Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Упрощенная модель трансплантации гетеротопного клапана сердца у грызунов

2.3K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/62948

⸱

21 сентября 2021 г.

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Medical University of South Carolina

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Этот протокол описывает простой и эффективный метод трансплантации листочков аортального клапана под почечную капсулу, чтобы позволить исследовать аллореактивность сердечных клапанов.

Аннотация

Существует острая клиническая потребность в замене сердечного клапана, которая может расти у детей. Трансплантация сердечного клапана предлагается в качестве нового типа трансплантации с потенциалом доставки прочных сердечных клапанов, способных к соматическому росту без необходимости антикоагуляции. Тем не менее, иммунобиология трансплантации сердечных клапанов остается неисследованной, подчеркивая необходимость животных моделей для изучения этого нового типа трансплантации. Предыдущие модели крыс для трансплантации гетеротопного аортального клапана в брюшную аорту были описаны, хотя они технически сложны и дорогостоящи. Для решения этой проблемы была разработана модель субкапсулярной трансплантации почек у грызунов в качестве практического и более простого метода изучения иммунобиологии трансплантации сердечного клапана. В этой модели один листок аортального клапана собирается и вводится в почечное субкапсулярное пространство. Почка легко доступна, а пересаженная ткань надежно содержится в субкапсулярном пространстве, которое хорошо васкуляризировано и может вместить различные размеры тканей. Кроме того, поскольку одна крыса может предоставить три донорских листочка аорты, а одна почка может обеспечить несколько участков для пересаженной ткани, для данного исследования требуется меньше крыс. Здесь описана методика трансплантации, обеспечивающая значительный шаг вперед в изучении трансплантатной иммунологии трансплантации сердечного клапана.

Введение

Врожденные пороки сердца являются наиболее распространенной врожденной инвалидностью у людей, затрагивая 7 из 1000 живорожденных детей каждый год1. В отличие от взрослых пациентов, у которых регулярно имплантируются различные механические и биопротезные клапаны, педиатрические пациенты в настоящее время не имеют хороших вариантов для замены клапанов. Эти обычные имплантаты не имеют потенциала для роста у детей-реципиентов. В результате, болезненные повторные операции требуются для замены имплантатов сердечного клапана на последовательно более крупные версии по мере роста детей, причем пострадавшим детям часто требуется до пяти или более операций на открытом сердце в течение их жизни 2,3. Исследования показали, что свобода от вмешательства или смерти значительно хуже для младенцев, чем для детей старшего возраста, причем 60% младенцев с протезными клапанами сердца сталкиваются с повторной операцией или смертью в течение 3 лет после их первоначальной операции4. Поэтому существует острая необходимость в доставке сердечного клапана, который может расти и поддерживать функцию у педиатрических пациентов.

На протяжении десятилетий попытки доставить растущие заменители сердечных клапанов были сосредоточены на тканевой инженерии и стволовых клетках. Однако попытки перевести эти клапаны в клинику пока не увенчались успехом 5,6,7,8. Для решения этой проблемы трансплантация сердечного клапана предлагается как более творческая операция для доставки растущих замен сердечных клапанов, обладающих способностью к самовосстановлению и предотвращению тромбогенеза. Вместо того, чтобы пересаживать все сердце, пересаживается только сердечный клапан, который затем будет расти вместе с ребенком-реципиентом, подобно обычным пересадкам сердца или легочному автографу Росса 9,10,11. После операции дети-реципиенты будут получать иммуносупрессию до тех пор, пока пересаженный клапан не будет заменен на механический протез взрослого размера, когда рост клапана больше не требуется. Тем не менее, биология трансплантации трансплантатов сердечного клапана остается неисследованной. Поэтому для изучения этого нового типа трансплантации необходимы животные модели.

