора.
    1. Добавьте приблизительно 300 мкл первичных сред культуры в колодец и несколько капель в мембранные вставки (приблизительно 40 мкл) через день или по мере необходимости. Надлежащее культивирование показало, что клетки способны выживать и поддерживаться до 30 дней ex естественных условиях.

4. облучение участков слюнных желез

  1. Лечить разделы с одной дозой излучения (5 гр) с использованием кобальта-60 (или эквивалент) irрадиатор.
    1. Транспорт разделы для irрадиатор объекта с помощью крытого контейнера пенополистирола, чтобы избежать колебаний температуры. Кроме того, необходимо позаботиться во время транспортировки обратно в лабораторию инкубатор для обеспечения того, чтобы средства массовой информации не брызгать на культуру крышкой и вызвать загрязнение.
    2. Поместите 24-хорошо пластины, содержащие участки слюнной железы 80 cm от источника излучения, в центре 32 "х 32" поле излучения. Расчеты дозы излучения и соответствующее время в радиаторе будут варьироваться в зависимости от прибора и распада кобальта-60.
  2. Продолжайте мониторинг и культивирование этих разделов, как описано в разделе 3.

5. пятнать жизнеспособности

  1. Аспирин старых средств массовой информации и мыть ломтики дважды стерильные, предварительно нагретой 1x PBS.
  2. Окрашивание участков с синей краской трипона.
    1. Используйте микро-шпатель для перемещения ломтик от культуры к стеклянной слайде.
    2. Добавить 0,4% трипаное синее решение на срез вибратомы с достаточным объемом для покрытия ткани (10 – 20 мкл).
    3. Инкубировать ломтики при комнатной температуре (RT) в синий трипаном для 1-2 мин для красителя проникать в ткань. Нежизнеспособные клетки будут окрашены в синий цвет, а жизнеспособные клетки будут незапятнанными.
  3. Пятно разделы с calcein, AM живой-клеточной краски.
    1. Добавить достаточное количество пятен, чтобы покрыть секции в одном хорошо 24 хорошо пластины (200-300 мкл).
    2. Инкубировать ломтики на RT в течение 15 мин, чтобы позволить красителя проникновения.
    3. Аккуратно удалите секцию из колодца и поместите на стеклянную горку. Гора ломтики с 1 капля монтажа средств массовой информации.
    4. Разделы изображения на флуоресцентном микроскопе при возбуждении/излучении длин волн 488 нм и 515 нм.

6. антитело окрашивание участков вибратома

Примечание: ниже приводится общий окраски антител протокол специфическое для Ki-67; Однако, этот протокол может быть использован с любым антителом. Все мойки проводятся в РТ, если не указано иное.

  1. В мульти-хорошо ткани культуры блюдо, аспирин от средств массовой информации и мыть по крайней мере 2x стерильных 1x PBS.
  2. Исправьте разделы с помощью 4% параформальдегида (ФА) на ночь при температуре 4 °C.
  3. Аспирин от 4% и мыть 3x с PBT [1x PBS, 1% бычьего сыворотки альбумина (БСА), 0,1% тритон X-100].
    Примечание: разделы могут храниться в 1x PBS при температуре 4 °C и окрашиваются в более позднее время. Максимальное время хранения, испытано в этой рукописи, составляло 3 недели. Более длительное время хранения необходимо будет оптимизировать отдельным пользователем, если это желательно.
  4. Проникая разделы с использованием 0,3% Тритон X-100 в 1x PBS в течение 30 мин.
    Примечание: этот шаг можно доработать и оптимизировать для специфически пятнать и проникания антитела.
  5. Pipet от раствора перностизации.
  6. Вымойте ломтики 3x в течение 5 минут с 1x PBS, 1% БСА, и 0,1% тритон X-100 (PBT).
  7. Блок ломтики с блокирующим агентом с 1% нормальный козьего сыворотки для 1 ч.
  8. Вымойте ломтики 3x в течение 5 минут с PBT.
  9. Инкубировать ломтики ночь на 4 ° c с 500 мкл анти-Ki67 кролика моноклональных антител разбавленных в 1% БСА в 1x PBS.
    Примечание: для Фаллоидин окрашивание, пропустить шаг 6,9 и продолжить использовать протокол для конкретного phаллоидин используется. На ДНК-контрапятно, перейдите к шагу 6,15.
  10. Аспирин анти-Ki67 кролика моноклональных антител.
  11. Вымойте ломтики 6X в течение 5 минут в 1x PBS.
  12. Инкубировать ломтики в 500 МКН из флуоресцентно спряженных вторичных антител совместимы с антителом Anti-Ki67 разбавленным в 1% БСА в 1x PBS на RT для 1,5 h покрыты от света.
    Примечание: основано на вторичной антитело используемой, время инкубации с вторичным антителом можно более добавочным оптимизировать индивидуальным потребителем. Кроме того, вторичное антитело является светочувствительным. Все последующие мойки должны выполняться в темноте.
  13. Аспирин вторичных антител.
  14. Вымойте ломтики для 3x в течение 5 минут с 1x PBS.
  15. Вымойте ломтики на 5 минут в обожионизированной воде.
  16. Контрпятно ломтики с DAPI (1мкг/мл) в течение 20 минут на RT.
  17. Вымойте ломтики (один раз) на 5 минут в обожионизированной воде.
  18. Гора ломтики с одной каплей (~ 40 мкл) монтажа средств массовой информации. Чтобы избежать лишних пузырей, медленно поместите покрывало на монтажные носители на слайде, начиная с угла 45 °.
    1. Чтобы предотвратить дробление толстых участков с помощью комбинезона, установите каждый кусочек с помощью прокладки. Прокладка может быть создана путем размещения обода вакуумной смазки в квадрат вокруг ткани раздела.
    2. При укладке кроя, края покрышек можно запечатать вакуумной смазкой. Нажмите на края комбинезона с большим пальцем, чтобы твердо придерживаться его на слайде. Кроме того, печать покрывало на Микроскоп слайд, используя четкие Лак для ногтей.

