Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

В Vivo Изображение цереброспинальной жидкости транспорт через Череп мыши Intact с помощью флуоресценции Макроскопия

14K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/59774

⸱

29 июля 2019 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Center for Translational Neuromedicine, University of Rochester Medical Center, 2Center for Translational Neuromedicine, University of Copenhagen

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Транскраниальная оптическая визуализация позволяет широкополевую визуализацию спинномозговой жидкости переноса в коре живых мышей через нетронутый череп.

Аннотация

Спинномозговая жидкость (CSF) поток у грызунов в значительной степени были изучены с помощью ex vivo количественной оценки трассаторов. Такие методы, как двухфотонная микроскопия и магнитно-резонансная томография (МРТ), позволили ввиво количественно осваить поток CSF, но они ограничены уменьшением объемов изображений и низким пространственным разрешением, соответственно. Недавняя работа показала, что CSF входит в мозг паренхимы через сеть периваскулярных пространств, окружающих pial и проникающих артерий коры грызунов. Этот периваскулярный вход CSF является основным фактором глимфатической системы, пути, замешанного в очистке токсичных метаболических растворов (например, амилоида-Я). Здесь мы иллюстрируем новый макроскопический метод визуализации, который позволяет в режиме реального времени, мезоскопические изображения флуоресцентных трассаторов CSF через нетронутый череп живых мышей. Этот минимально инвазивный метод облегчает множество экспериментальных конструкций и позволяет однократное или повторное тестирование динамики CSF. Макроскопы имеют высокое пространственное и временное разрешение, а их большое гантри и рабочее расстояние позволяют выполнять изображения при выполнении задач на поведенческих устройствах. Этот подход к визуализации был проверен с помощью двухфотонных изображений и измерений флуоресценции, полученных из этой техники, которые сильно коррелируют с флуоресценцией ex vivo и количественной оценкой радиомаркированных трассировок. В этом протоколе мы описываем, как транскраниальные макроскопические изображения могут быть использованы для оценки глимфатического переноса у живых мышей, предлагая доступную альтернативу более дорогостоящим методам визуализации.

Введение

Цереброспинальная жидкость (CSF) купает мозг и спинной мозг и участвует в поддержании гомеостаза, поставки питательных веществ и регулирования внутричерепного давления1. CSF в субарахноидальном пространстве входит в мозг через сеть периваскулярных пространств (PVS) окружающих корковых pial артерий, а затем течет вниз по проникающим артериолям2. Оказавшись в паренхиме, CSF обменивается с интерстициальной жидкостью (ISF), несущей вредные метаболиты, такие как амилоидные (АЗ) и тау-протеины агрегаты из мозга через низкое сопротивление белого вещества трактов и перипетие пространства2,3 . Этот путь зависит от астроглиальных aquaporin-4 (АЗП4) каналов и, следовательно, был назван глиально-лимфатической (глимфатической) системы4. Отходы продуктов нейропила в конечном счете, очищается от CSF-ISF через лимфатические сосуды вблизи черепных нервов и в очернениях к шейки лимфатических узлов5. Отказ этой системы был замешан в нескольких неврологических заболеваний, таких как болезнь Альцгеймера6,7, черепно-мозговая травма3, и ишемический и геморрагический инсульт8.

CSF транспорт может быть визуализирован путем вливание трассаторов в цистерны Magna (CM)9,10 и глимфатические исследования в прошлом в основном использовали два фотона микроскопии4,11,12, 13, магнитно-резонансная томография (МРТ)14,15,16,17,и ex vivo изображений3,6,11, 18 для оценки трассикккин кинетики. Двухфотонная микроскопия является подходящим методом для детальной визуализации трассаторов CSF в PVS и паренхимы из-за его высокого пространственного разрешения, однако, он имеет узкое поле зрения и требует инвазивного черепного окна или истончение черепа. Ex vivo визуализации, в сочетании с иммуногистохимии, позволяет многоуровневый анализ, начиная от одиночных клеток до всего мозга19. Тем не менее, процесс перфузии-фиксации, которая необходима для наблюдения посмертной ткани производит глубокие изменения в направлении потока CSF и разрушает PVS, значительно изменяя распределение и расположение трассировок12. Наконец, в то время как МРТ может отслеживать поток CSF по всему мурин и человеческого мозга, ему не хватает пространственного и временного разрешения периваскулярного потока.

