Представлен ряд различных процедур подготовки наночастиц для анализа поверхности (капельное литье, спиновое покрытие, осаждение из порошков и криофиксация). Мы обсуждаем проблемы, возможности и возможные применения каждого метода, особенно в отношении изменений свойств поверхности, вызванных различными методами приготовления.
Методическая статья
Подготовка наночастиц для анализа ToF-SIMS и XPS
В этой статье
Краткое содержание
Аннотация
Наночастицы привлекают все большее внимание в последние годы из-за их потенциала и применения в различных областях, включая медицину, косметику, химию, а также их потенциал для создания передовых материалов. Для эффективного понимания и регулирования физико-химических свойств и потенциальных неблагоприятных эффектов наночастиц необходимо разработать проверенные процедуры измерения различных свойств наночастиц. Хотя процедуры измерения размера и распределения наночастиц уже установлены, стандартизированные методы анализа химического состава их поверхности еще не существуют, хотя влияние химического состава поверхности на свойства наночастиц неоспоримо. В частности, хранение и подготовка наночастиц для анализа поверхности сильно влияет на аналитические результаты различных методов, и для получения последовательных результатов подготовка образцов должна быть как оптимизирована, так и стандартизирована. В этом материале мы подробно представляем некоторые стандартные процедуры подготовки наночастиц для анализа поверхности. В принципе, наночастицы могут быть нанесены на подходящую подложку из суспензии или в виде порошка. Кремниевые (Si) пластины обычно используются в качестве подложки, однако их очистка имеет решающее значение для процесса. Для пробоподготовки из суспензии мы обсудим капельное литье и спин-покрытие, где не только чистота субстрата и чистота суспензии, но и ее концентрация играют важную роль для успеха методики приготовления. Для наночастиц с чувствительными лигандными оболочками или покрытиями более подходит осаждение в виде порошков, хотя этот метод требует особой осторожности при фиксации образца.
Введение
Наноматериалы определяются как материалы, имеющие любой внешний размер от 1 нм до 100 нм или имеющие внутреннюю или поверхностную структуру в этом масштабе1. Из-за уникальных свойств, возникающих из-за их небольшого масштаба и, соответственно, большой площади поверхности (среди других факторов), они находят все большее применение в самых разных областях, включая сельское хозяйство, химию, автомобильное строительство, косметику, окружающую среду, медицину, печать, энергетику и текстиль. Это более широкое использование означает, что как человек, так и окружающая среда будут подвергаться воздействию, в доселе неизвестных масштабов, этим материалам, токсикологические свойства которых еще не полностью известны и размер которых позволяет их легко интегрировать в биологические или экологические системы2.
После определения фундаментальных свойств площади поверхности и распределения частиц по размерам/размерам химия поверхности и покрытия были определены в качестве наиболее важных свойств наноматериалов3; более мелкие частицы имеют более высокую площадь поверхности на единицу массы и, следовательно, более высокое отношение поверхностных к объемным атомам. Действительно, для наночастиц размером 1 нм более 70% атомов можно найти по углам или краям; это сильно влияет на свойства поверхности, такие как хемосорбция, которая сильно зависит от морфологии поверхности атомного масштаба4. Правила, касающиеся наноматериалов, требуют точных данных о физико-химических свойствах и надежных оценок токсикологических свойств этих материалов. Чтобы эффективно оценивать токсикологические свойства физических и химических свойств наноматериалов, сообщество наноматериалов требует надежных, стандартизированных и проверенных аналитических процедур. Такие проекты, как ACEnano5, направлены на сбор и корреляцию точных и проверяемых физических данных из наночастиц в рамках, позволяющих лучше регулировать и характеризовать наноматериалы. Это стремление к стандартизированным аналитическим процедурам также было поддержано редакторами ACS Nano, желающими «консолидировать и согласовать методы характеризации и минимальные уровни анализа материалов6». Кроме того, XPS и ToF-SIMS предлагают новые возможности для выяснения архитектуры частиц наночастиц ядра-оболочки7,8.
Рентгеновская фотоэлектронная спектроскопия (XPS) и масс-спектрометрия вторичных ионов (ToF-SIMS), сравниваемые в таблице 1, являются хорошо зарекомендовавшими себя методами исследования поверхностных атомов. В XPS образец облучают рентгеновскими лучами, имеющими энергию от 1 до 2 кэВ, вызывая испускание электронов из-за фотоэлектрического эффекта. Эти испускаемые электроны, имеющие кинетическую энергию в одном диапазоне, коррелируют с энергией связи электронов в твердом теле; поэтому появление фотоэлектронов при этих определенных энергиях связывания и измеримых интенсивностях позволяет проводить количественный анализ состава. Поскольку средний свободный путь этих фотоэлектронов ниже 10 нм, XPS является высокочувствительным к поверхности методом количественного анализа. Кроме того, детальный анализ энергий связи в спектрах с высоким разрешением позволяет количественно определить валентные состояния этих электронов.
В ToF-SIMS поверхность распыляется сфокусированным ионным пучком (первичными ионами), при этом ионы, выбрасываемые из материала (вторичные ионы), собираются и анализируются в масс-спектрометре времени пролета. Полученная картина масса/заряд позволяет определить элементный, изотопный или молекулярный состав. Из-за среднего свободного пути вторичных ионов этот метод также очень чувствителен к поверхности и имеет информационную глубину 1-2 нм, но в лучшем случае является полуколичественным из-за матричного эффекта, при котором вероятность ионизации (и, следовательно, выход) вторичных ионов сильно зависит от окружающей их матрицы. ToF-SIMS может работать как в статическом, так и в динамическом режиме; разница между ними заключается в первичном потоке ионов, воздействующем на поверхность. Статические SIMS удерживают поток первичных ионов на уровне, который воздействует (т.е. фрагменты) максимум на 1%-10% поверхности; поверхность остается относительно нетронутой, что позволяет анализировать верхние атомные слои материала. Поскольку даже статические SIMS вызывают некоторое разрушение поверхности, она считается менее «неразрушающей» из двух методов.
Эти поверхностно-чувствительные методы позволяют анализировать первые несколько нанометров материала, включая преднамеренные или непреднамеренные покрытия, которые для наноматериалов могут значительно влиять на свойства материала. Примерами преднамеренных покрытий являются укупорочные слои на квантовых точках для улучшения квантовых выходов фотолюминесценции и снижения реакционной способности окружающей среды9, глиноземные или кремнеземные покрытия для предотвращения фотокаталитической активности наночастиц титана в солнцезащитных блокаторах10, функционализация поверхности для обеспечения биоконъюгации и последующей биологической активности11, покрытия для диагностики и доставки лекарств12 , и фторуглеродные покрытия на магнитных частицах для ферромагнитных жидкостей и металлических систем сердечника-оболочки для улучшения свойств катализатора13. Непреднамеренные покрытия, такие как окисление, поверхностное загрязнение или белковые короны в биологических системах, оказывают столь же сильное влияние на свойства наночастиц, и крайне важно, чтобы экспериментальные процедуры подготовки гарантировали, что покрытие и, в более общем плане, химический состав поверхности наноматериала не разрушаются и не трансформируются. Также важно оценить свойства наночастиц, поскольку они находятся на месте, поскольку их свойства могут быть резко изменены изменением2,14,15. Кроме того, концентрация стабилизаторов в суспензии наночастиц может резко влиять на анализ и структурную целостность наночастиц; наличие стабилизатора может привести к большим нежелательным сигналам (например, C, H, O и Na) при анализе, в то время как его удаление может привести к повреждению или агломерации наночастиц.
Из-за их размера и площади поверхности условия хранения наночастиц также влияют на их поведение, как в виде хранимых порошков / суспензий, так и в виде подготовленных образцов. В различных исследованиях было показано, что эффект неоптимальных условий хранения, в частности хранения при комнатной температуре и воздействия света, вызывает деградацию наночастиц, которая, как было показано, изменяет физические, химические и/или токсикологические свойства частиц14,15,16,17,18 . Было показано, что меньшие наночастицы окисляются быстрее, чем более крупные, со скоростью окисления/деградации, зависящей от условий хранения15, а также химического состава поверхности14. Было показано, что эффекты деградации наночастиц во время хранения значительно влияют на физико-химические свойства, включая токсичность14, в то время как окислительный рост может протекать внутрь за счет ядра15.
