Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Оценка микроперфузии спинного мозга в свиной модели ишемии/реперфузии в режиме реального времени

2.9K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/62047

⸱

10 декабря 2020 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Anesthesiology, Center of Anesthesiology and Intensive Care Medicine, University Medical Center Hamburg-Eppendorf, 2University Department for Vascular Surgery and Department of Operative Medicine, Medical University of Innsbruck, 3Department of Medical Biometry and Epidemiology, University Medical Center Hamburg-Eppendorf, 4Department of Vascular Medicine, University Heart and Vascular Center Hamburg (UHZ), 5Department of Cardiology, Rostock University Medical Center, 6University Department for Cardiac Surgery, Heart Center Leipzig

В этой статье

Краткое содержание

Микроциркуляция спинного мозга играет ключевую роль в травме спинного мозга. Большинство методов не позволяют в режиме реального времени оценивать микроциркуляцию спинного мозга, что необходимо для разработки таргетной терапии микроциркуляции. Здесь мы предлагаем протокол с использованием зондов Laser-Doppler-Flow Needle в большой животной модели ишемии/ реперфузии.

Аннотация

Травма спинного мозга является разрушительным осложнением восстановления аорты. Несмотря на разработки по профилактике и лечению травмы спинного мозга, ее заболеваемость по-прежнему значительно высока и, следовательно, влияет на исход лечения пациентов. Микроциркуляция играет ключевую роль в перфузии тканей и снабжении кислородом и часто диссоциируется от макрогемодинамики. Таким образом, прямая оценка микроциркуляции спинного мозга имеет важное значение для разработки методов лечения, нацеленных на микроциркуляцию, и оценки существующих подходов в отношении микроциркуляции спинного мозга. Однако большинство методов не обеспечивают оценку микроциркуляции спинного мозга в режиме реального времени. Целью этого исследования является описание стандартизированного протокола для микроциркуляторной оценки спинного мозга в режиме реального времени с использованием лазерно-допплеровских игловых зондов, непосредственно вставленных в спинной мозг. Мы использовали свиную модель ишемии/реперфузии, чтобы вызвать ухудшение микроциркуляции спинного мозга. Кроме того, был использован метод флуоресцентной микросферной инъекции. Первоначально животных обезболивали и механически вентилировали. После этого было выполнено лазерно-допплеровское введение иглы с последующим размещением дренажа спинномозговой жидкости. Срединную стернотомию проводили для экспозиции нисходящей аорты для выполнения поперечного зажима аорты. Ишемия/реперфузия индуцировалась супрацелиакическим перекрестным зажимом аорты в течение в общей сложности 48 мин с последующей реперфузией и гемодинамической стабилизацией. Лазерно-допплеровский поток проводили параллельно с макрогемодинамической оценкой. Кроме того, для поддержания стабильного спинномозгового давления использовался автоматизированный дренаж спинномозговой жидкости. После завершения протокола животных приносили в жертву, а спинной мозг собирали для гистопатологического и микросферного анализа. Протокол раскрывает целесообразность микроперфузионных измерений спинного мозга с использованием лазерно-допплеровских зондов и показывает заметное снижение во время ишемии, а также восстановление после реперфузии. Результаты показали сопоставимое поведение с оценкой флуоресцентной микросферы. В заключение, этот новый протокол может обеспечить полезную модель крупных животных для будущих исследований с использованием оценки микроперфузии спинного мозга в режиме реального времени в условиях ишемии / реперфузии.

Введение

Травма спинного мозга, вызванная ишемией/реперфузией (ТСМ), является одним из наиболее разрушительных осложнений восстановления аорты, связанных со снижением исхода1,2,3,4. Современные варианты профилактики и лечения ТСМ включают оптимизацию макрогемодинамических параметров, а также нормализацию давления спинномозговой жидкости (CSP) для улучшения перфузионного давления спинного мозга2,5,6,7,8,9. Несмотря на выполнение этих маневров, заболеваемость ТСМ по-прежнему колеблется в пределах от 2% до 31% в зависимости от сложности восстановления аорты10,11,12.

В последнее время микроциркуляция приобрела повышенное внимание13,14. Микроциркуляция является областью поглощения клеточного кислорода и метаболического обмена и, следовательно, играет решающую роль в функции органов и клеточной целостности13. Нарушение микроциркуляторного кровотока является основным фактором, определяющим ишемиютканей,связанную с повышенной смертностью15,16,17,18,19. Нарушение микроциркуляции спинного мозга связано со снижением неврологической функции и исходом20,21,22,23. Поэтому оптимизация микроперфузии для лечения ТСМ является наиболее перспективным подходом. Персистенция микроциркуляторных нарушений, несмотря на макроциркуляторную оптимизацию, описана26,27,28,29. Эта потеря гемодинамической когерентности часто происходит в различных условиях, включая ишемию/реперфузию, подчеркивая необходимость прямой микроциркуляторной оценки и микроциркуляционно-таргетнойтерапии 26,27,30.