Несколько моделей крыс были ранее описаны для гетеротопной трансплантации аортального клапана в брюшную аорту 12,13,14,15,16,17,18. Тем не менее, эти модели непомерно сложны, часто требуя обученных хирургов для успешной работы. Кроме того, они являются дорогостоящими и трудоемкими19. Новая модель крысы была разработана для создания более простой животной модели для изучения иммунобиологии трансплантации сердечных клапанов. Створки одиночного аортального клапана иссекают и вставляют в почечное субкапсулярное пространство. Почка особенно подходит для изучения отторжения трансплантата, так как она сильно васкуляризирована с доступом к циркулирующим иммунным клеткам20,21. В то время как некоторые другие использовали почечную субкапсулярную модель для изучения биологии трансплантации других трансплантатов аллотрансплантатов, таких как поджелудочная железа, печень, почки ироговица 22,23,24,25,26,27, это первое описание трансплантации сердечной ткани в этом положении. Здесь описана методика трансплантации, обеспечивающая значительный шаг вперед в изучении трансплантатной иммунологии трансплантации сердечного клапана.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Исследование было одобрено Комитетом по исследованиям животных в соответствии с Руководством Национальных институтов здравоохранения по уходу и использованию лабораторных животных.

1. Информация о животной модели (Крысы)

  1. Используйте операционный микроскоп (см. Таблицу материалов) с увеличением до 20 раз для всех хирургических процедур.
  2. Используйте сингенные (например, Льюис-Льюис) или аллогенные (например, Льюис-Браун Норвегия) штаммы для трансплантации по мере необходимости для эксперимента.
  3. Используют крыс возрастом от 5-7 недель и массой тела 100-200 г, которые подходят для экспериментального вопроса.

2. Удаление шерсти, подготовка кожи и анестезия

  1. Выполнять все операции в стерильных условиях.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Этап выполняется в специальном хирургическом помещении и в стерильных условиях.
  2. Поместите крыс в индукционную камеру анестезии и индуцируйте анестезию с 5% изофлурана в кислороде. Поддерживайте анестезию с 3,5% изофлурана в кислороде на протяжении всей процедуры.
  3. Для донорской операции удалите шерсть крысы от пупка до грудинной выемки с помощью меховых кусачек. Для операции реципиента обрежьте волосы над хирургическим полем на задней подмышечной линии от ребер до таза. Далее подготовьте кожу хирургическим дезинфицирующим средством.
  4. Получите хирургическую плоскость анестезии перед началом процедуры. Подтвердите адекватную глубину анестезии, крепко сдавив пальцы ног крысы щипцами. Если крыса уходит от боли, титруйте анестетик по мере необходимости.
  5. Контролировать частоту дыхания и глубину анестезии клинически на протяжении всей процедуры; уровень изофлурана регулируют по мере необходимости для поддержания частоты дыхания 55-65 вдохов/мин.

3. Донорская операция

  1. Подготовьте и обезболите крысу, как указано в шаге 2. Разрезайте кожу от мечевидной до грудинной выемки с помощью рассекающих ножниц. Выполните стернэктомию, разрезав ребра с каждой стороны сбоку от грудины до тех пор, пока не будет достигнут оптимальный доступ к сердцу.
  2. Гепаринизировать крысу инъекцией 100 Ед/100 г в левое предсердие.
  3. Принесите донора в жертву через экссангинацию.
  4. Иссечение тимуса для улучшения визуализации крупных сосудов. Затем удаляют сердце блоком с восходящей аорты до уровня безымянной артерии.

4. Подготовка листовок аортального клапана

  1. Поместите донорское сердце в стерильную чашку Петри сразу после кардиэктомии. Рассечение донорского сердца в ледяном буфере холодного хранения (см. Таблицу материалов).
  2. Используя щипцы и пружинные ножницы Vannas, рассекайте донорское сердце до тех пор, пока не останется только корень аорты с 1 мм желудочковой манжетой проксимально к аортальному клапану.
  3. Откройте аортальный клапан, сделав продольный разрез, чтобы открыть синус Вальсальвы между левой и некоронической пазухами, чтобы визуализировать все три листочка.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Разрез должен быть по всей длине синуса Вальсальвы. Фактические размеры зависят от размера крысы.
  4. Иссейте каждую створку аортального клапана по отдельности. В частности, используйте тупые щипцы, чтобы схватить край листка, и используйте пружинные ножницы Vannas, чтобы иссечь листок, разрезая от одной комиссуры до кольцевого кольца, а затем к следующему комиссару.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Будьте особенно осторожны, чтобы захватить только край листка, чтобы свести к минимуму разрушение клапанных эндотелиальных клеток.
  5. Храните образцы после иссечения листовок в буферном растворе холодного хранения до тех пор, пока они не будут готовы к имплантации крысе-реципиенту. Имплантируйте все листочки в течение 4 часов после холодного хранения.