7. секции вибратоза изображений

  1. Изображение окрашенных слайдов в течение 5 дней окрашивания.
  2. Получить оптические разделы окрашенных фрагментов вибратомы с помощью конфокального микроскопа. С помощью конфокального микроскопа, получить z-стек на определенный шаг размер или принять отдельные изображения в зависимости от пользовательского экспериментального дизайна. Изображения могут быть рассмотрены на любом экране компьютера после конфокальной коллекции.
    Примечание: из-за толщины ломтиков вибратомы рекомендуется использовать кофокальный Микроскоп или область с возможностью стека z для визуализации деталей в образцах. Для изображений, используемых в этой рукописи, была использована 63-х нефтяная цель; Однако, это может быть приспособлена и дополнительно модифицирована индивидуальным пользователем и конкретной сферой применения. Рекомендованное разрешение пикселей для каждого объективного и зум-фактора с предполагаемыми сэмплирования Найквиста 2,5 пикселей в X и Y для мельчайших оптически разрешимых структур. Тем не менее, некоторые комментаторы предлагают 2,3 пикселей, в то время как другие предполагают 2,8 пикселей. Пожалуйста, обратитесь к справочнике биологической Кофокальной микроскопии22 для получения дополнительной информации о том, как сделать эти расчеты.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Первичные 2-D культуры выращиваются в фетальной сыворотке говядины (ФПС) дополнены средствами массовой информации в то время как первичная 3-D культура салисферы, как правило, культивируются в сыворотке без условий10,11. Кроме того, два предыдущих исследования, использующие вибратомы культур из слюнных желез культивируемых их разделы в 0% или 10% ФПС дополнены СМИ19,20. По...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Исследования слюнных желез использовал ряд моделей культуры, в том числе увековечены 2-D культур, первичных 2-D культур, 3-D культуры салисферы, и 3-D органные культуры из эмбриональных эксфолиантов для выяснения вопросов на основе биологии и физиологии. Эти модели культуры дали глубокую информацию по широкому спектру вопросов исследования и будут продолжать быть важными инструментами в исследованиях слюнных. Ограничения этих моделей культуры включают в себя модуляцию активности р 53 при увековечивание, преходящее жизнес...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Эта работа была поддержана в части пилотным финансированием, предоставляемый университетом Аризоны Управление исследований и открытий и национальных институтов здравоохранения (R01 DE023534) Кирстен Limesand. Обучение биологии рака Грант, T32CA009213, при условии стипендиальной поддержки Вэнь Юй Вонг. Авторы хотели бы поблагодарить м. Райс за его ценный технический вклад.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Вибратом VT1000SLeica BiosystemsN/AВибратом для секционирования
Двухлезвийные бритвенные лезвия из нержавеющей сталиЭлектронная микроскопия Sciences72000
АгарозаFisher ScientificBP165-25Легкоплавкая
парапленкаSigma-AldrichP6543
Пенициллин-стрептомицин-амфотерицин BLonza17-745HPSA
24-луночный планшетCellTreat229124
Dulbecco' s Фосфатно-солевой буферный раствор (DPBS)Gibco14190-144
Loctite UltraGel Control SuperglueLoctiteN/AКуплено в хозяйственном магазине
Натуральная красная собольная круглая кистьPrinceton Art & Brush Co7400R-2
Гентамицина сульфатFisher ScientificICN1676045
TransferrinSigma-AldrichT-8158-100 мг
L-глутатминGibco25030-081
МикроэлементыMP BiomedicalsICN1676549
инсулинFisher Scientific12585014
Эпидермальный фактор ростаCorning354001
гидрокортизонSigma-AldrichH0888
Ретиноевая кислотаFisher ScientificR2625-50MG
Фетальная сыворотка крупного рогатого скотаGibcoA3160602
DMEM/F12 Media Corning150-90-CV
Милликлеточная клеточная культура ВставкаMillipore SigmaPICM0125012 мм, 0,4 мкм размер пор для 24-луночного планшета
0,4% Trypan BlueSigma-AldrichT8154
LIVE/DEAD Cell Imaging Kit (488/570)Thermo-FisherR37601Используется только ЖИВОЙ компонент красителя
Anti-Ki-67 Anti-Ki-67Антитело Клеточная сигнальная технология9129S
Anti-E-кадгерин Технологияклеточной сигнализации3195S
Технология передачи сигналов против расщепленных каспаз-3 антител9661L
Антитело против СМААнтитело Sigma-AldrichC6198
Антитело против амилазыSigma-AldrichA8273
Антитело против CD31 Abcamab28364
Антитело против TUBB3Технология клеточной сигнализации5568S
Alexa Fluor 594 Антитело Набор для маркировкиThermo-FisherA20185
Alexa Fluor 594 ФаллоидинThermo-FisherA12381
Бычья сыворотка АльбуминFisher ScientificBP1600
Triton X-100Sigma-Aldrich21568-2500
Параформальдегид PrillsFisher Scientific5027632
New England Ядерный блокаторPerkin Elmer2346249Больше не продается
DAPICell Signaling Technology4083S
Prolong Gold Antifade Монтажный носительInvitrogenP36934
Leica SPSII Spectral ConfocalLeica BiosystemsN/AДля конфокальной визуализации
Leica DMIL Инвертированный фазово-контрастный микроскопLeica BiosystemsN/A
Кобальт-60 Телетерапевтический инструментАтомная энергия Канады Ltd Тератрон-80Н/Д
Амак Бокс, ОчиститьКонтейнер Магазин60140Агарозная блочная форма
антител