Новая методика, транскраниальная макроскопическая визуализация, решает некоторые из этих ограничений, позволяя широкое поле изображения периваскулярного переноса CSF во всей коре дорсальной коры живых мышей. Этот тип изображения делается с эпифлуоресцентным макроскопом с использованием многополосного фильтра куба, tunable светодиодный источник света, и высокоэффективная камера CMOS10. Эти установки способны решать PVSs до 1-2 мм ниже поверхности черепа и может обнаружить фторфоры до 5-6 мм ниже корковой поверхности, оставляя череп полностью нетронутыми10. Многополосные фильтры и светодиоды, которые могут быстро настроить волнообразную длину возбуждения, позволяют использовать несколько фторофоров, позволяющих маркировать CSF трассирами различных молекулярных весов и химических свойств в одном эксперименте.

Эта процедура требует простой, минимально инвазивной хирургии, чтобы разоблачить череп и поместить леглегчайшую головную пластину, чтобы стабилизировать голову во время сеанса визуализации. Трассы могут быть доставлены в CM без бурения в череп е или проникать в корковую ткань пипетками или канюлями9,20. Оба канюли CM и головные пластины остаются стабильными в течение нескольких дней до нескольких недель и облегчить более сложные экспериментальные проекты по сравнению с классической визуализации конечных точек. Этот протокол описывает, как транскраниальная макроскопическая визуализация используется для изучения функции глимфатической системы после острой или хронической инъекции флуоресцентного трассировщика CSF в CM анестезиозных/спящих или бодрствуенных мышей.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все эксперименты были одобрены Университетским комитетом по ресурсам животных (UCAR, Протокол No 2011-023) в Университете Рочестера и проведены в соответствии с руководством NIH по уходу и использованию лабораторных животных.

1. Подготовка цистерны магна канюла, головная пластина, и головной держатель

  1. Стерилизовать все хирургические инструменты и головные пластины перед операцией.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Флуоресцентные трассы поставляются непосредственно в CSF через цистерну magna каниуляции. Для получения подробных инструкций по этой процедуре, пожалуйста, обратитесь к Ксавье и др.9.
  2. Кратко, используя водитель иглы, ломайте кончик иглы 30G x 12.7 мм (1/2 дюйма) и поместите тупой конец иглы в один конец полиэтилена 10 (PE10) тюбингов (около 45 см в длину). Убедитесь, что только скобы выступает из границы PE10 труб.
  3. Перерыв 1/ 4 из бекированных конце другой иглы 30G и место тупой конец оставшейся иглы в другом конце PE10 труб, с пластиковой Luer-замок еще прилагается.
  4. Заполните стеклянный шприц объемом 100 л со стерильным искусственным CSF (aCSF: 126 мМ NaCl, 2,5 мМ KCl, 1,25 мМ2PO4,2 мМ MgSO4, 2 мМ CaCl2, 10 мМ глюкозы, и 26 мм NaHCO3).
  5. Прикрепите шприц к концу линии и заполните его aCSF, пока он не достигнет кончика слеженной иглы. Важно, чтобы шприц был заполнен aCSF, а не воздухом, так как воздушный столбец более склонен к переменным объемам инфузии.
  6. Для хронических экспериментов, оставьте линию заполнены aCSF и пропустить шаг 1.7.
  7. Для острых экспериментов поместите шприц на инфузионный насос и снимите около 5 мм воздуха, что предотвратит перемешивание. После этого, снять общий объем трассировщика (ы), который желательно для эксперимента (20% дополнительно рекомендуется из-за мертвых потерь пространства).
    ПРИМЕЧАНИЕ: PE10 трубки должны быть достаточно длинными, так что пузырь воздуха не входит в пластиковую манжету стеклянного шприца при загрузке трассировщика. Для типичного эксперимента в протоколе используется 10 qL сывороточных винов, спряженных с Alexa Fluor 647 (BSA-647), разбавленного в aCSF на 0,5%.
  8. Подтвердите, что головная пластина вписывается в держатель для головы и что это правильный размер для используемой мыши. Анатомические маркеры для обеспечения этого: верхняя граница окна выравнивается с интерокулярной линией, а задняя граница падает на затылочный гребень.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Нержавеющей стали головные пластины могут быть стерилизованы и повторно использованы. Большинство цианоакрилатных смесей можно удалить с помощью раствора ацетона.