Поэтому тщательное хранение и подготовка наноматериалов имеет важное значение для точного анализа поверхности, и любые факторы, которые могут повлиять на поверхность образца и/или качество измерений, должны быть тщательно рассмотрены. Следует отметить, что из-за относительно низкого пространственного разрешения XPS (в диапазоне мкм) и ToF-SIMS (несколько сотен нм) может быть исследовано лишь небольшое подмножество наночастиц; эти методы усредняются по площади и не имеют возможности изображать отдельные частицы, как это возможно с помощью таких методов, как электронная микроскопия. По этой причине любой анализ требует осаждения наночастиц в непрерывном слое, чтобы обеспечить отсутствие помех от подложки. Поэтому электронная микроскопия и XPS/ToF-SIMS часто используются вместе в качестве взаимодополняющих методов анализа наноматериалов.
Помимо изменений в химическом составе поверхности, основные задачи подготовки образцов наночастиц для анализа XPS и ToF-SIMS заключаются в подготовке слоя, который является: однородным, для повышения воспроизводимости; без зазоров, чтобы минимизировать вклад подложки в спектры; достаточно тонкий, чтобы избежать эффектов зарядки (для непроводящих образцов); и надежно фиксируется на подложке, чтобы избежать попадания свободных наночастиц и повреждения сверхвысоковакуумных приборов
Наночастицы могут быть нанесены на подложку из суспензии или в виде порошка. Во-первых, мы обсудим различные методы осаждения наночастиц из суспензии. Кремниевые пластины являются широко используемой подложкой для суспензионного осаждения, поскольку они относительно дешевы, легко доступны в виде высокочистого продукта, состоящего из чистого или легированного кремния (легирование позволяет избежать эффектов зарядки), а для большинства наночастиц спектральные пики не перекрываются с пиками, типичными для наночастиц. Этот последний пункт важен; перед анализом следует убедиться, что пики подложки хорошо отделены от пиков, ожидаемых от наночастиц, в противном случае интерпретация спектров затруднена или невозможна, и непрерывное покрытие подложки наночастицами не может быть проверено. Перед использованием кремниевых пластин необходима обширная процедура очистки (описанная в данной публикации) для удаления (органических) загрязнений и повышения смачиваемости поверхности. Другие подходящие подложки, такие как золотые пленки, высокоупорядоченный пиролитический графит (HOPG) или индиевая фольга, были успешно использованы, но обсуждение их приготовления выходит за рамки этой работы19,20,21,22.
Во-вторых, мы представляем методы нанесения порошков наночастиц на подложку для анализа XPS и ToF-SIMS и представляем преимущества и недостатки каждого метода, позволяя исследователям, новичкам в технике, найти оптимальный метод подготовки для своих целей. В-третьих, мы обсуждаем криофиксацию, которая является подходящим методом подготовки для сохранения таких признаков, как поведение агломерации, органическая корона, твердый /водный интерфейс23,24 или распределение в биологических средах25 NP. Криофиксация, как правило, быстрое замораживание материала в криогене с жидким азотным охлаждением и анализ в замороженно-гидратированном состоянии, позволяет анализировать и визуализировать наночастицы непосредственно в сложных матрицах. Эта процедура не вызывает образования кристаллов льда, но образует аморфный лед, который удерживает мембраны и клеточные и тканевые структуры в их естественном биологическом состоянии, избегая повреждений, вызванных процессами кристаллизации воды, и позволяя поддерживать точное химическое распределение всех клеточных метаболитов и соединений клеточных мембран26,27,28 . Этот способ получения может представлять особый интерес для представления точной химической карты фактического NP-агломерата или гетероагломерата, визуализации точного химического пространства в непосредственной близости от наночастицы непосредственно в суспензии или корреляции либо специфических особенностей клеточной ткани, либо внутриклеточных компартментов в NP-агломератах или гетероагломератах.
Как показали результаты, представленные в настоящей работе, наиболее подходящая процедура в конкретном случае зависит от множества параметров, таких как гидрофильность наночастиц, стабильность, проводимость, состояние (например, порошок или суспензия) и аналитический вопрос (например, размер, объемные свойства или поверхностные покрытия). Здесь представлены различные методы, которые могут быть использованы для подготовки НП к поверхностному анализу, а также сравнения их преимуществ и недостатков.
Протокол
ПРЕДУПРЕЖДЕНИЕ: Токсикологические свойства наночастиц все еще исследуются; из-за своих размеров они могут представлять уникальную опасность как для людей, так и для окружающей среды, даже если они состоят из внутренне неопасных материалов. Перед проведением любой работы с наночастицами должна быть завершена надлежащая оценка риска и введены соответствующие инженерные средства контроля, лабораторные процедуры и СИЗ (средства индивидуальной защиты) в зависимости от уровня опасности изучаемых материалов29,30,31,32.
1. Приготовление Si вафель
ПРИМЕЧАНИЕ: Эти шаги необходимы для удаления нежелательных (органических) загрязнений и повышения смачиваемости поверхности. Все используемые растворители должны быть не менее класса ACS. Подходит стандартная ванна для обработки ультразвуком (35 кГн и 120 Вт).
- Влажная химическая очистка Кремниевых пластин
- Поместите Si-пластину в стакан с изопропанолом и ультразвуком на 5 мин.
- Переложите Si-пластину на стакан с раствором для очистки щелочного стекла и ультразвуком в течение 10 мин.
- Положите пластину в стакан со сверхчистой водой. Поменяйте воду 10 раз, вылив воду и заправив стакан; Si-пластины останутся на дне из-за капиллярного эффекта.
- Высушите пластину чистым газом N2 .
ПРИМЕЧАНИЕ: Сушка с помощью N2 предотвращает образование «кофейных колец» и других артефактов от сушки воды. - Поместите пластину во второй стакан с изопропанолом и ультразвуком на 10 мин.
- Высушите пластину чистым газом N2 .
- Положите пластину в стакан с этанолом и ультразвуком на 10 мин.
- Высушите пластину чистым газом N2 . Здесь протокол можно приостановить.
- Плазменная или УФ/озоновая очистка кремниевых пластин
- Введите Si-пластину в плазму или УФ/озоноочиститель и включите ее на 30 минут.
ПРИМЕЧАНИЕ: Пластины должны быть очищены плазмой или УФ/озоном непосредственно перед использованием.
- Введите Si-пластину в плазму или УФ/озоноочиститель и включите ее на 30 минут.
2. Осаждение наночастиц из суспензии
ПРИМЕЧАНИЕ: Наиболее распространенным путем воздействия наночастиц является вдыхание. Работа с подвесками может свести к минимуму опасность воздействия.
- Приготовление суспензии наночастиц из порошка
ПРИМЕЧАНИЕ: Все величины, описанные здесь, являются примерами. Метод должен быть оптимизирован для конкретных наночастиц, используемых в каждом конкретном случае.- Точно взвесьте 15 мг порошка наночастиц (± 10%) в пробирке объемом 10 мл.
- Точно взвесьте примерно в 8 мл сверхчистой воды.
- Закройте трубку, упакуйте в центрифужную трубку объемом 50 мл с бумажным полотенцем и поместите в вихрь со скоростью 3000 об/мин в течение 15 мин.
- Капельное литье электропроводящих наночастиц из водной суспензии
- Поместите пластину в УФ/озоноочиститель на 30 минут.
- Поместите пластину в одну половину держателя пластины и поместите каплю суспензии наночастиц объемом 3 мкл в центр кольца.
- Установите уплотнительное кольцо Viton диаметром 6,07 мм на пластину вокруг капли. Следите за тем, чтобы кольцо не касалось капель.
- Поместите пластину в вакуумный осушитель под вакуумом 4 мбар в течение 15 минут для сушки пластины.
- Извлеките пластину из осушителя и исследуйте с помощью световой микроскопии и XPS, чтобы определить, что слой частиц однородный и закрытый. Повторяйте шаги 2.2.1 и 2.2.2 до тех пор, пока анализ не покажет замкнутый и однородный слой. Здесь протокол можно приостановить.