Ссылки

  1. Dirix, P., Nuyts, S., Van den Bogaert, W. Radiation-induced xerostomia in patients with head and neck cancer: a literature review. Cancer. 107 (11), 2525-2534 (2006).
  2. Siegel, R. L., Miller, K. D., Jemal, A. Cancer Statistics, 2017. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 67 (1), 7-30 (2017).
  3. Hancock, P. J., Epstein, J. B., Sadler, G. R. Oral and dental management related to radiation therapy for head and neck cancer. Journal of the Canadian Dental Association. 69 (9), 585-590 (2003).
  4. Nguyen, N. P., et al. Quality of life following chemoradiation and postoperative radiation for locally advanced head and neck cancer. Journal for Oto-rhino-laryngology and Its Related Specialties. 69 (5), 271-276 (2007).
  5. Gorenc, M., Kozjek, N. R., Strojan, P. Malnutrition and cachexia in patients with head and neck cancer treated with (chemo)radiotherapy. Reports of Practical Oncology and Radiotherapy. Journal of Greatpoland Cancer Center in Poznań and Polish Society of Radiation Oncology. 20 (4), 249-258 (2015).
  6. Grundmann, O., Mitchell, G. C., Limesand, K. H. Sensitivity of salivary glands to radiation: from animal models to therapies. Journal of Dental Research. 88 (10), 894-903 (2009).
  7. Konings, A. W., Coppes, R. P., Vissink, A. On the mechanism of salivary gland radiosensitivity. International Journal of Radiation Oncology, Biology, and Physics. 62 (4), 1187-1194 (2005).
  8. Chan, Y. -H., Huang, T. -W., Young, T. -H., Lou, P. -J. Human salivary gland acinar cells spontaneously form three-dimensional structures and change the protein expression patterns. Journal of Cellular Physiology. 226 (11), 3076-3085 (2011).
  9. Nguyen, V. T., Dawson, P., Zhang, Q., Harris, Z., Limesand, K. H. Administration of growth factors promotes salisphere formation from irradiated parotid salivary glands. PLoS ONE. 13 (3), e0193942(2018).
  10. Limesand, K. H., et al. Characterization of Rat Parotid and Submandibular Acinar Cell Apoptosis In Primary Culture. In Vitro Cellular & Developmental Biology - Animal. 39 (3), 170(2003).
  11. Wei, L., Xiong, H., Li, W., Li, B., Cheng, Y. Upregulation of IL-6 expression in human salivary gland cell line by IL-17 via activation of p38 MAPK, ERK, PI3K/Akt, and NF-κB pathways. Journal of Oral Pathology & Medicine. 47 (9), 847-855 (2018).
  12. Chuong, C., Katz, J., Pauley, K. M., Bulosan, M., Cha, S. RAGE expression and NF-κB activation attenuated by extracellular domain of RAGE in human salivary gland cell line. Journal of Cellular Physiology. 221 (2), 430-434 (2009).
  13. Edmondson, R., Broglie, J. J., Adcock, A. F., Yang, L. Three-dimensional cell culture systems and their applications in drug discovery and cell-based biosensors. Assay and Drug Development Technologies. 12 (4), 207-218 (2014).
  14. Bhadriraju, K., Chen, C. S. Engineering cellular microenvironments to improve cell-based drug testing. Drug Discovery Today. 7 (11), 612-620 (2002).
  15. Breslin, S., O'Driscoll, L. Three-dimensional cell culture: the missing link in drug discovery. Drug Discovery Today. 18 (5-6), 240-249 (2013).
  16. Avila, J. L., Grundmann, O., Burd, R., Limesand, K. H. Radiation-induced salivary gland dysfunction results from p53-dependent apoptosis. International Journal of Radiation Oncology, Biololgy, Physics. 73 (2), 523-529 (2009).
  17. Mitchell, G. C., et al. IGF1 activates cell cycle arrest following irradiation by reducing binding. of DeltaNp63 to the p21 promoter. Cell Death & Disease. 1, (2010).
