Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Murine Модель ишемической травмы сетчатки индуцированных переходных двусторонних общих сонной артерии окклюзии

7.4K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/61865

⸱

12 ноября 2020 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Laboratory of Photobiology, Keio University School of Medicine, 2Department of Ophthalmology, Keio University School of Medicine, 3Animal eye care, Tokyo Animal Eye Clinic, 4Tsubota Laboratory, Inc.

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Здесь мы описываем мышь модель ишемии сетчатки путем переходных двусторонних общих сонной артерии окклюзии с помощью простых швов и зажима. Эта модель может быть полезна для понимания патологических механизмов ишемии сетчатки, вызванной сердечно-сосудистыми аномалиями.

Аннотация

Разнообразные сосудистые заболевания, такие как диабетическая ретинопатия, окклюзия вен сетчатки или артерий и ишемический синдром глаз могут привести к ишемии сетчатки. Для исследования патологических механизмов ишемии сетчатки необходимо разработать соответствующие экспериментальные модели. Анатомически основным кровоснабжающим сосудом сетчатки является офтальмологическая артерия (OpA), а ОпА происходит от внутренней сонной артерии общей сонной артерии (CCA). Таким образом, нарушение CCA может эффективно вызвать ишемию сетчатки. Здесь мы создали мышь модель ишемии сетчатки путем переходных двусторонних общих сонной артерии окклюзии (tBCCAO), чтобы связать правый CCA с 6-0 шелковых швов и окклюзии левой CCA переходный в течение 2 секунд через зажим, и показал, что tBCCAO может вызвать острую ишемию сетчатки, ведущих к дисфункции сетчатки. Нынешний метод снижает зависимость от хирургических инструментов только с помощью хирургических игл и зажима, сокращает время окклюзии, чтобы свести к минимуму неожиданную смерть животных, которая часто наблюдается в мышиных моделях окклюзии средней мозговой артерии, и поддерживает воспроизводимость общих ишемических выводов сетчатки. Модель может быть использована для исследования патофизиологии ишемической ретинопатии у мышей и далее может быть использована для скрининга препарата in vivo.

Введение

Сетчатка является нейросенсорной тканью для зрительной функции. Так как значительное количество кислорода необходимо для зрительной функции, сетчатка известна как один из самых высоких кислорода требовательных тканей в организме1. Сетчатка подвержена сосудистым заболеваниям, так как кислород доставляется через кровеносные сосуды. Различные типы сосудистых заболеваний, таких как диабетическая ретинопатия и сетчатки кровеносных сосудов (вен или артерий) окклюзии, может вызвать ишемию сетчатки. Для исследования патологических механизмов ишемии сетчатки необходимы воспроизводимые и клинически значимые экспериментальные модели ишемии сетчатки. Окклюзия средней мозговой артерии (MCAO) путем вставки интралюминальной нити является наиболее часто используемый метод для развития виво-грызунов моделей экспериментальной ишемииголовного мозга 2,3. Из-за близости офтальмологической артерии (OpA) к MCA, модели MCAO также используются одновременно, чтобы понять патофизиологию ишемиисетчатки 4,5,6. Чтобы вызвать ишемию головного мозга наряду с ишемией сетчатки, длинные нити, как правило, вставляются через разрез общей сонной артерии (CCA) или внешней сонной артерии (ECA). Эти методы трудно выполнить, требуют длительного времени, чтобы завершить операцию (более 60 минут для одной мыши), и привести к высокой изменчивости в результатах послеоперации 7. По-прежнему важно разработать более качественую модель для улучшения этих проблем.

В этом исследовании мы просто использовали короткие переходные двусторонние окклюзии CCA (tBCCAO) с иглами и зажимом, чтобы вызвать ишемию сетчатки у мышей и проанализировали типичные результаты ишемических травм сетчатки. В этом видео мы дадим демонстрацию процедуры tBCCAO.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все методы, описанные здесь, были одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными и использованию (IACUC) Медицинской школы Университета Кейо.