2. Хирургическая процедура

  1. Взвешивание и обезболание мыши (например, кетамин/ксилазин; 100 мг/кг кетамина, 10 мг/кг ксилазин; т.п.).
  2. После того, как мышь больше не реагирует на щепотку ног, смочите шею и голову стерильной водой и побриться с помощью клиперов. После того, как область побрился, протрите области с алкоголем тампон снова, чтобы удалить любые остаточные волосы.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Увлажнение меха перед отсечением резко уменьшает количество волос в окне изображения после разреза.
  3. Поместите мышь в стереотаксическую рамку поверх контролируемой температурой площадки и нанесите нефтяную офтальмент на глаза мыши, чтобы они не высохли.
  4. Очистите обнажённую кожу швапом хлоргексидина. Через 2 мин удалите хлоргексидин спиртом. Наконец, нанесите йодный раствор, который можно оставить высохнуть.
  5. Вводят подкожную обезболиваю (0,25% Bupivacaine HCl) в верхнюю часть черепа и шею.
  6. Начиная со части шеи, которая покрывает затылочной гребень, сделать средней линии вырезать в основной кожи и продолжать ростально к межорбитальной линии. Нагнесните боковой к границе, где височная мышца вставляется в череп. Удалите всю кожу фюзиформного разреза, чтобы разоблачить как лобные, так и теменовые кости.
    ВНИМАНИЕ: ретроорбитальный синус лежит caudal к глазам и большие ветви задней лицевой вены лежат rostral к пинне. Будьте осторожны при создании разреза, чтобы избавить эти структуры. Если это происходит, остановить кровотечение, поддерживая гемостаз с стерильной ватным тампоном в течение нескольких минут и продолжать.
  7. Орошать череп с стерильным сольным и очистить поверхность с помощью ватных тампонов так, что он свободен от мусора и волос, поскольку они будут вмешиваться в качество изображения. Прозрачность черепа лучше всего сохраняется, оставляя периостеум и надлежащую фасцию нетронутыми.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если эти структуры случайно удалены, череп может стать сухим и непрозрачным с течением времени. Повторно смочите с aCSF или использовать смесь парафина нефти и глицерола, чтобы уменьшить отражение черепа в острых экспериментов21.
  8. Приступить к вставке цистерны магна канюла - для хирургических деталей этой процедуры, обратитесь к Ксавье и др.9.
  9. После вставки CM cannula, применить смесь зубного цемента с cyanoacrylate клей на брюшной стороне головной пластины вокруг границы и поместите его на череп так, что передняя граница головы пластины выравнивается с задней кончик носовой кости и po стериор наялишь согласуется с передней стороной межподерной кости, убедившись, что сагитальный шов (средняя линия) по центру и прямо по отношению к окну(рисунок 1B).
  10. Закрепите положение головной пластины парой капель клеевого ускорителя. Заполните все оставшиеся пробелы цементной смесью и вылечите ее с помощью ускорителя.
    ВНИМАНИЕ: Убедитесь, что цианоакрилат не соприкасается с глазами мыши и не блокирует окно изображения.
  11. Клей CM канюли к голове пластины, чтобы они не стали отдельно во время транспортировки или когда мышь просыпается.
  12. Для острых экспериментов, перейти к шагу 2.16.
  13. Для хронических экспериментов, применять тонкий слой ясно-сухой клея цианоакрилата на открытый череп, стараясь не создавать пузырьки, поскольку они будут мешать изображению. Клей обеспечивает защиту черепа и не будет мешать визуализации. Убедитесь, что клей охватывает открытый череп вплоть до кожи на границе разреза.
  14. Используйте зажим hemostat для того чтобы держать aCSF-заполненные tubing PE10 2-3 cm от CM и отрежьте линию с высокотемпературным кончиком cautery. Как только он отделится, сгладить расплавленный PE10 трубки для уплотнения канюли.
    ВНИМАНИЕ: Убедитесь в том, чтобы не отпустить зажим до тех пор, пока канюля была запечатана и подтвердить Есть нет утечек в трубке, чтобы предотвратить свищ CSF.
  15. Администрирование карпрофена (5 мг/кг каждые 24 ч в течение 3 дней; т.е. или s.c.) и вернуть мышь в контролируемую температурой клетку с одним жильем и позволить ей восстановиться, по крайней мере, за 24 ч до получения изображения. Не оставляйте мышь без присмотра, пока она не обретет достаточное сознание для поддержания строгого recumbency. Нетронутые черепные окна остаются стабильными в течение нескольких недель.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Хронический эксперимент может быть приостановлен здесь.
    ВНИМАНИЕ: Некоторые послеоперационные осложнения: цефалогематома / субгалеаальные гематомы, CsF фистулы, и инфекции.
  16. Для острых экспериментов поместите мышь в держатель головы, используя головную пластину, чтобы череп находится в фиксированном положении. Убедитесь в том, чтобы проверить уровень анестезии и место нагревательной панели под мышь. Мышь готова к тому, чтобы быть доставлены в макроскоп.
    ВНИМАНИЕ: Тщательно транспортировать мышь вместе с инфузионным насосом на тележке. Если каниляция CM будет выбита, это вызовет падение внутричерепного давления, и любые утечки CSF изменят экспериментальные результаты.