- Спин-покрытие электрически непроводящих наночастиц из водной суспензии
- Поместите пластину в УФ/озоноочиститель на 30 минут.
ПРИМЕЧАНИЕ: С помощью спин-покрытия суспензий различных концентраций с использованием одного и того же протокола могут быть достигнуты различные уровни поверхностного покрытия. - Запрограммируйте спин-коатер. Подходящая программа для отбора проб: шаг 1: 500 об/мин/с до 1000 об/мин (5 с); шаг 2: от 1 000 об/мин до 2 000 об/мин (3 мин); шаг 3: замедление при 2 000 об/мин до 0 об/мин.
- Вставьте пластину в спин-коатер и включите вакуум для фиксации.
- Нанесите 80 мкл суспензии на пластину и запустите программу.
- Снимите пластину со спин-коатера.
- Храните образец в новой, чистой вафельнице. Здесь протокол можно приостановить.
- Проанализируйте образец с помощью SEM для подтверждения беззазорного покрытия подложки.
- Поместите пластину в УФ/озоноочиститель на 30 минут.
3. Осаждение наночастиц из порошка
- Нанесение наночастиц на двусторонние клейкие ленты («прилипай и уходи»)
- Закрепите двусторонний клей на держателе образца и снимите вкладыш.
- Возьмите наконечник шпателя порошка наночастиц и окуните его в клей.
- Распределите образец по клею и вдавите в клей шпателем, пока не приклеится как можно больше порошка.
- Убедитесь, что порошок закреплен на кране, переворачивая и постукивая по держателю образца, а также обдувая его потоком газа (например, азота). Здесь протокол можно приостановить.
ПРИМЕЧАНИЕ: Альтернативно, небольшое количество порошка может быть помещено на очищенную поверхность (фольга Alu или стеклянный слайд) и сжато сверху с помощью клея и двустороннего держателя образца. - Поместите наконечник шпателя порошка на очищенную поверхность. Прижмите держатель образца клеем к порошку сверху.
- Убедитесь, что порошок закреплен на кране, переворачивая и постукивая по держателю образца, а также обдувая его потоком газа (например, азота). Здесь протокол можно приостановить.
-
Приготовление прессованных порошковых гранул
- Тщательно очистите все части гранулятора, следя за тем, чтобы не поцарапать полированную поверхность.
- Переверните матрицу гранул и лягте на небольшую прокладку.
- Вставьте плунжер и одну гранулу из нержавеющей стали полированной стороной вверх и протяните плунжер до тех пор, пока не останется достаточно места для заполнения порошкообразным образцом.
- Заполните матрицу небольшим количеством образца (1 большой наконечник шпателя), а затем вставьте вторую гранулу из нержавеющей стали полированной стороной, обращенной к образцу.
- Поместите основание на тело и аккуратно переверните. Если вакуум желателен и доступен, прикрепите вакуумный насос к основанию гранулятора.
- Поместите матрицу в пресс, убедившись, что она центрирована.
- Приложите легкую нагрузку (2 кН) в течение приблизительно 20 с и отпустите.
- Приложите более тяжелую нагрузку (6 кН) на 2 мин и отпустите.
- После того, как нагрузка будет снята, отпустите вакуумный насос.
ПРИМЕЧАНИЕ: Из-за различных свойств материала различных наночастиц может быть выгодно подготовить серию гранул с различными нагрузками и временем загрузки для определения оптимальных условий прессования гранул. - Переверните матрицу, поместите кольцо экстрактора в нужное положение и поместите легкую нагрузку (до 1 кН) между плунжером и кольцом экстрактора.
- Извлеките детали матрицы из пресса и осторожно извлеките гранулу образца пинцетом.
- Аккуратно установите образец на очищенную кремниевую пластину с помощью двустороннего клея. Здесь протокол можно приостановить.
4. Криофиксация суспензий наночастиц
- Заполните основную камеру устройства быстрой заморозки жидким азотом.
- Заполните охлажденную камеру быстрого замораживания криогеном (пропаном).
- Позвольте устройству быстрой заморозки остыть до рабочей температуры.
ПРИМЕЧАНИЕ: Устройству быстрого замораживания требуется некоторое время для достижения рабочей температуры до подготовки образца, поэтому для криофиксации образцов требуется разумный срок (несколько часов). - Бросьте 10–20 мкл суспензии NP на очищенную Кремниевую пластину с пипеткой.
- Удерживая пластину Si с помощью фиксирующего пинцета, поместите ее внутрь погружного морозильного устройства.
- Переместите фиксирующий пинцет в положение погружения.
- Нажмите кнопку, чтобы поместить образец внутрь криогена.
- Подождите несколько секунд, пока образец полностью не замерзнет.
- Как можно быстрее перенесите замороженные образцы в охлажденную среду.
- Поместите криофиксированный образец (Si-пластину) в держатель образца и перенесите его внутрь инструмента.
ПРИМЕЧАНИЕ: Для транспортировки рекомендуется сухой лед и возможность кратковременного хранения образцов. Образцы могут быть измерены в замороженном состоянии с помощью охлажденного прибора или с помощью обычных настроек ToF-SIMS после стабилизации путем сублимационной сушки образца.
Результаты
В данной работе представлены различные методы пробоподготовки поверхностного анализа наночастиц. Поскольку физико-химические свойства конкретного НП будут определять как оптимальный метод подготовки образцов (например, капельное литье против спинового покрытия), так и наилучшую процедуру для этого метода (например, требующую различных подложек или растворителей), пригодность используемого метода должна быть проверена с помощью альтернативных аналитических методов и оптимизирована при необходимости. Результаты, полученные в этой публикации, согласуются с ранее опубликованной литературой, показывая необходимость последовательных протоколов и процедур для подготовки образцов, а также необходимость проверки качества для обеспечения того, чтобы методы подготовки и очистки образцов были надлежащими, успешными и не повреждали наночастицы22,33,34,35,36.
Методы отбора проб и хранения НП здесь не рассматривались, поскольку они подробно описаны в различных других справочных материалах14,15,16,17,18,34,37,38,39. Естественно, следует проявлять большую осторожность, чтобы анализируемые образцы были репрезентативными для общего распределения наночастиц и соответствующих методов отбора проб, разработанных и проверенных. Было также показано, что условия хранения сильно влияют на свойства наночастиц в течение нескольких месяцев и поэтому должны быть тщательно рассмотрены. В качестве примера мы рекомендуем хранить наночастицы в небольших количествах в герметичных контейнерах вдали от света, в идеале ниже 4 °C. Также крайне важно, чтобы хранение, отбор проб и подготовка образцов последовательно выполнялись в соответствии с проверенными процедурами, а также подробно документировались. Эта документация должна включать метаданные из самих НП, такие как информация о происхождении и условиях хранения40. Такие инструменты, как электронные лабораторные записные книжки (ELN), могут быть полезны для согласованного документирования процедур и метаданных NP, а также для создания данных в соответствии с принципом FAIR (Findable, Accessible, Interoperabable и Reusable).
Точный и правильный анализ поверхности НП в первую очередь требует подходящего выбора подложки. Мы использовали очищенные Кремниевые пластины в качестве подложек, потому что они легко доступны, долговечны, легко очищаются, проводятся и достаточно плоские, однако в зависимости от целей анализа оксидный поверхностный слой может быть недостатком, так как случайные углеводороды на подложке не могут быть дифференцированы от углеводородов на наночастицах. При необходимости могут быть использованы другие материалы, такие как золото или полимерные покрытия на кремниевых пластинах, пластинах Si3N4 или HOPG (высокоориентированный пиролитический графит)19,20,21,22. Первым шагом в подготовке образца, описанным в этой статье, является очистка кремниевой пластины, показанной в виде схемы на рисунке 1. Эффективность процесса очистки может быть проверена различными методами, включая XPS, как показано на рисунке 2. Основное загрязняющее вещество (адвентивный углерод) характерно для образцов, хранящихся в воздухе, и значительно снижается после процесса очистки. Кроме того, гидроксилирование поверхности пластины с помощью УФ-обработки или обработки озоном позволяет избежать эффекта кофейного кольца от осаждения из водной суспензии, повышая смачиваемость и приводя, следовательно, к более однородному распределению наночастиц, как показано на фиг.3. По мере необходимости могут использоваться альтернативные методы влажной химической очистки кремниевых пластин; здесь требуется только воспроизводимо чистая поверхность, а не полное удаление всех органических загрязнений или оксидного слоя. Если протокол приостановлен между этапами очистки и осаждения суспензии, пластину следует снова обработать плазмой или УФ/озоном, а суспензию в идеале нанести в течение 15 мин после обработки.