1. Подготовка хирургических инструментов и животных

  1. Автоклав хирургических инструментов и держать их в 70% этилового спирта. Перед каждой новой хирургической процедурой, чистые хирургические инструменты тщательно используя 70% этилового спирта.
  2. Подготовка самцов мышей BALB/cAJc1 (6 недель, 26-28 кг) в комнате, свободной от конкретных патогенов (SPF), для поддержания стерильных условий до, во время и после операции.

2. Переходные двусторонние общие окклюзии сонной артерии (tBCCAO)

  1. Поставь мышь под наркоз через внутриперитонеалевую инъекцию с сочетанием мидазолама (40 мкг/100 МКЛ), медетомидина (7,5 мкг/100 МКЛ) и буторфанола тарта (50 мкг/100 МКЛ), как описано ранее8,9. Держите спину мыши шкуры держать мышь подальше от натыкаясь глаза, пока мышь полностью анестезируется.
    1. Судите глубину анестезии, щипать мышеловку, пока она не имеет ответа, из которых метод обычно используется для проверки полной анестезии10.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Как правило, менее 5 минут, необходимых для мышей, чтобы заснуть. Правильные рецепты для общей анестезии могут быть разными по учреждениям.
  2. Нанесите одну каплю 0,1% очищенного гиалуроната натрия раствор глазной капли на глаза, чтобы предотвратить сухость на глазах под наркозом.
  3. Поместите мышь на спину и исправить лапы мыши с помощью клеевых лент.
  4. Дезинфицировать область шеи мыши с помощью 70% этилового спирта до операции.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Дополнительная обрезка меха не была выполнена, так как это может привести к последующему воспалениюкожи 11,12.
  5. Выполните сагиттаальный разрез шеи лезвием(рисунок 1).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Разрез должен быть сделан на средней линии между шеей, грудиной и трахеей.
  6. Отделяйте обе слюнные железы, тщательно используя два типса и мобилизуйте их для визуализации лежащих в основе CCAs.
  7. Изолировать право CCA тщательно от соответствующих вагальных нервов и сопровождающих вен, не нанося ущерба их структурам, и поместить два 6-0 шелковые швы под CCA. Свяжите две связи плотно, чтобы блокировать кровоток(рисунок 1).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Во время процедуры, небольшие вены могут быть повреждены. Если кровотечение видно, вытирая требуется для визуализации CCAs четко.
  8. Найти левый CCA тщательно от соответствующих вагальных нервов и сопровождающих вен, не нанося ущерба их структурам, и occlude левой CCA в течение 2 секунд зажимом (Рисунок 1).
    ПРИМЕЧАНИЕ: 6-0 шелковый шов иглы необходимо поместить под левой CCA, чтобы отметить сайт для зажима.
  9. После повторного открытия левой CCA, швовые раны шеи 6-0 шелковый шов и применить мазок антибиотика (50 МЛ) на шею, чтобы ингибировать бактериальную инфекцию.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Мягко удалить зажим, чтобы избежать повреждения артериальной стенки при повторном открытии левой CCA.
  10. Введать 0,75 мг/кг атипамизола гидрохлорид интраперитонально мыши, чтобы помочь мыши оправился от глубокой анестезии быстро. Верните мышь в клетку мыши с предварительно нагретыми прокладками.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Не позволяйте мыши оставить без присмотра, пока мышь не приходит достаточно сознания для поддержания стернальной лежачих.
  11. Ввесните 0,4 мг/кг тартрата буторфанола мыши для ведения боли, когда мышь просыпается.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Протокол можно приостановить здесь. В качестве первого намека на успешный tBCCAO, веки опустив мышь можно наблюдать (Рисунок 2).
  12. Для эвтаназии, вводить 3x смеси MMB для мышей и пожертвовать ими для экспериментов.

3. Общие наблюдения (выживаемость и опущение век)

  1. После операции проверьте выживаемость по всем причинам смерти в день 0 (после операции), 1, 3 и 7.
  2. Оцените опущение век по 4-очковой рейтинговой шкале: 1 - отсутствие опущения, 2 - мягкое опущение (50%), 3 - тяжелое опущение (более 50%) и 4 - тяжелое опущение с выделением глаз.