До сих пор лишь немногие исследования использовали лазерно-доплеровские зонды для оценки микроциркуляторного поведения спинного мозга в режиме реальноговремени 20,31. В существующих исследованиях часто используются методы инъекции микросферы, которые ограничены прерывистым использованием и патологоанатомическим анализом32,33. Количество различных измерений с использованием метода впрыска микросферы ограничено наличием микросфер с разными длинами волн. Более того, в отличие от лазерно-допплеровских методик, оценка микроперфузии в режиме реального времени невозможна, так как для этого метода необходима посмертная обработка и анализ тканей. Здесь мы представляем экспериментальный протокол для оценки микроциркуляции спинного мозга в режиме реального времени в модели ишемии/реперфузии крупного животного свиньи.

Это исследование было частью крупного проекта на животных, сочетающего рандомизированное исследование, сравнивающее влияние кристаллоидов и коллоидов на микроциркуляцию при ишемии / реперфузии, а также исследовательское рандомизированное исследование влияния жидкостей и вазопрессоров на микроперфузию спинного мозга. 2-точечная калибровка проточного зонда, а также калибровка катетера с наконечником давления были ранее описаны34. В дополнение к сообщенному протоколу, флуоресцентные микросферы использовались для измерения микроперфузии спинного мозга, как описано ранее, с использованием 12 образцов ткани спинного мозга для каждого животного, причем образцы 1-6 представляли верхний спинной мозг и 7-12 представляли нижний спинной мозг35,36. Инъекция микросферы выполнялась для каждого этапа измерения после завершения лазерно-допплеровских записей и макрогемодинамической оценки. Гистопатологическая оценка проводилась с использованием оценки Клейнмана, как описаноранее 37.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Исследование было одобрено Правительственной комиссией по уходу за животными и их использованию города Гамбурга (ссылка - No 60/17). Животные получали уход в соответствии с «Руководством по уходу и использованию лабораторных животных» (публикация NIH No 86-23, пересмотрена в 2011 году), а также рекомендациями и экспериментами FELASA, проведенными в соответствии с руководящими принципами ARRIVE24,25. Это исследование было острым испытанием, и все животные были усыплены в конце протокола.

ПРИМЕЧАНИЕ: Исследование проводилось на шести трехмесячных свиньях мужского и женского пола (нем. Landrace) весом около 40 кг. Животные были доставлены в учреждения по уходу за животными не менее чем за 7 дней до экспериментов и содержались в соответствии с рекомендациями по благополучию животных. Животным предоставляли пищу и воду ad libitum, а состояние их здоровья регулярно оценивалось ответственным ветеринаром. Время голодания 12 ч поддерживалось до экспериментов. Вся экспериментальная процедура и обращение с животными контролировались ответственным ветеринаром.

1. Индукция анестезии и поддержание анестезии

  1. Для индукции анестезии и поддержания анестезии предварительно лечите животных и глубоко успокаивайте их с помощью внутримышечной инъекции с последующими внутривенными инъекциями, если это необходимо, для выполнения эндотрахеальной интубации. После этого индуцируйте и поддерживайте анестезию, используя комбинацию летучего агента анестезии с непрерывным применением опиоидов, дополненных дополнительной опиоидной болюсной инъекцией.
  2. Выполняют внутримышечные инъекции кетамина 20мг·кг-1,азаперона 4 мг·кг-1 и мидазолама 0,1 мг·кг-1 для премедикации иседации.
  3. Поместите венозный катетер в ушную вену, обеспечьте правильную фиксацию и оцените функциональность путем быстрого применения 10 мл физиологического раствора.
  4. Поместите животное в положение лежа на спине на согревающем одеяле, чтобы предотвратить потерю тепла.
  5. Установите базовый мониторинг с помощью электрокардиографии (ЭКГ) и пульсоксиметрии для мониторинга сердечно-легочного состояния животных и подключите его к базовому оборудованию мониторинга.
  6. Вводите 15л·мин-1 кислорода через маску в форме свиньи для предварительного насыщения.
  7. При необходимости вводят внутривенно боли по 0,1 мг·кг-1% пропофола и проводят эндотрахеальную интубацию.
  8. Обеспечьте правильное размещение с помощью торцевой приливной капнографии и аускультации, введите 0,1 мг•кг-1 панкурония и обеспечьте правильную фиксацию эндотрахеальной трубки.
  9. Установить объемно-контролируемую вентиляцию с использованием приливных объемов 10 мл·кг-1 массы тела-1,положительного давления в конце выдоха 10 смН2О и доли вдыхаемого кислорода (FiO2)0,3 с помощью анестезиологического аппарата. Отрегулируйте частоту вентилятора для поддержания напряжения углекислого газа в конце выдоха (etCO2)35-45 мм рт.ст.
  10. Вводят желудочный зонд, выполняют всасывание желудочных жидкостей, правильно фиксируют трубку и соединяют ее с сумкой для сбора. Осторожно закройте глаза животного, чтобы предотвратить сухость глаз во время анестезии.
  11. Поддерживать анестезию путем непрерывной инфузии фентанила (10 мкг·кг-1·ч-1)и севофлурана (3,0% просроченной концентрации, доставляемой парами). Обеспечить адекватный уровень анестезии путем тщательного наблюдения за жизненно важными показателями и параметрами вентиляции, а также отсутствием каких-либо движений в течение всего протокола, уделяя особое внимание фазам хирургического стимула. Дайте дополнительные болюсные дозы фентанила (50 мкг), если есть какие-либо признаки боли или дистресса.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Обеспечьте присутствие исследователей, которые имеют опыт анестезии животных в течение всей процедуры, и используйте наблюдение опытного ветеринара для обеспечения надлежащей анестезии.
  12. Вводят базовую скорость инфузии 10 мл·кг-1·ч-1 сбалансированных кристаллоидов для компенсации потерь жидкости во время анестезии, хирургической подготовки и выполнения экспериментального протокола. Используйте подогреватель жидкости, чтобы предотвратить потерю тепла.
  13. Аккуратно очистите кожу свиньи мыльной водой. Используйте раствор для дезинфекции кожи, содержащий повидон-йод, чтобы уменьшить загрязнение кожи. Используйте стерильные перчатки для хирургических препаратов. Применяют 300 мг клиндамицина в качестве противомикробной профилактики, а дозировку повторяют через 6 ч.