  18. Lombaert, I. M. A., et al. Rescue of Salivary Gland Function after Stem Cell Transplantation in Irradiated Glands. PLoS ONE. 3 (4), (2008).
  19. Warner, J. D., et al. Visualizing form and function in organotypic slices of the adult mouse parotid gland. American Journal of Physiology-Gastrointestinal and Liver Physiology. 295 (3), G629-G640 (2008).
  20. Su, X., et al. Three-dimensional organotypic culture of human salivary glands: the slice culture model. Oral Diseases. 22 (7), 639-648 (2016).
  21. Mattei, G., Cristiani, I., Magliaro, C., Ahluwalia, A. Profile analysis of hepatic porcine and murine brain tissue slices obtained with a vibratome. PeerJ - The Journal of Life and Environmental Sciences. 3, 932(2015).
  22. Handbook of Biological Confocal Microscopy. Pawley, J. , 3rd ed, Springer U.S. Boston, MA. (2006).
  23. Limesand, K. H., et al. Insulin-Like Growth Factor-1 Preserves Salivary Gland Function After Fractionated Radiation. International Journal of Radiation Oncology, Biology, and Physics. 78 (2), 579-586 (2010).
  24. Grundmann, O., Fillinger, J. L., Victory, K. R., Burd, R., Limesand, K. H. Restoration of radiation therapy-induced salivary gland dysfunction in mice by post therapy IGF-1 administration. BMC Cancer. 10, 417(2010).
  25. Chibly, A. M., et al. aPKCzeta-dependent Repression of Yap is Necessary for Functional Restoration of Irradiated Salivary Glands with IGF-1. Scientific Reports. 8 (1), 6347(2018).
  26. Wong, W. Y., Pier, M., Limesand, K. H. Persistent disruption of lateral junctional complexes and actin cytoskeleton in parotid salivary glands following radiation treatment. American Journal of Physiology: Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 315 (4), R656-R667 (2018).
  27. Emmerson, E., et al. SOX2 regulates acinar cell development in the salivary gland. eLife. 6, (2017).
  28. Nedvetsky, P. I., et al. Parasympathetic innervation regulates tubulogenesis in the developing salivary gland. Developmental Cell. 30 (4), 449-462 (2014).
  29. Kwon, H. R., Nelson, D. A., DeSantis, K. A., Morrissey, J. M., Larsen, M. Endothelial cell regulation of salivary gland epithelial patterning. Development. 144 (2), 211-220 (2017).
  30. Mellas, R. E., Leigh, N. J., Nelson, J. W., McCall, A. D., Baker, O. J. Zonula occludens-1, occludin and E-cadherin expression and organization in salivary glands with Sjogren's syndrome. Jounral of Histochemistry and Cytochemistry. 63 (1), 45-56 (2015).
  31. Daley, W. P., et al. Btbd7 is essential for region-specific epithelial cell dynamics and branching morphogenesis in vivo. Development. 144 (12), 2200-2211 (2017).
  32. Nam, K., et al. Post-Irradiated Human Submandibular Glands Display High Collagen Deposition, Disorganized Cell Junctions, and an Increased Number of Adipocytes. Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 64 (6), 343-352 (2016).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Больше статей

Органотипическая культура слюнной железыоблучение ex vivoсекционирование тканисекционирование на вибратомеиммунофлуоресцентное окрашиваниеконфокальная микроскопияиммуноокрашивание на Ki-67расщепленная каспаза-3окрашивание на E-кадгеринопределение амилазы
Лучевая терапия Органотипных культур от подчелюстной и околоушной слюнных желез модели ключ в естественных характеристик
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.