4. Перфузия крови сетчатки

  1. Ввись 200 л FITC-декстрана (25 мг/мл) в левый желудочек мыши, который обычно используется для наблюдения перфузии крови в сосудахсетчатки мыши 13,14.
  2. Через 2 минуты после кровообращения, enucleate глаза и исправить в 4% параформальдегид в течение 1 часа. Сетчатки были тщательно получены и плоские, как описано ранее15, и рассмотрены с помощью флуоресцентного микроскопа.
  3. Сфот фотографируете целые крепления сетчатки при 4x увеличении и сливайте в один с помощью анализатора слияния, ранее описанного16.
  4. Измерьте пронизанные области с помощью инструмента анализа судов в программном обеспечении NIH Fiji/ImageJ.

5. Западная помарка

  1. Через 3 и 6 часов после tBCCAO, получить глаза мышей и немедленно перейти к чашке Петри, содержащей холодный PBS изолировать сетчатку.
  2. После изоляции сетчатки, выполнять западные blotting, как ранее описано9.
  3. Инкубировать антителами для гипоксии-индуцированный фактор-1 "(HIF-1 "; общий маркер гипоксии) и для β-Actin (внутренний контроль загрузки) в одночасье следуют инкубации HRP-спряженных вторичных антител. Визуализуя сигналы с помощью химилюминесценции.

6. Количественный ПЦР (qPCR)

  1. 6, 12 и 24 часов после tBCCAO, процесс полученных сетчатки для qPCR, как описано ранее17.
  2. Выполните qPCR с помощью ПЦР-системы в режиме реального времени. Используемые праймеры перечислены в таблице 1. Рассчитайте изменения складок между уровнями различных транскриптов методомКС Т.

7. Иммуногистохимия (IHC)

  1. Через 3 дня после tBCCAO, получить глаза мышей и вставлять в парафин.
  2. Вырезать парафин-встроенные глаза микротом, чтобы получить секции глаз.
  3. Де-парафинизировать и испачкать глаз разделы толщиной 5 мкм, как описано ранее13.
  4. Инкубировать с антителом для глиального фибриллярного кислого белка (GFAP; надежный маркер для астроцитов и клеток Мюллера в сетчатке) в одночасье следуют инкубации Alexa Fluor 555-спряженных вторичных антител.
  5. Используйте DAPI (4',6-diamidino-2-фенилиндол) для окрашивания ядра в сетчатке. Визуализация сигналов с помощью флуоресцентной микроскопа.
  6. Оцените морфологию скоринга по 4-балльной рейтинговой шкале, как описаноранее 13,18: 0 - нет сигнала, 1 - несколько положительных глиальных конечных футов в слое ганглионных клеток (GCL), 2 - несколько обозначенных процессов, достигающих от GCL до внешнего ядерного слоя (ONL), и 3 - наиболее маркированные процессы, достигаемые от GCL до ONL.

8. Электроретинография (ERG)

  1. Через 3 и 7 дней после tBCCAO, выполните ERG с помощью купола Ganzfeld, системы приобретения и светодиодных стимуляторов, как описаноранее 9.
  2. После темной адаптации в одночасье, анестезировать мышей с сочетанием MMB под тусклым красным светом.
  3. Используйте смешанный раствор 0,5% тропикамида и 0,5% фенилэфрина для расширения зрачков.
  4. Поместите активные электроды на контактные линзы и поместите эталонный электрод во рту.
  5. Получите ответы ERG от обоих глаз каждого животного.
  6. Запись scotopic ответы под темной адаптации с различными стимулами.
  7. Измерьте амплитуды волны от базовой линии до самой низкой точки волны.
  8. Измерьте амплитуды b-волны от самой низкой точки а-волны до пика b-волны.
  9. Держите всех мышей в тепле во время процедуры с помощью тепловых колодок.