2. Размещение зонда

  1. Поместите животное в правое боковое положение и согните спину животного, чтобы расширить пространство между позвонками.
  2. Хирургически обнажают паравертебральную область для подготовки остистых отростков и позвоночных дуг(рисунок 1А).
  3. Поместите сосудистый 14 Г катетер периферической вены парамедиан в спинной мозг на уровне грудного позвонка (Th) 13/14 или поясничного позвонка (L) 1/2 между двумя позвоночными дугами(Рисунок 1B).
  4. Извлеките иглу, вставьте лазерный / доплеровский игольчатый зонд над катетером вены(рисунок 1C)и проверьте качество сигнала путем подключения к назначенному жесткому и программному обеспечению. Убедитесь, что есть стабильный сигнал с умеренной пульсативностью.
  5. Аккуратно зафиксируйте зонд швами(рисунок 1D)и используйте набивку, чтобы предотвратить вывих или изгиб зонда.
  6. Для чрескожного размещения дренажа спинномозговой жидкости для измерения и контроля спинномозгового давления определите уровень L 4/5 или L 5/6, проколите кожу и подкожное пространство иглой для введения и удалите иглу для инкрустации.
  7. Поместите на иглу шприц, наполненный физиологическим раствором, и осторожно введите иглу с постоянным давлением на заполненный жидкостью шприц.
  8. Как только потеря сопротивления ощущается в качестве доказательства эпидурального положения, повторно вводят инкрустационную иглу и вводят иглу на 2-3 мм дальше, чтобы проколоть твердую мозговую оболочку и удалить инкрустацию иглу.
  9. Проверьте интратекальное положение путем быстрого капания прозрачного ликера. Введите дренаж на глубину до 20 см, прикрепите адаптер Luer-lock и проверьте положение путем тщательного аспирирования щелока.
  10. Аккуратно зафиксируйте дренаж швами, и подключите его к дренажной системе спинномозговой жидкости.
  11. Обнажите череп за левым ухом и аккуратно выполните трепанацию сверлильного отверстия кожи с помощью 6-миллиметрового сверлильного крепления.
  12. Введите второй лазерный доплеровский зонд непосредственно в мозг. Тщательно зафиксируйте зонд швами и проверьте качество сигнала путем подключения к специальному жесткому и программному обеспечению. Опять же, убедитесь, что есть стабильный сигнал с умеренной пульсативностью.
  13. Отсоедините все зонды, осторожно поместите животное в положение лежа, обеспечив беспрепятственное положение зонда. Убедитесь, что по крайней мере 4-5 исследователей выполняют этот маневр.
  14. Повторно подключите зонды и повторно проверьте качество сигнала.
  15. Подключите выходные каналы лазерно-доплеровского оборудования к усилителю и синхронному оборудованию и программному обеспечению для дополнительной записи лазерного/доплеровского потока одновременно с макрогемодинамическими сигналами.
  16. Калибровка флюса в соответствии с единицей измерения (PU) с 2-точечной калибровкой.
    1. Нажмите Enter, чтобы открыть меню и выбрать настройку аналогового выхода.
    2. Используйте отображаемый коэффициент пересчета(5,0 В = 1000 PU)для калибровки Flux с 2-точечной калибровкой для использования с программным обеспечением синхронного сбора.
    3. Выберите Вернуться, чтобы вернуться в предыдущее меню, и выберите Измерение, чтобы продолжить измерение.
    4. Откройте программное обеспечение для синхронного сбора данных. Выберите ноль всех входных данных в меню Настройка. Подключите все входы к используемым устройствам и зондам.
    5. Выполните 2-точечную калибровку для Flux, щелкнув раскрывающееся меню канала Flux. Выберите 2-точечную калибровку. Установите для параметра преобразование единиц измерения значение on и выберите BPU в качестве единиц измерения. Для точки 1установите 0 В на 0 BPU. Для точки 2установите 5,0 В на 1000 БП. Выберите набор единиц измерения для всех и новых данных. Нажмите OK, чтобы закрыть меню.
  17. Начинают непрерывный дренаж спинномозговой жидкости с целевым давлением 10 мм рт.ст. и объемом дренажа 20 мл·ч-1.