5. Операция с получателем

  1. Подготовьте и обезболите крысу, как указано в шаге 2. Используйте грелку при температуре 36-38 °C для выполнения операции.
  2. Вводят бупренорфин (0,03 мг/кг подкожно) всем крысам-реципиентам перед операцией и каждые 6-12 ч после операции по мере необходимости для облегчения боли.
  3. Поместите крысу в правое боковое лежачее положение, чтобы получить доступ к левой почке.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Левая почка предпочтительна из-за ее более каудального положения относительно правой почки.
  4. Разрезайте кожу по бокам продольно более 1 дюйма с помощью ножниц.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Разрез должен оставаться меньше размера почки, чтобы обеспечить достаточное напряжение, чтобы предотвратить втягивание почки обратно в брюшную полость во время процедуры.
  5. Аналогично разрезать нижележащую брюшную стенку.
  6. Экстернализация почек
    1. Используя большой и указательный пальцы, применяйте легкое давление дорсально и вентрально, используя изогнутые щипцы, чтобы поднять каудальный полюс почки через брюшной и кожный разрез. Аналогичным образом экстернализуют краниальный конец почки.
    2. Альтернативно, почка может быть экстернализована путем захвата периренального жира и вытягивания вверх с легким напряжением.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Следите за тем, чтобы не захватывать почку или почечные сосуды напрямую.
    3. Как только почка будет экстернализована, держите ее влажной с теплым физиологическим раствором, просачивающимся на почку.
  7. Создайте подкапсулярный карман.
    1. Слегка надавите на почечную капсулу с помощью одного набора тупых щипцов, чтобы почечную капсулу можно было четко отличить от нижележащей паренхимы. Одновременно используя еще один набор тупых щипцов, осторожно схватите капсулу и осторожно потяните вверх, чтобы создать отверстие в капсуле.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Из-за деликатного характера капсулы требуется минимальное усилие для установки этого разреза.
    2. Продолжайте использовать тупые щипцы для расширения разреза до тех пор, пока не будет создано пространство ~ 2 мм для размещения листа аортального клапана.
    3. Развивайте неглубокий субкапсулярный карман, который немного больше, чем створка клапана, поднимая край разреза одним набором щипцов и продвигая тупой зонд под почечной капсулой.
  8. Пересадите аортальный клапан в подкапсулярный карман.
    1. Извлеките листок аорты из холодного хранилища и поместите его в хирургическое поле.
    2. Поднимая край волокнистой капсулы, выдвиньте листок аорты в субкапсулярный карман тупыми щипцами.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что ткань находится достаточно далеко от разреза, чтобы она прочно закрепилась под капсулой. Следует соблюдать осторожность, чтобы избежать повреждения нижележащей паренхимы или дальнейшего разрыва фиброзной капсулы.
    3. Разрез в почечной капсуле можно оставить открытым.
  9. Осторожно верните почку обратно в анатомическое положение, используя встречное вытяжение, приложенное к краям разреза.
  10. Закройте разрез брюшной полости бегущим стерильным хирургическим швом. Закройте кожу скобами.
  11. Послеоперационный уход
    1. После операции поместите крысу в чистую клетку на грелку с доступом к пище и воде.
    2. Ежедневно контролируйте животное, чтобы оценить регулярное заживление ран и признаки боли или дистресса. Удалите скобы через 7-10 дней.