Суспензия 60 нм наночастиц Au-Ag ядра-оболочки, показанная в разделе 2.2, содержала значительное количество цитрата натрия в качестве стабилизатора, что является обычным явлением в суспензиях наночастиц. Для точного анализа этих частиц и их поверхностных свойств, в частности с помощью XPS, следует удалить как можно больше стабилизатора, так как он ослабляет сигнал от наночастиц и вызывает эффекты зарядки. Чтобы установить оптимальный метод очистки для этих наночастиц, показанный в виде микроснимков SEM на рисунке 4, их либо диализовали в сверхчистой воде, либо очищали с использованием центрифугирования и повторной дисперсии в трех экземплярах. Хотя диализ кажется более мягким методом, а центрифугирование и редисперсия с большей вероятностью вызовут агломерацию и агрегацию частиц, изображения SEM показывают значительную деформацию и повреждение наночастиц Au-Ag после диализа (рисунок 4B), в то время как центрифугированные / повторно диспергированные частицы все еще неповреждены (рисунок 4C) ). Это особенно примечательно с металлическими наночастицами; Наша гипотеза заключается в том, что существует оптимальное количество цитрата натрия, которое позволяет некоторую стабилизацию раствора, не мешая сигналу для наночастиц, а удаление слишком большого количества стабилизатора вызывает повреждение наночастиц. В предыдущем докладе показано, что существует оптимальное число циклов центрифугирования для удаления большей части цитрата натрия; превышение этого числа вызывает некоторую агрегацию NP33. В этом исследовании для получения аналогичной концентрации цитрата требовалось девять циклов диализа (в общей сложности 36 ч); однако этот метод приводил к более высокому количеству агрегации, чем центрифугирование, а также вызывал снижение функционализации поверхности. Эти результаты демонстрируют важность проверки каждого этапа в процедуре подготовки для каждого отдельного типа наночастиц, особенно с неизвестными образцами.
Наночастицы ядра и оболочки Au-Ag 60 нм, используемые в этом примере, пригодны для капельного литья из-за их электропроводности, поскольку эффекты зарядки не являются проблемой, и толстое пятно может быть получено путем повторного осаждения с использованием относительно небольшого оборудования. Этот более толстый слой имеет то преимущество, что дает более воспроизводимые измерения, а литье из более концентрированной суспензии может сэкономить время за счет уменьшения количества этапов осаждения. На осаждение может влиять смачиваемость подложки; плохое смачивание может привести к образованию толстого пятна наночастиц, что выгодно для проводящих образцов, в то время как хорошее смачивание может привести к образованию более однородного слоя наночастиц, который может быть полезен как для проводящих, так и для изоляционных образцов. Как описано в протоколе, капельное литье суспензий наночастиц обычно требует повторных применений для получения толстого слоя с полным покрытием; это должно быть проверено с помощью XPS, но также может быть быстро и легко проверено с помощью оптической микроскопии. На рисунке 5 показана эволюция капельного покрытия при капельном литье наночастиц Au-Ag ядра-оболочки из водного раствора; в этом случае для достижения полного охвата требуется 13 этапов капельного литья. Капельное литье особенно подходит для проводящих частиц или тех, где зарядные эффекты могут быть адекватно компенсированы. Как и в случае с другими методами, описанными в этой публикации, капельное литье должно быть оптимизировано для каждого образца, поскольку различные материалы NP будут иметь различные свойства в отношении глубины и концентрации информации и пределов толщины пленки. Важно избегать слишком толстых пленок, которые могут вызвать укладку органики, в свою очередь, ингибируя сигнал NP.
Однородное и качественное покрытие помогает обеспечить стабильные и воспроизводимые результаты. В дополнение к концентрации суспензии, параметрам растворителя и спин-покрытия, на качество суспензий со спиновым покрытием также может отрицательно влиять присутствие пыли или других крупных макро- или микроскопических частиц. На фиг.6 показано улучшение качества спин-покрытия суспензии наночастиц после фильтрации шприцевым фильтром 0,45 мкм. Фильтр должен быть выбран таким образом, чтобы он не удалял наночастицы из суспензии. Три различные концентрации суспензии, описанные в протоколе (90, 9,0 и 0,9 мг/мл наночастиц ядра и оболочки PS-PTFE 135 нм), были отлиты спин-литом в тех же условиях и проанализированы с использованием SEM и XPS. Верхнее изображение и спектр на рисунке 7 показывают пленку, отлитую из суспензии 90 мг / мл, что показывает толстое и бесщелевое многослойное покрытие на изображении SEM, а также заметное отсутствие пиков Si в спектрах CPS, что указывает на отсутствие вклада подложки в спектр. Этот образец идеально подходит для анализа XPS или ToF-SIMS; кроме того, меньшие пики F1s из оболочки частиц могут быть четко видны при отсутствии большого сигнала от подложки. Второй образец, отлитый из суспензии 9,0 мг/мл, показывает частицы в небольших однослойных агломератах, которые не полностью покрывают поверхность. Этот образец слишком тонкий и неоднородный для анализа XPS или ToF-SIMS. Кроме того, количественный анализ может быть нарушен из-за вклада случайного углерода на субстрат даже после тщательной очистки; по крайней мере, такой эффект должен учитываться в бюджете неопределенности измерения. Однако этот образец идеально подходит для SEM или ТЕА анализа распределения частиц по размерам с использованием программного обеспечения для анализа изображений, поскольку частицы существуют в одном слое и в достаточном количестве (в пределах изображения) для обеспечения статистически значимой оценки. Образец, отлитый из самой низкой концентрации (0,9 мг/мл), не обеспечивает ни непрерывного покрытия, ни достаточной плотности частиц, чтобы сделать его пригодным для анализа либо поверхностного химического состава, либо распределения частиц по размерам. Достоверный количественный анализ вообще невозможен из-за доминирующего влияния субстрата.
Al2O3-TiO2 core-shell NPs с наружным слоем PDMS или глицерина получали путем капельного литья из суспензии, а также из порошка с использованием метода «stick-and-go» для сравнения эффектов различных методов получения на чувствительный внешний слой. Образцы были проанализированы с помощью ToF-SIMS, где спектры анализировались с использованием анализа главных компонентов (PCA). PCA - это статистический метод снижения размерности больших наборов данных путем создания новых некоррелированных переменных (основных компонентов), которые максимизируют дисперсию в данных41,42,43,44,45. Разделение различных наборов образцов на графе главных компонентов позволяет легче анализировать и группировать результаты. На графике оценок PCA на рисунке 8B, который показывает степень дискриминации каждого набора данных по сравнению со всеми другими наборами данных (т.е. между различными наборами образцов), два образца, приготовленные из порошка, показывают очень разные оценки, в то время как образцы, полученные из дисперсии, показывают очень похожие оценки. Графики нагрузки, показанные на рисунке 8C, указывают на взаимосвязь между переменными, т.е. какие пики вносят наибольший вклад в соответствующие основные компоненты. Все основные компоненты сортируются в соответствии с их вкладом в наблюдаемую разницу между наборами данных, т.е. PCA1 вносит наибольший вклад в наблюдаемое разделение различных наборов данных. В PC1 преобладает наличие (NP, покрытые PDMS, полученные из порошка) или отсутствие (все другие образцы) пиков PDMS, в то время как PC2, фактор, объясняющий вторую по величине вариацию в наборах данных, позволяет дифференцировать Al2O3 и органическое ограничение на NP. Это указывает на то, что измеренные спектры NP, полученных из суспензии, очень похожи, и предполагает, что слои PDMS и глицерина, возможно, были удалены или повреждены препаратом из суспензии, либо из самой суспензии, либо в процессе сушки, с доминирующими сигналами от Al2O3 или TiO2.