3. Установка катетера

  1. Обнажают обе бедренные артерии.
  2. Разложите дистальную часть правой бедренной артерии, временно закупорите проксимальный просвет артерии с помощью петли сосуда, выполните 2-миллиметровый разрез сосуда ножницами Поттса и введите направляющую проволоку.
  3. Введите направляющий провод дальше, обеспечивая вставку без сопротивления и избегая любого изгиба провода; вводят катетер по проводам.
  4. Зафиксируйте катетер швами.
  5. Обеспечить правильное положение путем аспирации артериальной крови, проверенной анализом газов крови и измерением артериального сигнала после правильного подключения к артериальному давлению и транскардиолечного мониторинга.
  6. Поместите 5-миллиметровый проточный зонд на левую бедренную артерию и проверьте качество сигнала путем подключения к расходомеру.
  7. Закройте оба паха швами.
  8. Обнажите правую сонную артерию, а также правую внутреннюю яремную вену для размещения 8 офт интродьюсеров.
  9. Для установки катетера действуйте таким же образом, как описано в 3.2-3.4.
  10. Подключите боковой просвет оболочки интродуктора сонной артерии к основному оборудованию для контроля давления и терморазбавления легких для измерения артериального давления.
  11. Введите катетер с напорным наконечником в восходящую аорту и проверьте положение путем подключения к усилителю и синхронного захвата жесткого и программного обеспечения.
  12. Поместите катетер легочной артерии Swan-Ganz через венозную оболочку в легочной артерии, надувая баллон воздухом на глубине 20 см и осторожно вставляя его до тех пор, пока давление клина не будет замечено в гемодинамической кривой. Сдуйте баллон и оттяните катетер назад на 2 см. Обеспечить удовлетворительное качество сигнала давления в легочной артерии. Подключите термисторы к базовому оборудованию для контроля давления и легочного терморазбавления.
  13. Используйте сонографическое руководство для чрескожного размещения центрального венозного катетера 12 Fr. 5-Lumen для введения препарата и измерения центрального венозного давления во внешнюю правую яремную вену. Используйте 6-шаговый подход для сонографического размещения38
  14. Подключите дистальный просвет катетера к артериальному давлению и транс-сердечно-легочному мониторингу жестко и программно. Переключите все препараты и инфузии на центральный венозный катетер. Используйте различные просветы для анальгетиков, жидкостей и катехоламинов и сохраните большой просвет для введения коллоидов во время этапов объемной нагрузки.

4. Хирургическая подготовка

  1. Выполните мини-лапаротомию, мобилизуйте мочевой пузырь, вставьте катетер фолея для дренажа мочи, надувайте баллон физиологическим раствором, а катетер фиксируется мешочными швами.
  2. Подключите катетер к пакету для сбора мочи, отображающему количество мочи в мл.
  3. Увеличивают уровень FiO2 до 1,0 и повторно вводят 0,1 мг·кг-1 панкуроний внутривенно.
  4. Выполните срединную стернотомию с помощью электрокоагуляции для подготовки к грудине. Аккуратно рассекают грудину от окружающих тканей. Выполняют ретростернальное размещение компресса для предотвращения травм.
  5. Остановите вентиляцию и разделите кость колеблющейся пилой. Продолжайте вентиляцию и уменьшите FiO2 до 0,3. Используйте электрокоагуляцию, чтобы уменьшить кровотечение, и запечатайте грудину костным воском.
  6. Осторожно мобилизуйте верхушку левого легкого и разделите левую боковую часть диафрагмы, чтобы облегчить хирургическое воздействие.
  7. Обнажите нисходящую околобольничную аорту к стволу целиакии путем мягкого втягивания левого легкого, обеспечивая ненарушенную вентиляцию и избегая травмы левого легкого(рисунок 2A)и разделяя окружающиеткани (рисунок 2B). Вводят коллоид 7 мл·кг-1 гидроксиэтилкрахмала, если необходима гемодинамическая стабилизация.
  8. Поместите навес вокруг нисходящей аорты, чтобы обеспечить надлежащую экспозицию(рисунок 2C).
  9. Прикрепите проточный зонд вокруг нисходящей грудной аорты(рисунок 2D). Обеспечьте надлежащее качество сигнала путем подключения к модулю потока и программного обеспечения синхронного сбора данных. При необходимости используйте контактный гель для улучшения качества сигнала.
  10. Прикрепите петлю сосуда вокруг нисходящей аорты, дистальнее к проточному зонду, чтобы отметить область поперечного зажима аорты.

5. Оценка и сбор данных

  1. Обнулите все катетеры и выровняйте катетеры, используя заполненные жидкостью линии, расположенные на правом уровне предсердий.
  2. Поместите игольчатые электроды ЭКГ и подключите их к синхронному сбору жесткого и программного обеспечения.
  3. Оценка транскардиолегочного терморазбавления, а также измерения аортального потока и давления были ранее описаны 34.
  4. Для измерения сердечного выброса с использованием терморазложения легочной артерии выполните 3 инъекции с 10 мл холодного физиологического раствора и обратите внимание на среднее значение, отображаемое базовым оборудованием мониторинга.
  5. Запустите лазерно-доплеровское программное обеспечение, просто нажав кнопку Пуск,и установите отметку для каждого шага измерения, тщательно обозначив шаги как от M0 до M5.