6. Сбор ткани для анализа

  1. В выбранных конечных точках после трансплантации усыпляют животное путем экссангинации. В частности, выполняют срединную лапаротомию и трансецируют брюшную аорту под 5% изофлурана в кислороде.
  2. Мобилизуйте почку и иссекните ее, разрезав ножницами почечную артерию, вену и мочеточник.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Следите за тем, чтобы не захватить область, содержащую пересаженный листок.
  3. Поместите почку в формалин на ночь, вставьте ее в парафин и разделите для нужного окрашивания. Ориентируйте образец с почечной капсулой, обращенной к передней части, и паренхимой почки, обращенной кзади.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Графическое изображение экспериментальной конструкции предусмотрено для модели крысы (рисунок 1). Кроме того, корень аорты, рассеченный из сердца донора, и индивидуальный листок аортального клапана, подготовленный для имплантации, также показаны на рисунке 2. Далее репрезентативное изображение положения створки аортального клапана под почечной капсулой для имплантации показано на рисунке 3А и через 3, 7 и 28 дней у

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Важность и потенциальные области применения
В то время как механические и биопротезные сердечные клапаны обычно используются у взрослых пациентов, нуждающихся в замене клапанов, эти клапаны не имеют потенциала для роста и, следовательно, являются неоптимальными для педиатрических пациентов. Трансплантация сердечного клапана - это экспериментальная операция, предназначенная для доставки растущих замен сердечных клапанов для новорожденных и младенцев с врожденными пороками сердца. Однако, в отличие от т...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы заявляют, что исследование проводилось при отсутствии каких-либо коммерческих или финансовых отношений, которые могли бы быть истолкованы как потенциальный конфликт интересов.

Благодарности

Рисунок 1 был создан с помощью biorender.com. Эта работа была частично поддержана Программой хирургических исследователей Фонда AATS в TKR, Детским фондом передового опыта, проводимым Департаментом педиатрии в Медицинском университете Южной Каролины в TKR, грантом Emerson Rose Heart Foundation для TKR, филантропией сенатора Пола Кэмпбелла в TKR, грантами NIH-NHLBI Institutional Postdoctoral Training Grants (T32 HL-007260) для JHK и BG, и Медицинский колледж Медицинского университета Южной Каролины ( Медицинский колледж Южной Каролины — Исследовательский фонд FLEX для MAH.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
0,9% Хлорди натрия, USPBaxterNDC 0338-0048-04
4-0 Полиглактин 910EthiconJ415H
7,5% Повидон-йодCareFusion29904-004
70% ETOHFisher ScientificBP82031GAL
Анестезиологическая индукционная камераHarvard Apparatus75-2030Герметичная индукционная камера для
крысы Наркозный аппаратГарвардский аппарат75-0238Мобильная анестезиологическая система с пассивной очисткой
Маска для анестезииГарвардский аппарат59-8255Маска для анестезии крыс
Коричневые норвежские крысы (BN/Crl)Чарльз РиверКод штамма 091Самец, 5-7 недель, 100-200 г
Бупренорфина гидрохлорид, 0,3 мг/млPAR ФармацевтическийNDC 42023-179-050,03 мг/кг, вводится подкожно
Электрические машинки для стрижки волосWAHL79434
Электрическая грелкаHarvard Apparatus72-0492Поддерживается при 36-38 °°; C
HeparinSagent PharmaceuticalsNDC 25021-400-10100U/100 г инъекция в левое предсердие
Инсулиновый шприц, 1 млFisher Scientific14-841-33
Щипцы радужной оболочки изогнутыеWorld Precision Instruments15917
Щипцы диафрагмы прямыеWorld Precision Instruments15916
Изофлуран, USPPiramal Интенсивная терапияNDC 66794-017-25Индуцирован при 5% изофлуранции в кислороде и поддерживается 3,5% изофлураном в кислороде
Льюис Крысы (LEW/ Crl)Чарльз РиверКод штамма 004Самец, 5-7 недель, 100-200 г
МикрощипцыWorld Precision Instruments500233Dumont #5
МикроножницыWorld Precision Instruments501930Подпружиненные
ИгловодителяWorld Precision Instruments500226Райдера Игловодителя
Операционный микроскопAmScopeSM-3BZ-80S3,5x - 90x Стерео микроскоп
ЧашкаПетри Fisher ScientificFB0875714
Petrolatum Офтальмологическая мазьDechraNDC 17033-211-38
Скобки для кожиEthiconPXR35Proximate 35
Стерильные ватные палочкиPuritan25-806 1WC
Стерильные марлевые губкиFisher Scientific22-037-902
Хирургические ножницыWorld Precision Instruments1962CНожницы Метценбаума
of Wisconsin Buffer (Servator B)S.A.L.F S.p.A.6484A1Хранение при температуре 4 °de; С
ножницы Vannas University