3. Подготовка мыши для визуализации

ПРИМЕЧАНИЕ: Протокол варьируется в зависимости от того, будет ли эксперимент по визуализации проводиться на анестезии (начало на шаг 3.1) или бодрствовать (начало на шаг 3.2) мыши.

  1. Анестезиированные мыши
    1. Поместите головной держатель на стадии макроскопа, убедившись, что есть никаких изломы в линии от шприца насоса к канюле CM и что он не тугой, так как это может повлиять на трассировщик инфузии.
    2. Соблюдайте частоту дыхания и розовую окраску слизистых оболочек, что указывает на хорошую оксигенацию. Вводят солин подкожно, чтобы обеспечить уровень гидратации, если это необходимо. Проверьте, чтобы убедиться, что животное достаточно обезеден, и повторно доза, если это необходимо.
    3. Включите камеру макроскопа и светодиод и запустите режим LIVE.
    4. Подтвердите увеличение поля изображения так, что нософронтальный шов в верхней части поля и швы лямбдоида внизу могут быть четко визуализированы, с sagittal шов параллельно и по центру к середине изображения (Рисунок 1C). После того, как на месте, закрепите головной держатель на сцену макроскопа с лентой.
    5. Сосредоточьте макроскоп на открытом черепе. Несмотря на макроскопы, имеющие относительно большую глубину раны, кривизна черепа мыши позволяет только определенной области, чтобы быть в центре внимания. Наилучшие результаты получаются, когда фокусная плоскость расположена на боковых сторонах теменной кости задней части корональных швов.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Это расположение средних мозговых артерий (MCA), где большинство притока CSF происходит(Рисунок 1D,E)10.
  2. Пробуждение мышей
    1. Перед сеансом визуализации, пусть животные восстановить, по крайней мере 24 ч от хирургии головы пластины. Рекомендуются также более длительные периоды восстановления (5-7 дней). В течение этого времени, поезд мыши быть голову фиксированной на сцене в удерживающей трубке для 0,5-1 ч в день в течение периода восстановления.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Привычка позволяет мыши быть прикреплены к голове держатель без анестезии и снижает стресс и беспокойство во время фактического эксперимента. Если это невозможно и анестезия не мешает эксперименту, индукционная доза ингаляционного наркоза (например, изофлуран 2% при частоте потока 1-2 л/мин O 2) может быть использована для быстрого присоединения мыши к головной стадии.
    2. После того, как мышь крепится к держателю головы и в удерживающей трубке, следуйте шагам 3.1.1-3.1.5.