6. Экспериментальный протокол

  1. Выполнение базовых измерений (M0).
  2. Выполнить гемодинамическую оптимизацию с использованием шагов объемной нагрузки 7 мл·кг-1 коллоида гидроксиэтилкрахмала. Выполняйте каждый шаг загрузки объема в течение 5 минут, используя настои под давлением. После завершения каждого шага загрузки объема подождите 5 минут для уравновешивания. Начинайте объемную нагрузку до тех пор, пока увеличение сердечного выброса не составит <15%.
  3. Повторные измерения (М1) после завершения гемодинамической оптимизации.
  4. Индуцировать ишемию/реперфузию в течение в общей сложности 48 мин надцелиакического поперечного зажима аорты путем размещения аортального зажима в отмеченной области.
  5. Применяют зажим аорты в порядке возрастания 1-, 2-, 5-, 10- и 30-минутных интервалов для улучшения выживаемости животных во время протокола исследования.
  6. Продолжайте поперечное пережатие аорты после каждого интервала максимум через 5 мин или после нормализации кровотока бедренной артерии.
  7. Выполняют ручную окклюзию притока нижней полой вены для предотвращения повышения артериального давления > 100 мм рт.ст. среднего артериального давления.
  8. Вводите болюсные инъекции норадреналина или адреналина во время фазы пережатия, если это необходимо, чтобы предотвратить снижение среднего артериального давления ниже 40 мм рт.ст.
  9. Повторите измерения в конце 30-минутного интервала зажима перед реперфузией (M2).
  10. Постепенно открывайте зажим для обеспечения гемодинамической стабильности. Закройте зажим, если артериальное давление падает слишком быстро, и обеспечьте стабилизацию.
  11. Вводят 7мл·кг-1 коллоидов гидроксиэтилкрахмала, а также дополнительные болюсные инъекции 10-20 мкг норадреналина и/или адреналина для стабилизации. Вводят 2 мл кг-1 8,4% бикарбоната натрия, если рН падает ниже 7,1. Обеспечьте правильную регулировку частоты дыхания для обеспечения нормокапнии.
  12. Повторные измерения через 1 ч после реперфузии (М3).
  13. Повторите гемодинамическую оптимизацию, как описано в разделе 6.2, и повторите измерения (M4).
  14. Выполняют окончательные измерения через 4,5 ч после индукции ишемии/реперфузии (М5).

7. Эвтаназия

  1. Введите 40 ммоль хлорида калия внутривенно для эвтаназии, чтобы вызвать фибрилляцию желудочков и асистолию.
  2. Прекратите вентиляцию и удалите все катетеры.

8. Извлечение органов

  1. Поместите животное в положение лежа и удалите игольчатые зонды, а также дренаж.
  2. Обнажите позвоночник путем разреза кожи и удаления мышечной ткани с помощью скальпеля и щипцов.
  3. Используйте колеблющуюся пилу, чтобы разделить парамедиан позвоночной дуги с обеих сторон, и удалить дорсальную часть позвоночной кости, осторожно переместив остистый отросток в сторону, чтобы ослабить оставшиеся соединения.
  4. Используйте щипцы, чтобы осторожно поднять спинной мозг от каудального к черепному концу, и используйте скальпель, чтобы перерезать спинномозговые нервы, чтобы удалить спинной мозг.
  5. Хранить спинной мозг в 4% формалине до дальнейшего использования для гистопатологической оценки или количественной оценки микросферы.

9. Статистический анализ

  1. Используйте статистическое программное обеспечение.
  2. Обеспечьте нормальное распределение путем проверки гистограмм и логарифмических переменных, если это необходимо.
  3. Подвергнуть зависимые переменные - поток спинного мозга, сердечный выброс, частоту сердечных сокращений, ударный объем, систолическое артериальное давление, среднее артериальное давление, диастолическое артериальное давление, центральное венозное давление, системное сосудистое сопротивление - а также микроперфузию верхнего и нижнего спинного мозга, оцениваемую с помощью флуоресцентных микросфер, если это необходимо, - общим линейным смешанным модельным анализам, используя рутинный GENLINMIXED для непрерывных данных с функцией связи идентичности.
  4. Используйте корректировки базовых показателей.
  5. Укажите модели с фиксированными эффектами для переменной базовой линии и точки измерения. Рассматривайте точку измерения как повторяющиеся меры у животных.
  6. Отчет p-значений фиксированных эффектов для точки измерения для каждого параметра.
  7. Для анализа флуоресцентной микросферы спинного мозга используйте область (нижний спинной мозг, верхний спинной мозг) в качестве фиксированного эффекта и взаимодействия между областью и точкой измерения для оценки взаимодействий между областями и точкой измерения, а также сообщайте p-значения фиксированных эффектов для взаимодействия.
  8. Вычислить скорректированные на исходные условия предельные значения с 95% доверительным интервалом (ДИ) для всех зависимых переменных в точках измерения M1-M5 с последующим попарным сравнением с помощью наименее значимых разностных тестов.
  9. Экспресс-переменные как среднее (95% ДИ). Выразите вес животного как среднее ± стандартное отклонение.
  10. Представьте нескорректированные p-значения.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Все шесть животных дожили до завершения протокола. Вес животного составил 48,2 ± 2,9 кг; пять животных были мужскими, а одно животное было женским. Введение зонда иглы спинного мозга, а также измерение потока спинного мозга было возможно у всех животных.