В то время как прессованные гранулы могут обеспечить преимущества для приготовления порошкообразных образцов, такие как простота обработки и стабильность в сверхвысоковакуумных инструментах (включая способность распыляться без смещения NP в высоковакуумной камере), высокие силы могут также повредить чувствительные наночастицы, как это уже было замечено с другими методами подготовки. Соответствующий протокол должен быть подготовлен и проверен.
В случае дисперсий NP криофиксация капельно-литых суспензий образцов позволяет избежать эффектов кофейного кольца (из-за мгновенного закрепления суспензии NP и, следовательно, устранения эффектов высыхания), а также сохранения более крупных структур, присутствующих в суспензии. Кроме того, следует избегать применения клейкой ленты. Это, в свою очередь, отражается в уменьшенных сигналах, которые могут быть отнесены к солям, загрязняющим веществам или другим артефактам процедуры подготовки образцов в соответствующих масс-спектрах, как показано на фиг.9. Основным преимуществом криофиксации является способность сохранять «как есть» химическое пространство вокруг наночастиц и/или химическое свойство агломератов частиц или гетероагломератов, а также их корреляцию с биологическими особенностями в тканях или отдельных клетках или даже колокализацию во внутриклеточные компартменты, без нарушения этапов обработки образцов, таких как сушка, дроп-кастинг и т.д.46'47. Мы продемонстрировали применимость метода криофиксации в текущей статье и подчеркнули преимущества криофиксации для наночастиц TiO2. Мы подчеркиваем, что криофиксация особенно подходит для анализа биологических образцов в их естественном состоянии без дислокации химических веществ из-за артефактов подготовки образцов. Для получения более подробной информации о методах фиксации биологических образцов читатель обращается к литературе19,25,27,48,49.
| XpS | ToF-SIMS | |
| Зондовый пучок | Фотонов | Ионов |
| Аналитический пучок | Электронов | Ионов |
| Пространственное разрешение* | > 1 мкм | 0.1 мкм |
| Глубина отбора проб | 0.5 – 7.5 нм | <2 нм |
| Предел обнаружения | 0,01 -0,1 атома % | ппб |
| Квантификация | Отлично (полуколичественный) | Вызов (матричные эффекты) |
| Содержание информации | Стихийный Химическая связь | Стихийный Молекулярный |
| Органический анализ | Отлично | Отлично в статическом режиме |
| * указано производителем | ||
Таблица 1: Сравнение различных методов анализа поверхности.
| Метод | Подходит для | Дает | Преимущества | Недостатки | Осторожность | Рычаги управления | Проверка |
| Диализ | Очистка | Удаление стабилизаторов/примесей | Простое, с минимальными усилиями, без сложного оборудования | Отсутствие контроля над процессом | Может привести к повреждению наночастиц | Время | Повреждение наночастиц (SEM) |
| Центрифугирование/редисперсия | Очистка | Удаление стабилизаторов/примесей | Больший контроль над процессом, одновременная концентрация | Трудоемкий, требует центрифуги | Может вызвать агрегацию или агломерацию | Скорость вращения центрифуги, количество растворителя | Агломерация/агрегация/повреждение наночастиц (SEM) |
| Капельное литье (подвеска) | Проводящие НП без чувствительного внешнего слоя | Относительно толстое пятно с покрытием | Простое, не сложное оборудование | Может давать неоднородную толщину, трудоемкий | Приготовление суспензии может повредить чувствительные оболочки NP | Концентрация суспензии, растворитель (смачиваемость подложки) | Покрытие (световая микроскопия/XPS) |
| спиновое покрытие (суспензия) | Проводящие или непроводящие NP без чувствительного внешнего слоя | Тонкий однородный слой или одиночные частицы | Согласованные настройки | Требует экспериментального определения оптимальных параметров | Отфильтровывайте пыль / примеси, покрытие может быть непоследовательным | Концентрация, параметры спинового покрытия, растворитель | Предварительная фильтрация, покрытие, толщина слоя (SEM/XPS) |
| "прилипай и иди" (порошок) | Неорганические проводящие и непроводящие НПВ с чувствительным внешним слоем | Порошковое пятно на клее | Простое, с минимальными усилиями, без сложного оборудования | Непригоден для органических или С-содержащих NP, непостоянная толщина пленки | Опасность выброса NP в приборы | Фиксация НП на клее | Стабильность в условиях высокого вакуума |
| осаждение в отверстие заглушки (порошка) | XPS-анализ; проводящие/непроводящие органические или неорганические частицы | Образец наночастиц с легким прессованием | Отсутствие контакта с другими материалами | Отсутствие надежной фиксации НП; не подходит для ToF-SIMS | Дагер выпуска NP в инструменты | Никакой | Слегка наклонитесь в сторону, чтобы обеспечить уплотнение порошка |
| Прессованные гранулы (порошок) | Проводящие и непроводящие NPS, полимерные NPs | Твердые гранулы | Позволяет проводить анализ полимерных НП в виде порошка | Может повредить или загрязнить поверхность NP | Материалы должны быть тщательно очищены, чтобы избежать загрязнения поверхности; может повредить поверхность | Размер, давление, время | Стабильность в условиях высокого вакуума |
| Криофиксация (подвеска) | NP-суспензии с чувствительным лигандным слоем; биологические образцы | Твердый образец | Сохраняет морфологию, нативное биологическое состояние и корону, уменьшает эффект кофейного кольца | Сложная и дорогостоящая подготовка и обработка образцов, требующая квалифицированного пользователя | высокая степень квалификации, необходимая для обработки и хранения образцов | Концентрация, размер капель, температура | Сохранение витрификации |
Таблица 2: Сравнение различных методов пробоподготовки.