4. Настой флуоресцентных трассировок CSF

  1. Острая канналяция CM
    1. Так как трассировщик был уже загружен в канюле, прежде чем поместить в цистерну Magna в шаге 1.6, установите инфузионный насос до желаемой скорости и объема. Обычно используются парадигмы инфузии 5-10 л при 1-2 л/мин, но эти параметры могут быть скорректированы в зависимости от конкретного эксперимента, размера и возраста животного.
  2. Хроническая канналяция CM
    1. Перед началом сеанса визуализации выполните шаги 1.2-1.7 для острых экспериментов, чтобы подготовить линию инфузии для доставки трассаторов.
    2. После того, как линия подготовлена, с помощью hemostat зажим вырезать запечатанный конец хронической канюли CM. Возьмите иглу от линии, подготовленной в шаге 4.2.1 и аккуратно вставьте ее в канюль. Отпустите зажим и с помощью шприца насоса, заранее CSF трассировщик с желаемой скоростью инфузии (например, 2 л/мин) для эксперимента, пока трассировщик не достигнет имплантированной иглы в CM.
      ВНИМАНИЕ: Если игла пронзает трубку при подключении линии, удалите иглу, вырежьте проколотый сегмент и повторите этот шаг. Любая слеза в трубах PE10 вызовет утечку и повлияет на результаты эксперимента.

5. Настройка сессии визуализации

  1. На основе флуоресцентного трассировщика, настоятеля, определить волнообразное возбуждение длины волны и время экспозиции для каждого канала. Выберите кратчайшее время экспозиции, необходимое для визуализации трассировщика, чтобы максимизировать временное разрешение замедленной съемки. Это время экспозиции будет использоваться для всех последующих экспериментов с целью сравнить перенос CSF между различными животными.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Один совет заключается в использовании трассировщика в линии CM для регулировки времени экспозиции. Хотя это полезный первый подход, он должен быть оптимизирован с течением времени.
  2. Выберите продолжительность эксперимента и интервалы, в которые будут получены изображения. Эксперименты обычно длятся от 30-60 мин в зависимости от того, какая фаза глимфатического транспорта представляет интерес. Частота кадров 1 кадр/мин и быстрее достаточно для большинства экспериментов.
  3. Установите имя файла и каталог сохранения.
  4. Если изображение будет собрано в дополнение к одновременному приобретению других переменных (например, электрокардиограммы, артериального кровяного давления, электрофизиологии), макроскоп и насос могут быть запрограммированы для запуска с помощью программного обеспечения для сбора данных. Убедитесь, что функция срабатывания на макроскопе верна, прежде чем перейти к следующему шагу.