9. Оптическая когерентная томография (ОКТ)

  1. Через 2 недели после tBCCAO, выполнить OCT с помощью системы SD-OCT, как сообщалосьранее 8,9.
  2. Для измерения, субъект мышей к mydriasis смешанным раствором 0,5% тропикамида и 0,5% фенилэфрина, а также общей анестезии смесью MMB.
  3. Получить B сканирование изображений из экваториальных ломтиков ан-лицо сканирования.
  4. Изучите сетчатку на 0,2, 0,4 и 0,6 мм от головы зрительного нерва.
  5. Измерьте толщину сетчатки от слоя нервного волокна сетчатки (NFL) до внешней ограничивающей мембраны (ELM) и учитывайте среднее измеренное значение как толщину сетчатки отдельной мыши.
  6. Участок результаты, как паук диаграммы.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

После системной циркуляции FITC-декстрана в течение 2 минут были обследованы сосуды сетчатки левой и правой сетчатки у фиктивных мышей и мышей, управляемых tBCCAO(Дополнительный рисунок 1). FITC-декстран был полностью виден в обеих сетчатках у фиктивных мышей и левой сетчатки у мышей, управляемых tBCCAO, в то время как он был частично обнаружен в правой сетчатке у мышей, управляемых tBCCAO.

После tBCCAO, опущение век было рассмотрено(рисунок 2). П...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

В исследовании мы показали, что tBCCAO, используя простые швы и зажим, может вызвать ишемию сетчатки и сопутствующие дисфункции сетчатки. Кроме того, мы продемонстрировали наш текущий протокол для разработки мышиной модели ишемии сетчатки проще и быстрее по сравнению с другими предыдущими протоколами для развития ишемической травмысетчатки модели 2,3,7.

Анатомически, левые и правые мозговые артерии мо...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторов нечего раскрывать.

Благодарности

Эта работа была поддержана Гранты в помощь научным исследованиям (KAKENHI) (18K09424 Toshihide Kurihara и 20K18393 в Yukihiro Miwa) от Министерства образования, культуры, спорта, науки и техники (MEXT).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Атипамезола гидрохлоридZenoaqAntisedanДля защиты от анестезии
Applied Biosystems 7500 FastApplied Biosystems-Дляколичественной ПЦР
Тартрат буторфанолаMeiji Seika PharmaVetorphaleДля анестезии
BZ-II AnalyzerKEYENCE-Дляслияния изображений
BALB/cAJc1CLEA-Mouse штамм
β-Actin (8H10D10) Мышь mAbCST3700Для вестерн-блоттинга
Зажим ЩипцыWorld Precision InstrumentsWPI 500451Для хирургии
Щипцы Dumont #5Fine Science Tools11251-10Для хирургии
DAPI растворDojindo340-07971Для IHC
Envisu SD-OCT системаLeicaR4310Для ОКТ
FITC-dextanMerk FD2000SДля перфузии крови сетчатки
Флуоресцентный микроскопKEYENCEBZ-9000Для обнаружения флуоресценции
Гатифлоксацина гидратSenju PharmaceuticalGachifuroДля антибактериальной инфекции
GFAP Моноклональное антитело (2.2B10)Thermo13-0300Для IHC
ГрелкаMarukanRH-200для хирургии
HIF-1α (Д1С7В) XP Rabbit mAbCST36169Для вестерн-блоттинга
ImageQuant LAS 4000 miniGE Healthcare-Дляхемилюминесценции
MidazolamSandoz K.KSANDOZДля анестезии
Microtome Tissue-Tek TEC 6Sakura-Длясекционирования
МедетомидинOrion CorporationDomitorДля анестезии
Игла держательHandayaHS-2307Для хирургии
PuRECMAYOCorporation-ДляERG
НожницыFine Science Tools91460-11Для хирургии
Гиалуронат натрияSanten PharmaceuticalHyaleinДля смазки глаз
Тропикамид/Пенилэфрина гидрохлоридSanten PharmaceuticalMydrin-PДля мидриаза
6-0 шелковый шовный материалNatsumeE12-60N2Для хирургии