Рисунок 1: Процесс очистки кремниевых пластин. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Спектры XP Кремниевой пластины до и после очистки. Обследование до (серой) и после (красной) очистки, показывающее снижение количества углерода с 13 на% до 2 на%. Спектры были получены с помощью Kratos Supra DLD (Манчестер, Великобритания) с монохроматическим излучением Al Kα. Образцы фиксировали двойной клейкой лентой на держателе образца, энергия прохода составляла 80 эВ, ширина шага 1 эВ, время выдержки 500 мс. Использовался «режим гибридного объектива». Размер рентгеновского пятна составлял 300 х 700 мкм². Для компенсации заряда использовалась паводковая пушка. Для количественного анализа был использован программный комплекс UNIFit 202050 , использующий пиковые участки соответствующих пиков фотоэлектрона, скорректированные фоном Тугаарда и нормализованные факторами Скофилда, неупругими средними свободными путями и функцией передачи. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3: Влияние очистки УФ/озоном на однородность дисперсии частиц при капельном литье наночастиц ядра-оболочки PTFE-PMMA из водной суспензии. Пластины, очищенные УФ/озоном, показывают значительное уменьшение кофейных колец, а также лучшую адгезию частиц к поверхности. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 4: Варианты обработки для удаления примесей (например, стабилизаторов) из суспензий наночастиц Изображения SEM, показывающие эффект диализа (вверху справа) и центрифугирования и редисперсии в трех экземплярах (внизу справа) на наночастицах ядра и оболочки Au-Ag 60 нм. Наночастицы явно повреждаются диализом, в то время как центрифугирование не оказывает видимого влияния. Все весовые стержни имеют 100 нм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 5: Изображения оптического микроскопа из капельного литья наночастиц Au-Ag диаметром Au-Ag из водной суспензии на кремниевые пластины, показывающие достаточный охват после 13 капель. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 6: Суспензия наночастиц со спиновым покрытием, до (слева) и после (справа) фильтрации со шприцевым фильтром 0,45 мкм. Улучшение качества после фильтрации хорошо видно. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 7: SEM-изображения и XPS-спектры наночастиц ядра-оболочки ПММА-ПТФЭ, спин-литых при различных концентрациях, показывающие влияние пиков подложки (от недостаточного покрытия) на спектры XPS. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 8: График оценки анализа главных компонентов (PCA), полученный из спектров ToF-SIMS глицериновых и PDMS-покрытых Al2O3-TiO2 NP с ядром оболочки. а) схема структуры НП; (B) Оценки и (C) Графики загрузки после анализа ToF-SIMS методов приготовления капельного литья (дисперсия) и "stick-and go" (порошка). PC1 представляет пики, коррелирующие с фрагментами PDMS; PC2 отделяет образцы с органическим покрытием (образцы, приготовленные из порошка) от пиков Al2O3, по-видимому, без поверхностного покрытия. Спектры измеряли в положительном режиме на приборе IONTOF ToF-SIMS IV (ION-TOF GmbH, Мюнстер, Германия) в режиме спектрометрии (HCBU) с пучком ионов Bi3+ 25 кВ с максимальной плотностью дозы 1012 ионов/см2. Поле зрения 150 x 150 мкм сканировалось в пилообразном режиме с разрешением 125 x 125 пикселей. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 9: Участок масс-спектров ToF-SIMS TiO2 NP. (А) получают из порошка методом "stick and go" и (B) после криофиксации дисперсии NP. Прибор ToF-SIMS (ION-TOF V; Ion-TOF GmbH, Мюнстер, Германия) использовался для масс-спектрометрических анализов с помощью импульсного ионного пистолета 30 кэВ Bi3+ (LMIG, постоянный ток (dc), 16 нА). Каждый спектр был получен путем сканирования пучка ионов на площади образца 500 × 500 мкм. Положительные вторичные ионы были получены в диапазоне масс 0–1 200 Да с использованием 106 импульсов Bi3+ . Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Обсуждение
Представлен ряд методов подготовки наночастиц к анализу поверхности с использованием XPS и ToF-SIMS. Мы обобщили преимущества и недостатки этих методов, а также возможные источники ошибок и пригодности для различных материалов в таблице 2. Как показано в репрезентативных результатах, получение наночастиц может сильно повлиять на успех полученного анализа поверхности. Кроме того, не все способы подходят для всех типов частиц из-за таких факторов, как помехи сигнала с подложкой или монтажными материалами, эффекты зарядки в непроводящих толстых пленках, состояние наночастиц в виде порошка или суспензии, потенциальное повреждение чувствительных внешних слоев, разрушение биологических структур и информации об агрегации и интерфейсах или уязвимость чувствительных сверхвысокуумных приборов к свободным наночастицам.
Поскольку измерения XPS и ToF-SIMS усредняются по площади, а не измеряют отдельные частицы, можно получить только воспроизводимые результаты из однородных слоев; поэтому следует избегать агрегации или агломерации частиц на подложке. Кроме того, слишком толстые слои непроводящих материалов вызывают эффекты зарядки во время анализа, что может привести к нежелательным артефактам в спектрах, особенно частичной зарядке, которая не может быть компенсирована с помощью паводковой пушки. С другой стороны, неполные пленки показывают сильные сигналы от подложки или монтажных материалов (например, клеев), которые могут мешать чувствительным пикам с поверхности частиц. Идеальная толщина пленки зависит от материала и должна определяться экспериментально путем анализа пленок разной толщины. В частности, образцы, приготовленные с использованием спинового покрытия, должны быть проанализированы с помощью SEM для обеспечения полноты покрытия.
Работа с NP-суспензиями представляет меньшую опасность воздействия и требования безопасности по сравнению с работой с порошками NP. Капельное литье является относительно простым методом с низкими требованиями к оборудованию и особенно подходит для проводящих наночастиц в суспензии, где толщина пленки не является проблемой. В то время как образцы могут быть легко высушены в атмосферных условиях, вакуумный осушитель служит для сокращения времени высыхания капель, а также для защиты пластин от загрязнения. Кольцо Витона используется для изменения моделей испарения капель и тем самым сводит к минимуму образование кофейных колец. На схемы испарения также можно влиять путем изменения гидрофильности субстрата с использованием протоколов очистки или путем нанесения альтернативных покрытий51,52, путем испарения в атмосферах растворителя53 или даже путем нагревания подложки54. Спин-покрытие рекомендуется для суспензий непроводящих наночастиц в суспензии, поскольку оно способно генерировать однородный слой частиц, который достаточно тонкий, чтобы избежать эффектов зарядки, но все же достаточно толстый, чтобы предотвратить вклад Si-подложки в спектры XPS и ToF-SIMS. Для каждой отдельной системы и концентрации NP параметры центрифуги и спин-покрытия должны быть оптимизированы, но затем могут быть очень надежно воспроизведены даже на разных приборах. Поскольку капля со спин-покрытием всегда находится в середине пластины, радиус вращения не имеет значения, и можно использовать единицу «оборотов в минуту» (rpm). В качестве альтернативы суспензия может быть нанесена на пластину после запуска программы; однако для получения более толстого покрытия потребуются различные параметры спин-покрытия и большее количество суспензии.
Из-за своего чрезвычайно малого размера наночастицы могут отделяться от подложки и свободно перемещаться внутри сверхвысоковакуумной камеры при воздействии ионного или рентгеновского пучка. Это особая проблема для образцов, приготовленных с порошком. В некоторых случаях наночастицы могут проникать в чувствительные компоненты прибора, требуя дорогостоящего и трудоемкого обслуживания. Из-за приложенного напряжения ускорения опасность повреждения чувствительных деталей больше с ToF-SIMS, чем с XPS. Порошкообразные образцы, особенно те, которые подготовлены с использованием метода «stick and go», должны быть тщательно проверены, чтобы убедиться, что порошки достаточно надежно закреплены, особенно для анализа ToF-SIMS. Это может быть подтверждено, например, путем удержания образца вверх ногами и продувания через него потока газа (например, N2). Перед анализом образцы также могут быть оставлены на ночь в шлюзе или другой камере начального отбора проб прибора, где стабильный вакуум может указывать на отсутствие сыпучих частиц из образца. Наночастицы, приготовленные в виде гранул, однако, могут быть даже распылены (при низких напряжениях ускорения) без повреждения прибора; этот метод может устранить загрязняющие вещества, особенно углеводороды, вводимые из пресса, а также может обеспечить объемный анализ частиц.
Приготовление порошков NP в заглушке держателя образца позволяет подготовить образцы с определенной геометрией и макроскопически плоской поверхностью. Критическими точками являются чистота инструмента для прессования образца, а также использование низкого давления во избежание изменений поверхности наночастиц из-за этой процедуры. У него есть недостатки, заключающиеся в необходимости относительно большого количества материала, и потенциальные проблемы с потерей материала в высоковакуумных инструментах. Мы не рекомендуем этот метод для анализа ToF-SIMS, так как частицы не сжимаются и не защищаются каким-либо образом.
Что касается материала NP, то первым соображением при подготовке образца является устранение или сведение к минимуму помех между NP и субстратами из аналогичного материала; например, Si пластины являются неподходящей подложкой для анализа SiO2 NP с использованием XPS и ToF-SIMS, даже при достаточном покрытии образцов. Металлические или неорганические наночастицы могут быть легко проанализированы в виде порошка на клее (при условии, что они не содержат органических слоев или покрытий) из-за отсутствия помех сигнала между наночастицами и двусторонним клеем, способ приготовления, который был бы непригоден для полимерных NP. Металлические наночастицы имеют большую гибкость с точки зрения возможной толщины используемой пленки из-за отсутствия эффектов зарядки, и могут быть отлиты с относительно небольшим количеством оборудования; однако они, вероятно, содержат большое количество примесей и стабилизаторов от их синтеза, которые должны быть тщательно удалены без повреждения частиц. Полимерные наночастицы могут быть легче повреждены при прессовании матрицы, но также могут легче удерживаться вместе в грануле, в зависимости от используемого давления. Гранулы или мягкие органические покрытия на поверхности NP также могут быть чувствительны к повреждениям. Прямое осаждение из раствора может привести к повреждению чувствительных покрытий либо в процессе суспензии, либо в процессе сушки, но выгодно для анализа NP, уже присутствующих в суспензии. Криофиксация является подходящим методом для анализа химических структур, поверхностей или интерфейсов в суспензии, которые могут быть повреждены или разрушены различными другими методами подготовки образцов, но требует специализированного криоборудования как для XPS, так и для ToF-SIMS46'47.