Ссылки

  1. Van Der Linde, D., et al. Birth prevalence of congenital heart disease worldwide: A systematic review and meta-analysis. Journal of the American College of Cardiology. 58 (21), 2241-2247 (2011).
  2. Jacobs, J. P., et al. Reoperations for pediatric and congenital heart disease: An analysis of the Society of Thoracic Surgeons (STS) congenital heart surgery database. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 17 (1), 2-8 (2014).
  3. Syedain, Z. H., et al. Pediatric tri-tube valved conduits made from fibroblast-produced extracellular matrix evaluated over 52 weeks in growing lambs. Science Translational Medicine. 13 (585), 1-16 (2021).
  4. Khan, M. S., Samayoa, A. X., Chen, D. W., Petit, C. J., Fraser, C. D. Contemporary experience with surgical treatment of aortic valve disease in children. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 146 (3), 512-521 (2013).
  5. Boyd, R., Parisi, F., Kalfa, D. State of the art: Tissue engineering in congenital heart surgery. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery. 31 (4), 807-817 (2019).
  6. Feins, E. N., Emani, S. M. Expandable valves, annuloplasty rings, shunts, and bands for growing children. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 23, 17-23 (2020).
  7. Lintas, V., et al. TCT-795 Human cell derived off-the-shelf tissue engineered heart valves for next generation transcatheter aortic valve replacement: a proof-of-concept study in adult sheep. Journal of the American College of Cardiology. 70 (18), 271(2017).
  8. Blum, K. M., Drews, J. D., Breuer, C. K. Tissue-engineered heart valves: A call for mechanistic studies. Tissue Engineering Part B: Reviews. 24 (3), 240-253 (2018).
  9. Bernstein, D., et al. Cardiac growth after pediatric heart transplantation. Circulation. 85 (4), 1433-1439 (1992).
  10. Delmo Walter, E. M., et al. Adaptive growth and remodeling of transplanted hearts in children. Europeon Journal of Cardiothoracic Surgery. 40 (6), 1374-1383 (2011).
  11. Simon, P., et al. Growth of the pulmonary autograft after the Ross operation in childhood. Europeon Journal of Cardiothoracic Surgery. 19 (2), 118-121 (2001).
  12. Oei, F. B. S., et al. A size-matching heterotopic aortic valve implantation model in the rat. Journal of Surgical Research. 87 (2), 239-244 (1999).
  13. Oei, F. B. S., et al. Heart valve dysfunction resulting from cellular rejection in a novel heterotopic transplantation rat model. Transplant International. 13, SUPPL. 1 (2000).
  14. El Khatib, H., Lupinetti, F. M. Antigenicity of fresh and cryopreserved rat valve allografts. Transplantation. 49 (4), 765-767 (1990).
  15. Yankah, A. C., Wottge, H. U. Allograft conduit wall calcification in a model of chronic arterial graft rejection. Journal of Cardiac Surgery. 12 (2), 86-92 (1997).
  16. Moustapha, A., et al. Aortic valve grafts in the rat: Evidence for rejection. Journal of Thoracic and Cardiovascualr Surgery. 114 (6), 891-902 (1997).
  17. Légaré, J. F., et al. Prevention of allograft heart valve failure in a rat model. Journal of Thoracic and Cardiovascualr Surgery. 122 (2), 310-317 (2001).
  18. Legare, J. F., Lee, T. D. G., Creaser, K., Ross, D. B., Green, M. T lymphocytes mediate leaflet destruction and allograft aortic valve failure in rats. The Annals of Thoracic Surgery. 70 (4), 1238-1245 (2000).
  19. Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: Experience of 3000 operations by one surgeon. Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