6. Эксперимент транскраниального оптического изображения

  1. Начните вливание трассировщика и визуализацию в одно и то же время.
  2. Регулярно проверяйте канюли CM и трубки PE10 на наличие каких-либо признаков утечки. Если есть какие-либо трассировщик утечки на CM, результаты этого эксперимента должны быть исключены.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если трассировщик начинает накапливаться в мозжечке и не путешествует глимфатический путь MCA, вполне вероятно, что CM канюли был введен в мозжечок. Эти данные не должны быть включены.
  3. Для острых экспериментов, после завершения эксперимента, удалить мышь из микроскопа и проверить, что она по-прежнему адекватно анестезируется. Быстро обезглавить мышь и собрать ткани мозга. Погружение исправить мозг в 4% параформальдегида (PFA) ночь на 4 градуса По Цельсию.
    1. Для хронических экспериментов, как только изображение завершено, удалить линию CM из канюли, заподлицо с стерильной aCSF и запечатать CM канюли с высокой температурой катировки отзыв. Снимите мышь с головной подставки и верните ее в клетку. Повторите этот процесс до тех пор, пока не потребуется дальнейшая визуализация, а затем следуйте шагу 6.3.

7. Анализ данных

ПРИМЕЧАНИЕ: Matlab-анализ, такой как фронтовое отслеживание CSF, может извлечь большие объемы количественных данных из фронтов трассировщика в этих наборах данных изображений10,22. Тем не менее, эти типы файлов также могут быть легко импортированы и проанализированы в программном обеспечении анализа изображений с открытым исходным кодом, как Фиджи23.

  1. Импортируйте стеки изображения на Фиджи с помощью инструмента импорта Bio-Formats. Эта функция сохранит метаданные файла, которые включают разрешение времени и пикселей. Сохранить стек изображения в виде файла .tiff.
  2. Вручную нарисуйте область интереса (ROI) вокруг черепа или области интереса используя инструмент выбора полигона. Например, на рисунке 1G рентабельность инвестиций была нарисована отдельно для ипсилатерального и контратерального полушария после черепно-мозговой травмы. Убедитесь в том, чтобы добавить рентабельность инвестиций в рентабельность менеджера (Анализ)gt;Tools 'gt;ROI Manager) и сохранить его.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Транспорт CSF может быть количественно в двух основных направлениях: 1) означает интенсивность флуоресценции с течением времени или 2) область притока, выраженная в процентах от рентабельности инвестиций или общей площади (мм2) после применения порога. Последний метод(рисунок 1H)будет описан в следующих шагах.
  3. Установите порог на раме с максимальной флуоресценцией (Выберите Изображение Автоматизированные методы порога, такие как Otsu, как правило, хороши в обнаружении трассировщика CSF. Применить порог.
  4. Прежде чем идти вперед, убедитесь, что в Анализе »gt;Set Измерения, варианты Области и области Фракция выбраны. Затем в рентабельности менеджера, выберите Подробнее »gt;Multi Мера.
  5. Преобразуйте значение %Area в значение мм 2, используя значение рентабельности инвестиций в области от выпуска. Значения %Area отражают процент ы на терзаем корковой поверхности с помощью трассировщика CSF.