Примеры микроциркуляторных записей спинного мозга в режиме реального времени в сочетании с микроциркуляторными и макрогемодинамическими записями во время перекрестного зажима ао...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

ТСМ, индуцированная ишемией спинного мозга, является основным осложнением восстановления аорты с огромным влиянием на исход пациента1,2,3,4,10,11,12. Микроциркуляционная таргетная терапия для профилактики и лечения ТСМ является наиболее перспективной. Протокол обеспечивает воспроизводимый ме...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Константин Ж.C Трепте получил почетную награду за лекции Маке. Все остальные авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов. Это исследование было поддержано Грантом Европейского общества анестезиологов Young Investigator Start-Up Grant 2018.

Благодарности

Авторы хотели бы поблагодарить Лену Брикс, V.M.D, Институт исследований животных, Ганноверская медицинская школа, а также г-жу Ютту Дамманн, Учреждение по уходу за животными, Университетский медицинский центр Гамбург-Эппендорф, Германия, за предоставление пред- и периоперационного ухода за животными и их техническую помощь в обращении с животными. Авторы хотели бы также поблагодарить д-ра Даниэля Мандзони, отделение сосудистой хирургии, больница Кирхберг, Люксембург, за его техническую помощь.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
CardioMed ФлоуметрMedistim AS, Осло, НорвегияCM4000Флоуметр для проточно-зондовой бедренной артерии
CardioMed Flow-Probe, 5 ммMedistim AS, Осло, НорвегияPS100051Flow-Probe Бедренная артерия
COnfidence зонд, Transonic Systems Inc., Итака, Нью-Йорк, США MA16PAUFlow-Probe Aorta
16 мм гильзы
DIVA Sevoflurane VaporDrä ger Medical, Lü beck, ГерманияVapor
Hotline Level 1 Подогреватель жидкостиSmiths Medical Germany GmbH, Грасбрунн, ГерманияHL-90-DE-230Подогреватель жидкости
Infinity DeltaDrä ger Medical, Lü beck, ГерманияБазовое оборудование
для мониторинга Infinity HemoDrä ger Medical, Lü beck, ГерманияБазовое оборудование для мониторинга давления и термодилюции легких
LabChart ProADInstruments Ltd., Оксфорд, Великобританияv8.1.16Программное обеспечение для синхронного лазерного допплера, артериального давления, ЭКГ и сбора крови
LiquoGuard 7Mö ller Medical GmbH, Фульда, ГерманияСистема дренирования спинномозговой жидкости
Millar Micro-Tip Pressure Catheter (5F, одинарный, изогнутый, 120 см, PU/WD)ADInstruments Ltd., Оксфорд, ВеликобританияSPR-350Напорный катетер для аорты
VMS LDFmoor Instruments, Девон, ВеликобританияНазначенное лазерно-доплеровское оборудование
moor VMS Research Softwaremoor Instruments, Девон, ВеликобританияНазначенное лазерно-допплеровское программное обеспечение
периваскулярного проточного модуляTransonic Systems Inc., Итака, Нью-Йорк, СШАTS 420Проточный модуль для проточного зонда аорты
PiCCO 2, научная версияGetinge AB, Gö teborg, Swedenv. 6.0Артериальное давление и транссердечно-легочный мониторинг Hard- and Software
PiCCO 5 Fr. 20cmGetinge AB, Gö Теборг, ШвецияАртериальный катетер с термисторным наконечником 
PowerLab ADInstruments Ltd., Оксфорд, ВеликобританияPL 3516Оборудование для синхронного лазерного допплера, измерения артериального давления, ЭКГ и кровотока
QuadBridgeAmpADInstruments Ltd., Оксфорд, ВеликобританияFE 224Четырехканальный мостовой усилитель для лазерно-допплеровского и инвазивного измерения артериального давления
SilverlineSpiegelberg, Гамбург, ГерманияELD33.010.02Дренаж
спинномозговой жидкостиПакет статистического программного обеспечения SPSS IBM SPSS Statistics Inc., Армонк, Нью-Йорк, СШАv. 27Статистическое программное обеспечение
Twinwarm Warming SystemMoeck & Moeck GmbH, Гамбург, Германия12TW921DEСистема обогрева
Универсальное согревающее одеяло IIMoeck & Moeck GmbH, Гамбург, Германия906Согревающее одеяло
VP 3 Зонд, длина 8 мм (индивидуально изготовлено)moor Instruments, Девон, ВеликобританияЛазерно-доплеровский зонд
ZeusDrä ger Medical, Lü Бек, ГерманияНаркозный аппарат