  20. Burgin, M., et al. Kidney Subcapsular Allograft Transplants as a Model to Test Virus-Derived Chemokine-Modulating Proteins as Therapeutics. Methods in molecular biology. 2225, Clifton, N.J. 257-273 (2021).
  21. Foglia, R. P., DiPreta, J., Donahoe, P. K., Statter, M. B. Fetal allograft survival in immunocompetent recipients is age dependent and organ specific. Annals of Surgery. 204 (4), 402-410 (1986).
  22. Cunha, G. R., Baskin, L. Use of sub-renal capsule transplantation in developmental biology. Differentiation. 91 (4-5), 4-9 (2016).
  23. Hori, J., Joyce, N., Streilein, J. W. Epithelium-deficient corneal allografts display immune privilege beneath the kidney capsule. Investigative Opthalmology & Visual Science. 41 (2), 443-452 (2000).
  24. Mandel, T., et al. transplantation of organ cultured fetal pig pancreas in non-obese diabetic (NOD) mice and primates (Macaca fascicularis). Xenotransplantation. 2 (3), 128-132 (1995).
  25. Ricordi, C., Flye, M. W., Lacy, P. E. Renal subcapsular transplantation of clusters of hepatocytes in conjunction with pancreatic islets. Transplantation. 45 (6), 1148-1150 (1988).
  26. Shultz, L. D., et al. Subcapsular transplantation of tissue in the kidney. Cold Spring Harbor Protocols. 2014 (7), 737-740 (2014).
  27. Vanden Berg, C. W., et al. Renal subcapsular transplantation of PSC-derived kidney organoids induces neo-vasculogenesis and significant glomerular and tubular maturation in vivo. Stem Cell Reports. 10 (3), 751-765 (2018).
  28. Mitchell, R. N., Jonas, R. A., Schoen, F. J. Pathology of explanted cryopreserved allograft heart valves: Comparison with aortic valves from orthotopic heart transplants. Journal of Thoracic and Cardiovasular Surgery. 115 (1), 118-127 (1998).
  29. Valante, M., et al. The aortic valve after heart transplantation. Annals of Thoracic Surgery. 60, SUPPL. 2 (1995).
  30. O'Brien, M. F., Stafford, E. G., Gardner, M. A. H., Pohlner, P. G., McGiffin, D. C. A comparison of aortic valve replacement with viable cryopreserved and fresh allograft valves, with a note on chromosomal studies. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 94 (6), 812-823 (1987).
  31. Ng, T. F., Osawa, H., Hori, J., Young, M. J., Streilein, J. W. Allogeneic neonatal neuronal retina grafts display partial immune privilege in the subcapsular space of the kidney. The Journal of Immunology. 169 (10), 5601-5606 (2002).
  32. Heslop, B. F., Wilson, S. E., Hardy, B. E. Antigenicity of aortic valve allografts. Annals of Surgery. 177 (3), 301-306 (1973).
  33. Steinmuller, D., Weiner, L. J. Evocation and persistence of transplantation immunity in rats. Transplantation. 1 (1), 97-106 (1963).
  34. Billingham, R. E., Brent, L., Brown, J. B., Medawar, P. B. Time of onset and duration of transplantation immunity. Plastic and Reconstructive Surgery. 24 (1), 410-413 (1959).
  35. Tector, A. J., Boyd, W. C., Korns, M. E. Aortic valve allograft rejection. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 62 (4), 592-601 (1971).
  36. Sugimura, Y., Schmidt, A. K., Lichtenberg, A., Akhyari, P., Assmann, A. A rat model for the in vivo assessment of biological and tissue-engineered valvular and vascular grafts. Tissue Engineering Methods (Part C). 23 (12), 982-994 (2017).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Гетеротопическая трансплантацияподкапсулярная модель почкистворка аортального клапанамодель трансплантации на грызунахиммунобиология трансплантацииимплантация створки клапанагистологическое окрашиваниеиммуногистохимический анализактин гладких мышц
Упрощенная модель трансплантации гетеротопного клапана сердца у грызунов
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.