  6. Участок CSF трассировщик притока в мм2 в качестве функции времени.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Приток CSF изображен на эпифлуоресцентном макроскопе(рисунок 1A),который позволяет мезоскопическую визуализацию переноса трассировщика CSF в морской коре. Пластина головы всего черепа позволяет визуализировать ростральные носовые кости, как лобные, так и теменовые кости в центре, и ростральную часть межпереральной кости caudally(рисунок 1B). Во время визуализации можно легко определить нософронтальные, сагитальные, корональные и лямбные швы(...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Мы описали подробный протокол для выполнения транскраниальных csF изображений у живых мышей с использованием коммерчески доступных флуоресцентных макроскопов и трассаторов. Этот метод прост и минимально инвазивный, но количественный. In vivo изображений хорошо коррелирует с чувствительными методами, такими как жидкий сцинтилляции подсчета радио-метки трассеров в том числе 3H-dextran и 14C-инулин после доставки CM, и с ex vivo корональной секции количественной10, <...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Эта работа финансировалась Национальным институтом неврологических расстройств и инсульта и Национальным институтом по проблемам старения (Национальные институты здравоохранения США; R01NS100366 и RF1AG0575775 до MN), Фонд Leducq Трансатлантические сети передового опыта программы, и ЕС Горизонт 2020 научно-исследовательской и инновационной программы (грант No 666881; SVDs-target). Мы также хотели бы поблагодарить Дэна Сюэ за экспертную помощь с графическими иллюстрациями.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
0,25% бупивакаина гидрохлоридаРочестерского университета Vivarium
100 &микро; L Газонепроницаемый шприц Модель 1710 TLL, ПТФЭ Luer LockHamilton Company81020
A-M Systems Стоматологический цементный порошокFisher ScientificNC9991371
CarprofenUniversity of Rochester Vivarium
ChlorhexidinePrevanticsB10800
CMOS CameraHammamatsuORCA Flash 4.0
Head PlateУниверситет РочестераНет каталога #Custom made in the machine shop at University of Rochester
High-Temperature CauteryBovie Medical CorporationAA01
Insta-set AcceleratorBob Smith IndustriesBSI-151
Isoflurane - FlurisoVet One502017University of Rochester Vivarium
KetamineStrong Memorial Hospital Pharmacy
Krazy GlueElmer's Products, IncНет каталога #, см. ссылку в комментарияхhttps://www.amazon.com/Krazy-Glue-KG48348MR-Advance-Multicolor/dp/B000BKO6DG
Микропоровая хирургическая лентаFisher Scientific19-027-761
ПараформальдегидSigma-aldrichP6148
PE10 - Полиэтилен .011" x .024" на фут., 100 фут непрерывныйBraintree ScientificPE10 100 FT
Насос 11 Elite Infusion Only Dual ШприцHarvard Apparatus70-4501
PURALUBE VET МАЗЬDechra
Puritan PurSwab Палочки для чистки с ватным наконечникомFisher Scientific22-029-553
Исследовательский микроскоп Macro ZoomOlympusMVX10
Простая пластина-держатель головы (для мышей)Narishige International США IncMAG-1
Одноразовые иглы, BD MedicalVWRBD305106
Стерильные спиртовые прокладки для приготовления спиртаFisher Scientific22-363-750
Настраиваемый светодиодPRIOR Lumen 1600-LED
КсилазинУниверситет Рочестера Виварий