Ссылки

  1. Etz, C. D., et al. Contemporary spinal cord protection during thoracic and thoracoabdominal aortic surgery and endovascular aortic repair: a position paper of the vascular domain of the European Association for Cardio-Thoracic Surgerydagger. The European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 47 (6), 943-957 (2015).
  2. Schraag, S. Postoperative management. Best Practice & Research Clinical Anaesthesiology. 30 (3), 381-393 (2016).
  3. Cambria, R. P., et al. Thoracoabdominal aneurysm repair: results with 337 operations performed over a 15-year interval. Annals of Surgery. 236 (4), 471-479 (2002).
  4. Becker, D. A., McGarvey, M. L., Rojvirat, C., Bavaria, J. E., Messe, S. R. Predictors of outcome in patients with spinal cord ischemia after open aortic repair. Neurocritical Care. 18 (1), 70-74 (2013).
  5. McGarvey, M. L., et al. The treatment of spinal cord ischemia following thoracic endovascular aortic repair. Neurocritical Care. 6 (1), 35-39 (2007).
  6. Fukui, S., et al. Development of collaterals to the spinal cord after endovascular stent graft repair of thoracic aneurysms. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 52 (6), 801-807 (2016).
  7. Augoustides, J. G., Stone, M. E., Drenger, B. Novel approaches to spinal cord protection during thoracoabdominal aortic interventions. Current Opinion in Anesthesiology. 27 (1), 98-105 (2014).
  8. Bicknell, C. D., Riga, C. V., Wolfe, J. H. Prevention of paraplegia during thoracoabdominal aortic aneurysm repair. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 37 (6), 654-660 (2009).
  9. Feezor, R. J., Lee, W. A. Strategies for detection and prevention of spinal cord ischemia during TEVAR. Seminars in Vascular Surgery. 22 (3), 187-192 (2009).
  10. Heidemann, F., et al. Incidence, predictors, and outcomes of spinal cord ischemia in elective complex endovascular aortic repair: An analysis of health insurance claims. Journal of Vascular Surgery. , (2020).
  11. Rizvi, A. Z., Sullivan, T. M. Incidence, prevention, and management in spinal cord protection during TEVAR. Journal of Vascular Surgery. 52 (4), Suppl 86-90 (2010).
  12. Wortmann, M., Bockler, D., Geisbusch, P. Perioperative cerebrospinal fluid drainage for the prevention of spinal ischemia after endovascular aortic repair. Gefasschirurgie. 22, Suppl 2 35-40 (2017).
  13. Saugel, B., Trepte, C. J., Heckel, K., Wagner, J. Y., Reuter, D. A. Hemodynamic management of septic shock: is it time for "individualized goal-directed hemodynamic therapy" and for specifically targeting the microcirculation. Shock. 43 (6), 522-529 (2015).
  14. Moore, J. P., Dyson, A., Singer, M., Fraser, J. Microcirculatory dysfunction and resuscitation: why, when, and how. British Journal of Anaesthesia. 115 (3), 366-375 (2015).
  15. De Backer, D., Creteur, J., Preiser, J. C., Dubois, M. J., Vincent, J. L. Microvascular blood flow is altered in patients with sepsis. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 166 (1), 98-104 (2002).
  16. De Backer, D., Creteur, J., Dubois, M. J., Sakr, Y., Vincent, J. L. Microvascular alterations in patients with acute severe heart failure and cardiogenic shock. American Heart Journal. 147 (1), 91-99 (2004).
  17. Sakr, Y., Dubois, M. J., De Backer, D., Creteur, J., Vincent, J. L. Persistent microcirculatory alterations are associated with organ failure and death in patients with septic shock. Critical Care Medicine. 32 (9), 1825-1831 (2004).
  18. Trzeciak, S., et al. Early microcirculatory perfusion derangements in patients with severe sepsis and septic shock: relationship to hemodynamics, oxygen transport, and survival. Annals of Emergency Medicine. 49 (1), 88-98 (2007).
  19. Donati, A., et al. From macrohemodynamic to the microcirculation. Critical Care Research and Practice. 2013, 892710(2013).
  20. Hamamoto, Y., Ogata, T., Morino, T., Hino, M., Yamamoto, H. Real-time direct measurement of spinal cord blood flow at the site of compression: relationship between blood flow recovery and motor deficiency in spinal cord injury. Spine. 32 (18), Phila Pa 1976 1955-1962 (2007).
  21. Soubeyrand, M., et al. Real-time and spatial quantification using contrast-enhanced ultrasonography of spinal cord perfusion during experimental spinal cord injury. Spine. 37 (22), Phila Pa 1976 1376-1382 (2012).
  22. Han, S., et al. Rescuing vasculature with intravenous angiopoietin-1 and alpha v beta 3 integrin peptide is protective after spinal cord injury. Brain. 133, Pt 4 1026-1042 (2010).
  23. Muradov, J. M., Ewan, E. E., Hagg, T. Dorsal column sensory axons degenerate due to impaired microvascular perfusion after spinal cord injury in rats. Experimental Neurology. 249, 59-73 (2013).
  24. Guillen, J., , FELASA guidelines and recommendations. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51, 311-321 (2012).
  25. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research. Osteoarthritis Cartilage. 20, 256-260 (2012).
  26. Ospina-Tascon, G., et al. Effects of fluids on microvascular perfusion in patients with severe sepsis. Intensive Care Medicine. 36 (6), 949-955 (2010).