Хотя в этой статье описывается несколько примерных методов, которые могут быть использованы для пробоподготовки, в каждом случае метод должен быть оптимизирован и проверен с использованием альтернативных аналитических методов. Недавно был опубликован подробный обзор влияния различных факторов22. Помимо разработки и валидации подходящих методов подготовки, документация этих этапов также имеет первостепенное значение40. В этой публикации представлены некоторые простые в обращении методы и руководство по изменению или разработке новых методов в соответствии с требованиями конкретной задачи.
Раскрытие информации
У авторов нет конкурирующих интересов для раскрытия.
Благодарности
Этот проект получил финансирование от Программы Европейского Союза Horizon 2020 (H2020) в рамках грантового соглашения No 720952 (ACEnano). Авторы хотели бы поблагодарить Сигрид Бенеманн за измерения SEM, Маркуса Шнайдера за измерения ToF-SIMS и PCA, а также Филиппа Райхардта за помощь в съемках.
Материалы
| Имя | Компания | Каталожный номер | Комментарии |
|---|---|---|---|
| 4-значные лабораторные весы | Kern & Sohn GmbH | ADB200-4A | |
| 5 мм Гранулятор | Specac | GS03060 | |
| раствор для очистки щелочного стекла | Sigma-Aldrich | Hellmanex™ III Z805939 | Специальный чистящий раствор для кювет |
| Углеродный клей | Plano | "Leit-Tabs" G3347 | |
| Чистые лабораторные стаканы | любые | , например, 300 мл | |
| Криоморозильный аппарат | Электронная микроскопия Науки | EMS-002 Криорабочая станция | |
| Диализная трубка с крепежом | Medicell Membranees Ltd | DTV12000.06.30 | Молекулярный отсечка веса (MWCO) 12-14 кДа |
| Пресс | любой | Способный выдерживать усилие 2 кН | |
| Одноразовый шприц, 1 мл, Luer-slip | TH Geyer | Labsolute 7657545 | Можно использовать любой подходящий объем |
| Двусторонний клей | 3M | Съемная перемещаемая лента 665 | |
| Сухой лед | Linde AG | ICEBITZZZ® | Для кратковременного хранения/охлаждения |
| Eppendorf переводной дозатор и наконечники | Eppendorf | различные | Проверьте правильный размер для планируемого объема пипетирования |
| Этанол, ACS марки | Merck KGaA | 1009832500 | |
| FFP2 или FFP3 маски | различные | Для работы с наночастицами из неопасных материалов, когда они не находятся в вытяжном шкафу или бардачке | |
| Изопропанол, класс ACS | Merck KGaA | 1096342500 | |
| Лабораторный халат, перчатки и очки | любой | ||
| Лабораторная центрифуга | Eppendorf | Centrifuge 5430 | |
| Лабораторный вытяжной шкаф | любой | необходимый для работы с наночастицами | |
| Лабораторная мешалка и мешалка | NeoLab | D-6010 | |
| Безворсовые салфетки | Салфетки Kimberley Clark Professional | Kimtech Science Precision | Рекомендуется для работы с кремневыми пластинами |
| Жидкий азот | Linde AG | Stickstoff flü ssig 5.0 | Только для охлаждения криогена. |
| Микропробирка/центрифуга 1,5 мл | T.H. Geyer GmbH & Co. KG | Labsolute 7696751 | |
| азот 5,0 | любой | 99,999% чистота | |
| Пастер пипетка, ПЭ, пластик 3 мл | TH Geyer | Labsolute 7 691 203 | |
| Пастеровская пипетка, ПЭ, пластик 3 мл | TH Geyer | Labsolute 7 691 203 | |
| Держатель порошкового образца | БАМ мастерская | "Самодельный" держатель образца | |
| Пропан | Sigma-Aldrich | 769037 | Криоген должен быть максимально возможной чистоты. |
| Пробирка для образца или центрифужная пробирка 1 мл | Greiner Bio-One GmbH | Cellstar 188 261 | Должна быть способна быть закреплена в вортексере |
| Силиконовые пластины | в идеале | 1 см<суп>2 предварительно нарезанный | |
| Spin-coater | SPS Europe | SPIN150i-NPP | |
| Шприцевой фильтр 0,45 &; | m Th Geyer | Labsolute 7699803 | Для небольших образцов; существуют более крупные версии для больших объемов проб |
| ToF-SIMS | IONTOF GmbH | ToF-SIMS IV или V, оснащенные Bi LMIG и пистолетом | |
| для затопления Пинцет для работы с кремниевыми пластинами | любой | ||
| сверхчистой воды | TKA | MicroPure 08.1202 | |
| Ультразвуковой аппарат | Bandelin | Sonorex Super | |
| УФ/озоновый очиститель | NanoBioAnalytics | UVC-1014 | |
| Вакуумный десикатор | любой | ||
| Вакуумный насос (мембранный/мембранный) | Vacuubrand GmbH | Тип MD-4T | |
| Viton O-ring 6,07 x 1,78 мм | Betech GmbH | 2-010, FKM 80 | |
| Vortexer | Heathrow Scientific | Vortexer HS120212 | |
| держатель вафель 25 мм монетный стиль | Полупроводниковые производственные системы Европа | eWB0091-ASSY-1 | |
| XPS | Kratos | Kratos Axis Ultra DLD |
Ссылки
- ISO/TS 18110:2015 in Nanotechnologies - Vocabularies for science, technology and innovation indicators. International Organization for Standardization. , Available from: https://www.iso.org/obp/ui/iso:std:61482:en (2015).
- Valsami-Jones, E., Lynch, I. How safe are nanomaterials. Science. 350, 388-389 (2015).
- EU Regulation Commission. Commission Regulation (EU) 2018/1881. Official Journal of the European. , (2018).
- Rotello, V. Nanoparticles: Building Blocks for Nanotechnology. , 9042-9046 (2004).
- ACEnano Analytical and Characterisation Excellence. , Available from: http://www.acenano-project.eu/ (2020).
- Mulvaney, P., Parak, W. J., Caruso, F., Weiss, P. S. Standardizing nanomaterials. ACS Nano. 10 (11), 9763-9764 (2016).
- Müller, A., et al. Determining the thickness and completeness of the shell of polymer core-shell nanoparticles by X-ray photoelectron spectroscopy, secondary ion mass spectrometry, and transmission scanning electron microscopy. The Journal of Physical Chemistry C. 123 (49), 29765-29775 (2019).
- Powell, C. J., Werner, W. S. M., Shard, A. G., Castner, D. G. Evaluation of Two Methods for Determining Shell Thicknesses of Core-Shell Nanoparticles by X-ray Photoelectron Spectroscopy. The Journal of Physical Chemistry C. 120 (39), 22730-22738 (2016).
- Shirasaki, Y., Supran, G. J., Bawendi, M. G., Bulović, V. Emergence of colloidal quantum-dot light-emitting technologies. Nature Photonics. 7 (1), 13-23 (2013).
- Smijs, T. G., Pavel, S. Titanium dioxide and zinc oxide nanoparticles in sunscreens: focus on their safety and effectiveness. Nanotechnology, Science and Applications. 4, 95-112 (2011).
- Medintz, I. L., Uyeda, H. T., Goldman, E. R., Mattoussi, H. Quantum dot bioconjugates for imaging, labelling and sensing. Nature Materials. 4 (6), 435-446 (2005).
- Byrne, J. D., Betancourt, T., Brannon-Peppas, L. Active targeting schemes for nanoparticle systems in cancer therapeutics. Advanced Drug Delivery Reviews. 60 (15), 1615-1626 (2008).
- Serpell, C. J., Cookson, J., Ozkaya, D., Beer, P. D. Core@shell bimetallic nanoparticle synthesis via anion coordination. Nature Chemistry. 3 (6), 478-483 (2011).