Ссылки

  1. Tumani, H., Huss, A., Bachhuber, F. The cerebrospinal fluid and barriers - anatomic and physiologic considerations. Handbook of Clinical Neurology. , 21-32 (2017).
  2. Jessen, N. A., Munk, A. S., Lundgaard, I., Nedergaard, M. The Glymphatic System: A Beginner's Guide. Neurochemical Research. 40 (12), 2583-2599 (2015).
  3. Iliff, J. J., et al. Impairment of glymphatic pathway function promotes tau pathology after traumatic brain injury. The Journal of Neuroscience. 34 (49), 16180-16193 (2014).
  4. Iliff, J. J., et al. A paravascular pathway facilitates CSF flow through the brain parenchyma and the clearance of interstitial solutes, including amyloid beta. Science Translational Medicine. 4 (147), (2012).
  5. Louveau, A., et al. Structural and functional features of central nervous system lymphatic vessels. Nature. 523 (7560), 337-341 (2015).
  6. Peng, W., et al. Suppression of glymphatic fluid transport in a mouse model of Alzheimer's disease. Neurobiology of Disease. 93, 215-225 (2016).
  7. Da Mesquita,, S,, et al. Functional aspects of meningeal lymphatics in ageing and Alzheimer's disease. Nature. 560 (7717), 185-191 (2018).
  8. Gaberel, T., et al. Impaired glymphatic perfusion after strokes revealed by contrast-enhanced MRI: a new target for fibrinolysis. Stroke. 45 (10), 3092-3096 (2014).
  9. Xavier, A. L. R., et al. Cannula Implantation into the Cisterna Magna of Rodents. Journal of Visualized Experiments. 10 (135), (2018).
  10. Plog, B. A., et al. Transcranial optical imaging reveals a pathway for optimizing the delivery of immunotherapeutics to the brain. JCI Insight. 3 (23), (2018).
  11. Kress, B. T., et al. Impairment of paravascular clearance pathways in the aging brain. Annals of Neurology. 76 (6), 845-861 (2014).
  12. Mestre, H., et al. Flow of cerebrospinal fluid is driven by arterial pulsations and is reduced in hypertension. Nature Communications. 9 (1), 4878(2018).
  13. Xie, L., et al. Sleep drives metabolite clearance from the adult brain. Science. 342 (6156), 373-377 (2013).
  14. Plog, B. A., Nedergaard, M. The Glymphatic System. in Central Nervous System Health and Disease: Past, Present, and Future. Annual Review of Pathology. 13, 379-394 (2018).
  15. Iliff, J. J., et al. Brain-wide pathway for waste clearance captured by contrast-enhanced MRI. Journal of Clinical Investigation. 123 (3), 1299-1309 (2013).
  16. Davoodi-Bojd, E., et al. Modeling glymphatic system of the brain using MRI. Neuroimage. 188, 616-627 (2019).
  17. Lee, H., et al. The Effect of Body Posture on Brain Glymphatic Transport. The Journal of Neuroscience. 35 (31), 11034-11044 (2015).
  18. Hablitz, L. M., et al. Increased glymphatic influx is correlated with high EEG delta power and low heart rate in mice under anesthesia. Science Advances. 5 (2), (2019).
  19. Rasmussen, M. K., Mestre, H., Nedergaard, M. The glymphatic pathway in neurological disorders. The Lancet Neurology. 17 (11), 1016-1024 (2018).
  20. Mestre, H., et al. Aquaporin-4-dependent glymphatic solute transport in the rodent brain. Elife. 7, (2018).
  21. Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100(2016).
  22. Munk, A. S., et al. PDGF-B Is Required for Development of the Glymphatic System. Cell Reports. 26 (11), 2955-2969 (2019).
  23. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  24. Ren, Z., et al. Hit & Run' model of closed-skull traumatic brain injury (TBI) reveals complex patterns of post-traumatic AQP4 dysregulation. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 33 (6), 834-845 (2013).
  25. Plog, B. A., et al. Biomarkers of traumatic injury are transported from brain to blood via the glymphatic system. The Journal of Neuroscience. 35 (2), 518-526 (2015).
  26. Ma, Q., Ineichen, B. V., Detmar, M., Proulx, S. T. Outflow of cerebrospinal fluid is predominantly through lymphatic vessels and is reduced in aged mice. Nature Communications. 8 (1), 1434(2017).
  27. Roth, T. L., et al. Transcranial amelioration of inflammation and cell death after brain injury. Nature. 505 (7482), 223-228 (2014).
  28. Xu, H. T., Pan, F., Yang, G., Gan, W. B. Choice of cranial window type for in vivo imaging affects dendritic spine turnover in the cortex. Nature Neuroscience. 10 (5), 549-551 (2007).
  29. Ma, Q., et al. Rapid lymphatic efflux limits cerebrospinal fluid flow to the brain. Acta Neuropathologica. 137 (1), 151-165 (2019).
  30. Silasi, G., Xiao, D., Vanni, M. P., Chen, A. C., Murphy, T. H. Intact skull chronic windows for mesoscopic wide-field imaging in awake mice. Journal of Neuroscience Methods. 267, 141-149 (2016).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

глимфатическая системаинфузия трейсера в ликворпериваскулярные пространстваканюлирование большой цистерны мозгафиксация головной пластинымакроскопическая визуализация
В Vivo Изображение цереброспинальной жидкости транспорт через Череп мыши Intact с помощью флуоресценции Макроскопия
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.