  27. Pottecher, J., et al. Both passive leg raising and intravascular volume expansion improve sublingual microcirculatory perfusion in severe sepsis and septic shock patients. Intensive Care Medicine. 36 (11), 1867-1874 (2010).
  28. De Backer, D., Ortiz, J. A., Salgado, D. Coupling microcirculation to systemic hemodynamics. Current Opinion in Critical Care. 16 (3), 250-254 (2010).
  29. van Genderen, M. E., et al. Microvascular perfusion as a target for fluid resuscitation in experimental circulatory shock. Critical care medicine. 42 (2), 96-105 (2014).
  30. Ince, C. Hemodynamic coherence and the rationale for monitoring the microcirculation. Critical care. 19, Suppl 3 8(2015).
  31. Kise, Y., et al. Directly measuring spinal cord blood flow and spinal cord perfusion pressure via the collateral network: correlations with changes in systemic blood pressure. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 149 (1), 360-366 (2015).
  32. Haunschild, J., et al. Detrimental effects of cerebrospinal fluid pressure elevation on spinal cord perfusion: first-time direct detection in a large animal model. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 58 (2), 286-293 (2020).
  33. Wipper, S., et al. Impact of hybrid thoracoabdominal aortic repair on visceral and spinal cord perfusion: The new and improved SPIDER-graft. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 158 (3), 692-701 (2019).
  34. Kluttig, R., et al. Invasive hemodynamic monitoring of aortic and pulmonary artery hemodynamics in a large animal model of ARDS. Journal of Visualized Experiments. (141), e57405(2018).
  35. Detter, C., et al. Fluorescent cardiac imaging: a novel intraoperative method for quantitative assessment of myocardial perfusion during graded coronary artery stenosis. Circulation. 116 (9), 1007-1014 (2007).
  36. Wipper, S., et al. Distinction of non-ischemia inducing versus ischemia inducing coronary stenosis by fluorescent cardiac imaging. International Journal of Cardiovascular Imaging. 32 (2), 363-371 (2016).
  37. Etz, C. D., et al. Spinal cord blood flow and ischemic injury after experimental sacrifice of thoracic and abdominal segmental arteries. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 33 (6), 1030-1038 (2008).
  38. Saugel, B., Scheeren, T. W. L., Teboul, J. L. Ultrasound-guided central venous catheter placement: a structured review and recommendations for clinical practice. Critical care. 21 (1), 225(2017).
  39. Marty, B., et al. Partial inflow occlusion facilitates accurate deployment of thoracic aortic endografts. Journal of Endovascular Therapy. 11 (2), 175-179 (2004).
  40. Matyal, R., et al. Monitoring the variation in myocardial function with the Doppler-derived myocardial performance index during aortic cross-clamping. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 26 (2), 204-208 (2012).
  41. Miller, R. D. Miller'sanesthesia. 8th Edition. , Elsevier. Philadelphia. (2015).
  42. Martikos, G., et al. Remote ischemic preconditioning decreases the magnitude of hepatic ischemia-reperfusion injury on a swine model of supraceliac aortic cross-clamping. Annals of Vascular Surgery. 48, 241-250 (2018).
  43. Lazaris, A. M., et al. Protective effect of remote ischemic preconditioning in renal ischemia/reperfusion injury, in a model of thoracoabdominal aorta approach. Journal of Surgical Research. 154 (2), 267-273 (2009).
  44. Ince, C., et al. Second consensus on the assessment of sublingual microcirculation in critically ill patients: results from a task force of the European Society of Intensive Care Medicine. Intensive Care Medicine. 44 (3), 281-299 (2018).
  45. Edul, V. S., et al. Dissociation between sublingual and gut microcirculation in the response to a fluid challenge in postoperative patients with abdominal sepsis. Annals of intensive care. 4, 39(2014).
  46. Schierling, W., et al. Sonographic real-time imaging of tissue perfusion in a porcine haemorrhagic shock model. Ultrasound in Medicine and Biology. 45 (10), 2797-2804 (2019).
  47. Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Using Laser Doppler Imaging and Monitoring to Analyze Spinal Cord Microcirculation in Rat. Journal of Visualized Experiments. (135), e56243(2018).
  48. Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Meliorating microcirculatory with melatonin in rat model of spinal cord injury using laser Doppler flowmetry. Neuroreport. 27 (17), 1248-1255 (2016).
  49. Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Melatonin prevents blood vessel loss and neurological impairment induced by spinal cord injury in rats. Journal of Spinal Cord Medicine. 40 (2), 222-229 (2017).
  50. Phillips, J. P., Cibert-Goton, V., Langford, R. M., Shortland, P. J. Perfusion assessment in rat spinal cord tissue using photoplethysmography and laser Doppler flux measurements. Journal of Biomedical Optics. 18 (3), 037005(2013).
  51. Glenny, R. W., Bernard, S. L., Lamm, W. J. Hemodynamic effects of 15-microm-diameter microspheres on the rat pulmonary circulation. Journal of Applied Physiology. 89 (1985), 499-504 (2000).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Оценка микроперфузии спинного мозга в свиной модели ишемии/реперфузии в режиме реального времени
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.