Ссылки

  1. Anderson, B. Ocular effects of changes in oxygen and carbon dioxide tension. Transactions of the American Ophthalmological Society. 66, 423-474 (1968).
  2. Ingberg, E., Dock, H., Theodorsson, E., Theodorsson, A., Ström, J. O. Method parameters' impact on mortality and variability in mouse stroke experiments: a meta-analysis. Scientific Reports. 6 (1), 21086(2016).
  3. Atochin, D. N., Clark, J., Demchenko, I. T., Moskowitz, M. A., Huang, P. L. Rapid Cerebral Ischemic Preconditioning in Mice Deficient in Endothelial and Neuronal Nitric Oxide Synthases. Stroke. 34 (5), 1299-1303 (2003).
  4. Allen, R. S., et al. Severity of middle cerebral artery occlusion determines retinal deficits in rats. Experimental Neurology. 254, 206-215 (2014).
  5. Steele, E. C., Guo, Q., Namura, S. Filamentous Middle Cerebral Artery Occlusion Causes Ischemic Damage to the Retina in Mice. Stroke. 39 (7), 2099-2104 (2008).
  6. Minhas, G., Morishita, R., Anand, A. Preclinical models to investigate retinal ischemia: advances and drawbacks. Frontiers in Neurology. 3, 75(2012).
  7. McColl, B. W., Carswell, H. V., McCulloch, J., Horsburgh, K. Extension of cerebral hypoperfusion and ischaemic pathology beyond MCA territory after intraluminal filament occlusion in C57Bl/6J mice. Brain Res. 997 (1), 15-23 (2004).
  8. Jiang, A. X., et al. Inducement and Evaluation of a Murine Model of Experimental Myopia. Journal of Visualized Experiments. (143), e58822(2019).
  9. Miwa, Y., et al. Pharmacological HIF inhibition prevents retinal neovascularization with improved visual function in a murine oxygen-induced retinopathy model. Neurochemistry International. 128, 21-31 (2019).
  10. Adams, S., Pacharinsak, C. Mouse Anesthesia and Analgesia. Current Protocols in Mouse Biology. 5 (1), 51-63 (2015).
  11. Speetzen, L. J., Endres, M., Kunz, A. Bilateral Common Carotid Artery Occlusion as an Adequate Preconditioning Stimulus to Induce Early Ischemic Tolerance to Focal Cerebral Ischemia. Journal of Visualized Experiments. (75), e4387(2013).
  12. Engel, O., Kolodziej, S., Dirnagl, U., Prinz, V. Modeling stroke in mice - middle cerebral artery occlusion with the filament model. Journal of Visualized Experiments. (47), e2423(2011).
  13. Lee, D., Kang, H., Yoon, K. Y., Chang, Y. Y., Song, H. B. A mouse model of retinal hypoperfusion injury induced by unilateral common carotid artery occlusion. Experimental Eye Research. 201, 108275(2020).
  14. Li, S., et al. Retro-orbital injection of FITC-dextran is an effective and economical method for observing mouse retinal vessels. Molecular Vision. 17, 3566-3573 (2011).
  15. Tual-Chalot, S., Allinson, K. R., Fruttiger, M., Arthur, H. M. Whole Mount Immunofluorescent Staining of the Neonatal Mouse Retina to Investigate Angiogenesis In vivo. Journal of Visualized Experiments. (77), e50546(2013).
  16. Lee, D., et al. A Fairy Chemical Suppresses Retinal Angiogenesis as a HIF Inhibitor. Biomolecules. 10 (10), (2020).
  17. Tomita, Y., et al. Pemafibrate Prevents Retinal Pathological Neovascularization by Increasing FGF21 Level in a Murine Oxygen-Induced Retinopathy Model. International Journal of Molecular Sciences. 20 (23), 5878(2019).
  18. Yamamoto, H., Schmidt-Kastner, R., Hamasaki, D. I., Yamamoto, H., Parel, J. M. Complex neurodegeneration in retina following moderate ischemia induced by bilateral common carotid artery occlusion in Wistar rats. Experimental Eye Research. 82 (5), 767-779 (2006).