- Izak-Nau, E., et al. Impact of storage conditions and storage time on silver nanoparticles' physicochemical properties and implications for their biological effects. RSC Advances. 5 (102), 84172-84185 (2015).
- Widdrat, M., et al. Keeping Nanoparticles Fully Functional: Long-Term Storage and Alteration of Magnetite. ChemPlusChem. 79 (8), 1225-1233 (2014).
- Gorham, J. M., et al. Storage wars: how citrate-capped silver nanoparticle suspensions are affected by not-so-trivial decisions. Journal of Nanoparticle Research. 16 (4), 2339(2014).
- Velgosová, O., Elena, Č, Malek, J., Kavuličová, J. Effect of storage conditions on long-term stability of Ag nanoparticles formed via green synthesis. International Journal of Minerals, Metallurgy, and Materials. 24, (2017).
- Zaloga, J., et al. Different storage conditions influence biocompatibility and physicochemical properties of iron oxide nanoparticles. International Journal of Molecular Sciences. 16 (5), (2015).
- Benettoni, P., et al. Identification of nanoparticles and their localization in algal biofilm by 3D-imaging secondary ion mass spectrometry. Journal of Analytical Atomic Spectrometry. 34 (6), 1098-1108 (2019).
- Ndlovu, G. F., et al. Epitaxial deposition of silver ultra-fine nano-clusters on defect-free surfaces of HOPG-derived few-layer graphene in a UHV multi-chamber by in situ STM, ex situ XPS, and ab initio calculations. Nanoscale Research Letters. 7 (1), 173(2012).
- Caprile, L., et al. Interaction of l-cysteine with naked gold nanoparticles supported on HOPG: a high resolution XPS investigation. Nanoscale. 4 (24), 7727-7734 (2012).
- Baer, D. R., et al. Chapter 4.2 - Preparation of nanoparticles for surface analysis. Characterization of Nanoparticles. , 295-347 (2020).
- Škvarla, J., Kaňuchová, M., Shchukarev, A., Girová, A., Brezáni, I. Cryo-XPS - A new technique for the quantitative analysis of the structure of electric double layer at colloidal particles. Colloids and Surfaces A: Physicochemical and Engineering Aspects. 586, 124234(2020).
- Shchukarev, A., Ramstedt, M. Cryo-XPS: probing intact interfaces in nature and life. Surface and Interface Analysis. 49 (4), 349-356 (2017).
- Suhard, D., et al. Intracellular uranium distribution: Comparison of cryogenic fixation versus chemical fixation methods for SIMS analysis. Microscopy Research and Technique. 81 (8), 855-864 (2018).
- Piwowar, A. M., et al. Effects of cryogenic sample analysis on molecular depth profiles with TOF-secondary ion mass spectrometry. Analytical Chemistry. 82 (19), 8291-8299 (2010).
- Winograd, N., Bloom, A. Sample preparation for 3D SIMS chemical imaging of cells. Methods in Molecular Biology. 1203, Clifton, N.J. 9-19 (2015).
- Schaepe, K., et al. Characterization of Nanoparticles. , 481-509 (2020).
- Managing nanomaterials in the workplace. European Agency for Safety and Health at Work. , Available from: https://osha.europa.eu/en/emerging-risks/nanomaterials (2020).
- European Union Programme for Employment and Social Solidarity. Working safely with manufactured nanomaterials: guidance for workers. European Union Programme for Employment and Social Solidarity. , (2014).
- Recommendation of the council on the safety testing and assessment of manufactured nanomaterials in C(2019)55/REV1. , Available from: https://legalinstruments.oecd.org/en/instruments/298 (2013).
- Working safely with nanomaterials in research and development. NanoSafety Partnership Group. , Available from: https://www.safenano.org/media/64896/Working_Safely_with_Nanomaterials_-_Release_200_-_Aug2012.pdf (2012).
- La Spina, R., Spampinato, V., Gilliland, D., Ojea-Jimenez, I., Ceccone, G. Influence of different cleaning processes on the surface chemistry of gold nanoparticles. Biointerphases. 12 (3), 031003(2017).
- Belsey, N. A., et al. Versailles Project on Advanced Materials and Standards Interlaboratory Study on Measuring the Thickness and Chemistry of Nanoparticle Coatings Using XPS and LEIS. The Journal of Physical Chemistry C. 120 (42), 24070-24079 (2016).
- Ghomrasni, N. B., Chivas-Joly, C., Devoille, L., Hochepied, J. F., Feltin, N. Challenges in sample preparation for measuring nanoparticles size by scanning electron microscopy from suspensions, powder form and complex media. Powder Technology. 359, 226-237 (2020).
- Lu, P. J., et al. Methodology for sample preparation and size measurement of commercial ZnO nanoparticles. Journal of Food and Drug Analysis. 26 (2), 628-636 (2018).
- Allen, T. Powder Sampling and Particle Size Determination. , Elsevier Science. 1-55 (2003).
- Allen, T. Particle Size Measurement. Powder Technology Series. , Springer. (1981).
- Brittain, H. G. Pharmaceutical Technology. 67-73, (2002).
- ISO. Part 4: Reporting information related to the history, preparation, handling and mounting of nano-objects prior to surface analysis. ISO. , (2018).
- Bro, R., Smilde, A. K. Principal component analysis. Analytical Methods. 6 (9), 2812-2831 (2014).
- Graham, D. J., Castner, D. G. Multivariate Analysis of ToF-SIMS Data from Multicomponent Systems: The Why, When, and How. Biointerphases. 7 (1), 49(2012).
- Jolliffe, I. T., Cadima, J. Principal component analysis: a review and recent developments. Philosophical Transactions of the Royal Society A: Mathematical, Physical and Engineering Sciences. 374 (2065), 20150202(2016).
- Lever, J., Krzywinski, M., Altman, N. Principal component analysis. Nature Methods. 14 (7), 641-642 (2017).
- Shiens, J. A tutorial on principal component analysis. , (2014).
- Fletcher, J. S., Lockyer, N. P., Vaidyanathan, S., Vickerman, J. C. TOF-SIMS 3D biomolecular imaging of xenopus laevis oocytes using buckminsterfullerene (C60) primary ions. Analytical Chemistry. 79 (6), 2199-2206 (2007).
- Fletcher, J. S., Rabbani, S., Henderson, A., Lockyer, N. P., Vickerman, J. C. Three-dimensional mass spectral imaging of HeLa-M cells - preparation, data interpretation and visualisation. Rapid Communications in Mass Spectrometry: RCM. 25 (7), 925-932 (2011).
- Malm, J., Giannaras, D., Riehle, M., Gadegaard, N., Sjövall, P. Fixation and Drying Protocols for the Preparation of Cell Samples for Time-of-Flight Secondary Ion Mass Spectrometry Analysis. Analytical Chemistry. 81, 7197-7205 (2009).
- Chandra, S. Challenges of biological sample preparation for SIMS imaging of elements and molecules at subcellular resolution. Applied Surface Science. 255, 1273-1284 (2008).
- Hesse, R., Bundesmann, C., Denecke, R. Automatic spike correction using UNIFIT 2020. Surface and Interface Analysis. 51 (13), 1342-1350 (2019).
- Lee, H. H., Fu, S. C., Tso, C. Y., Chao, C. Y. H. Study of residue patterns of aqueous nanofluid droplets with different particle sizes and concentrations on different substrates. International Journal of Heat and Mass Transfer. 105, 230-236 (2017).
- Lin, S. Y., Yang, K. C., Chen, L. J. Effect of surface hydrophobicity on critical pinning concentration of nanoparticles to trigger the coffee ring formation during the evaporation process of sessile drops of nanofluids. Journal of Physical Chemistry. C. 119 (6), 3050-3059 (2015).
- Majumder, M., et al. Overcoming the "Coffee-Stain" effect by compositional marangoni-flow-assisted drop-drying. Journal of Physical Chemistry. B. 116 (22), 6536-6542 (2012).
- Zhong, X., Wu, C. L., Duan, F. From enhancement to elimination of dual-ring pattern of nanoparticles from sessile droplets by heating the substrate. Applied Thermal Engineering. 115, 1418-1423 (2017).
Перепечатки и разрешения