  19. Cheng, L., Yu, H., Yan, N., Lai, K., Xiang, M. Hypoxia-Inducible Factor-1α Target Genes Contribute to Retinal Neuroprotection. Frontiers in Cellular Neuroscience. 11, 20(2017).
  20. Mole, D. R., et al. Genome-wide association of hypoxia-inducible factor (HIF)-1alpha and HIF-2alpha DNA binding with expression profiling of hypoxia-inducible transcripts. The Journal of Biological Chemistry. 284 (25), 16767-16775 (2009).
  21. Majmundar, A. J., Wong, W. J., Simon, M. C. Hypoxia-Inducible Factors and the Response to Hypoxic Stress. Molecular Cell. 40 (2), 294-309 (2010).
  22. Newman, E. A. Glial cell regulation of neuronal activity and blood flow in the retina by release of gliotransmitters. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 370 (1672), (2015).
  23. Vecino, E., Rodriguez, F. D., Ruzafa, N., Pereiro, X., Sharma, S. C. Glia-neuron interactions in the mammalian retina. Progress in Retinal and Eye Research. 51, 1-40 (2016).
  24. Symonds, C. The Circle of Willis. British Medical Journal. 1 (4906), 119(1955).
  25. Lo, W. B., Ellis, H. The circle before willis: a historical account of the intracranial anastomosis. Neurosurgery. 66 (1), 7-18 (2010).
  26. Yang, G., et al. C57BL/6 strain is most susceptible to cerebral ischemia following bilateral common carotid occlusion among seven mouse strains: selective neuronal death in the murine transient forebrain ischemia. Brain Research. 752 (1), 209-218 (1997).
  27. Farkas, E., Luiten, P. G. M., Bari, F. Permanent, bilateral common carotid artery occlusion in the rat: A model for chronic cerebral hypoperfusion-related neurodegenerative diseases. Brain Research Reviews. 54 (1), 162-180 (2007).
  28. Morris, G. P., et al. A Comparative Study of Variables Influencing Ischemic Injury in the Longa and Koizumi Methods of Intraluminal Filament Middle Cerebral Artery Occlusion in Mice. PLOS ONE. 11 (2), 0148503(2016).
  29. Tsuchiya, D., Hong, S., Kayama, T., Panter, S. S., Weinstein, P. R. Effect of suture size and carotid clip application upon blood flow and infarct volume after permanent and temporary middle cerebral artery occlusion in mice. Brain Research. 970 (1-2), 131-139 (2003).
  30. Kaelin, W. G., Ratcliffe, P. J. Oxygen Sensing by Metazoans: The Central Role of the HIF Hydroxylase Pathway. Molecular Cell. 30 (4), 393-402 (2008).
  31. Pauly, M., Sruthi, R. Ptosis: evaluation and management. Kerala Journal of Ophthalmolgy. 31 (1), 11-16 (2019).
  32. Averbuch-Heller, L., Leigh, R. J., Mermelstein, V., Zagalsky, L., Streifler, J. Y. Ptosis in patients with hemispheric strokes. Neurology. 58 (4), 620(2002).
  33. Dutton, J. Atlas of clinical and surgical orbital anatomy, second edition. 113, 1364(2011).
  34. Ritzel, R. M., et al. Early retinal inflammatory biomarkers in the middle cerebral artery occlusion model of ischemic stroke. Molecular Vision. 22, 575-588 (2016).
  35. Crespo-Garcia, S., et al. Individual and temporal variability of the retina after chronic bilateral common carotid artery occlusion (BCCAO). PLOS ONE. 13 (3), 0193961(2018).
  36. Qin, Y., et al. Functional and morphologic study of retinal hypoperfusion injury induced by bilateral common carotid artery occlusion in rats. Scientific Reports. 9 (1), 80(2019).
  37. Block, F., Grommes, C., Kosinski, C., Schmidt, W., Schwarz, M. Retinal ischemia induced by the intraluminal suture method in rats. Neuroscience Letters. 232 (1), 45-48 (1997).
  38. Allen, R. S., et al. Progesterone Treatment in Two Rat Models of Ocular Ischemia. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 56 (5), 2880-2891 (2015).
  39. Miller, R. F., Dowling, J. E. Intracellular responses of the Müller (glial) cells of mudpuppy retina: their relation to b-wave of the electroretinogram. Journal of Neurophysiology. 33 (3), 323-341 (1970).
  40. Block, F., Grommes, C., Kosinski, C., Schmidt, W., Schwarz, M. Retinal ischemia induced by the intraluminal suture method in rats. Neuroscience Letters. 232 (1), 45-48 (1997).
  41. Lee, J. H., Shin, J. M., Shin, Y. J., Chun, M. H., Oh, S. J. Immunochemical changes of calbindin, calretinin and SMI32 in ischemic retinas induced by increase of intraocular pressure and by middle cerebral artery occlusion. Anatomy & Cell Biology. 44 (1), 25-34 (2011).
  42. Li, S. Y., et al. Lycium barbarum polysaccharides reduce neuronal damage, blood-retinal barrier disruption and oxidative stress in retinal ischemia/reperfusion injury. PLOS ONE. 6 (1), 16380(2011).
  43. Furashova, O., Matthé, E. Retinal Changes in Different Grades of Retinal Artery Occlusion: An Optical Coherence Tomography Study. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 58 (12), 5209-5216 (2017).
  44. Zadeh, J. K., et al. Short-Time Ocular Ischemia Induces Vascular Endothelial Dysfunction and Ganglion Cell Loss in the Pig Retina. International Journal of Molecular Sciences. 20 (19), (2019).
  45. Liu, S., Zhen, G., Meloni, B. P., Campbell, K., Winn, H. R. Rodent stroke model guidelines for preclinical stroke trials (1st edition). Journal of Experimental Stroke & Translational Medicine. 2 (2), 2-27 (2009).
  46. Tang, Y., et al. Hypothermia-induced ischemic tolerance is associated with Drp1 inhibition in cerebral ischemia-reperfusion injury of mice. Brain Research. 1646, 73-83 (2016).
  47. Barone, F. C., Knudsen, D. J., Nelson, A. H., Feuerstein, G. Z., Willette, R. N. Mouse strain differences in susceptibility to cerebral ischemia are related to cerebral vascular anatomy. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 13 (4), 683-692 (1993).
  48. Pula, J. H., Yuen, C. A. Eyes and stroke: the visual aspects of cerebrovascular disease. Stroke and Vascular Neurology. 2 (4), 210(2017).
  49. Steele, E. C., Guo, Q., Namura, S. Filamentous middle cerebral artery occlusion causes ischemic damage to the retina in mice. Stroke. 39 (7), 2099-2104 (2008).
  50. Sim, D. A., et al. The Effects of Macular Ischemia on Visual Acuity in Diabetic Retinopathy. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 54 (3), 2353-2360 (2013).
  51. Wu, K. K., Huan, Y. Streptozotocin-induced diabetic models in mice and rats. Current Protocols in Pharmacology. , Chapter 5, Unit 5.47 (2008).
  52. Mubarak, A., Hodgson, J. M., Considine, M. J., Croft, K. D., Matthews, V. B. Supplementation of a high-fat diet with chlorogenic acid is associated with insulin resistance and hepatic lipid accumulation in mice. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 61 (18), 4371-4378 (2013).
  53. Ansari, S., Azari, H., McConnell, D. J., Afzal, A., Mocco, J. Intraluminal middle cerebral artery occlusion (MCAO) model for ischemic stroke with laser doppler flowmetry guidance in mice. Journal of Visualized Experiments. (51), e2879(2011).
  54. Hedna, V. S., et al. Validity of Laser Doppler Flowmetry in Predicting Outcome in Murine Intraluminal Middle Cerebral Artery Occlusion Stroke. Journal of Vascular and Interventional Neurology. 8 (3), 74-82 (2015).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

HIF 1
Murine Модель ишемической травмы сетчатки индуцированных переходных двусторонних общих сонной артерии окклюзии
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.