Методическая статья

Модель кровотечения при трансекции хвостовой вены у полностью обезболенных мышей с гемофилией А

DOI:

10.3791/62952

⸱

30 сентября 2021 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Global Drug Discovery, Novo Nordisk A/S, 2Department of Veterinary and Animal Sciences, Faculty of Health and Medical Sciences, University of Copenhagen, 3Department of Biomedical Sciences, Faculty of Health and Medical Sciences, University of Copenhagen, 4Independent consultant, 5Catalyst Biosciences, 6Værløse Dyreklinik

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Модель кровотечения рафинированной трансекции хвостовой вены (TVT) у анестезируемых мышей является чувствительным методом in vivo для оценки гемофильного кровотечения. Эта оптимизированная модель кровотечения TVT использует кровопотерю и время кровотечения в качестве конечных точек, совершенствуя другие модели и избегая смерти в качестве конечной точки.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Модели хвостовых кровотечений являются важными инструментами в исследованиях гемофилии, особенно для оценки эффектов прокоагулянтов. Модель выживания при трансекции хвостовой вены (TVT) была предпочтительной во многих условиях из-за чувствительности к клинически значимым дозам FVIII, тогда как другие установленные модели, такие как модель хвостового зажима, требуют более высоких уровней прокоагулянтных соединений. Чтобы избежать использования выживаемости в качестве конечной точки, мы разработали модель TVT, устанавливающую кровопотерю и время кровотечения в качестве конечных точек и полную анестезию в течение всего эксперимента. Вкратце, обезболенных мышей позиционируют с хвостом, погруженным в умеренный физиологический раствор (37 ° C) и дозированным с испытуемым соединением в правой боковой хвостовой вене. Через 5 мин левую боковую хвостовую вену перекрывают с помощью шаблонной направляющей, хвост возвращают в физиологический раствор, а все эпизоды кровотечения контролируют и регистрируют в течение 40 мин при сборе крови. Если кровотечение не происходит через 10 минут, 20 минут или 30 минут после травмы, сгусток осторожно бросают вызов, дважды протирая разрез влажным марлевым тампоном. Через 40 мин кровопотеря измеряется количеством гемоглобина, поступающего в физиологический раствор. Эта быстрая и относительно простая процедура приводит к последовательным и воспроизводимым кровотечениям. По сравнению с моделью выживания TVT, она использует более гуманную процедуру без ущерба для чувствительности к фармакологическому вмешательству. Кроме того, можно использовать оба пола, уменьшая общее количество животных, которых необходимо разводить, в соответствии с принципами 3R. Потенциальным ограничением в моделях кровотечений является стохастический характер гемостаза, который может снизить воспроизводимость модели. Чтобы противостоять этому, ручное разрушение сгустка гарантирует, что сгусток будет оспорен во время мониторинга, предотвращая первичный (тромбоцитарный) гемостаз от остановки кровотечения. Это дополнение к каталогу моделей кровоточащих травм предоставляет возможность охарактеризовать эффекты прокоагулянтов стандартизированным и гуманным образом.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Животные модели необходимы для понимания патогенеза гемофилии и разработки и тестирования схем лечения и терапии. Нокаутирующая мышь фактора VIII (F8-KO) является широко используемой моделью для изучения гемофилии А 1,2. Эти мыши повторяют ключевые особенности заболевания и широко используются для разработки методов лечения, таких как рекомбинантные продукты FVIII 3,4,5 и стратегии генной терапии 6,7.

Существуют различные модели повреждения кровотечением для оценки фармакологических эффектов различных гемостатических соединений in vivo. Одной из таких моделей коагуляции является модель выживания при трансекции хвостовой вены у мышей 8,9,10,11,12,13,14, измеряющая способность гемофильных мышей переживать экссангинацию после трансекции хвоста. Этот метод был введен более четырех десятилетий назад15 и до сих пор используется 9,16,17. Тем не менее, модель использует выживание в качестве конечной точки и требует наблюдения за животными в течение периода до 24 часов, в течение которого животные находятся в сознании и, следовательно, могут испытывать боль и страдания.

Ранее были описаны модели кровотечения более короткой продолжительности и под полной анестезией, такие как модель хвостового зажима (также известная как кончик хвоста)8,18,19,20,21,22,23,24,25,26,27,28 . Тем не менее, для полной нормализации кровопотери после кровотечения эти модели требуют доз прокоагулянтных соединений (например, FVIII) намного выше, чем те, которые вводились клинически29. Другая модель повреждения под анестезией, метод кровотечения вены зафены, чувствительна к более низким дозам прокоагулянтных соединений30, но требует высокого уровня вмешательства экспериментатора, поскольку сгустки должны часто нарушаться (в отличие от 3 раз в представленной модели).

Стандартизация в отношении общего протокола тестирования новых соединений прокоагулянтов значительно облегчила бы сопоставление данных между лабораториями 31,32,33. В моделях TVT еще нет общего согласия по изученным конечным точкам (потеря крови 7,26, время кровотечения 9,34 и выживаемость35,36), а длина эксперимента варьируется между исследованиями13.

Нашей основной целью является описание и характеристика оптимизированной модели с высокой воспроизводимостью, возможностью изучения по требованию, а также профилактическим лечением, чувствительностью к фармакологическому вмешательству, эквивалентному модели выживания, но без использования смерти или околосмертности в качестве конечных точек. Чтобы уменьшить боль и дистресс, животные не должны быть в сознании во время кровотечения, и необходимо реализовать более этичную конечную точку37.

Модели хвостового зажима обычно проводятся в одном из двух вариантов, либо ампутируя кончик хвоста, например, ампутация 1-5 мм 18,19,20,21,23,24 или, в более тяжелом варианте, пересеченная при диаметре хвоста около 1-3 мм 8,22,25 . Это вызывает комбинированное артериовенозное кровотечение, так как боковые и дорсальные вены и вентральная артерия обычно разрываются, и в целом, чем больше ампутация, тем ниже чувствительность к прокоагулянтному соединению. Кроме того, поскольку кончик хвоста ампутируется, артериовенозное повреждение подвергается воздействию без каких-либо противоположных тканей; таким образом, по крайней мере в теории, он отличается от наиболее распространенных гемофильных кровотечений.

Как следует из названия, только вена повреждается в моделях трансекции хвостовой вены, таких как описано в этой статье, что приводит к исключительно венозному кровотечению. Поскольку сосуд не полностью разорван, травма, как ожидается, будет меньше, чем в моделях ампутации, а ткань вокруг разреза, к которой может прилипнуть сгусток, сохраняется. Кроме того, существует более низкое кровяное давление в вене, в отличие от артерии. Эти факторы способствуют повышению чувствительности относительно моделей ампутации, так что нормализация кровотечений может быть достигнута с помощью клинически значимых доз заместительной терапии, например, при rFVIII при гемофилии А, что полезно для оценки величины и длительности эффектов лечения прокоагулянтами 26,38,39.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все процедуры, описанные в этом протоколе, были одобрены Органом по защите животных в Novo Nordisk A/S и Датской инспекцией по экспериментам на животных, Министерством продовольствия, сельского хозяйства и рыболовства Дании. Оптимизированный 40-минутный метод включает анестезию и время дозирования в конструкции (рисунок 1). Для этой процедуры требуются гемофильные мыши обоих полов в возрасте 10-16 недель.

1. Подготовка к исследованию

  1. Приготовьте дозирующие растворы в правильных концентрациях.
  2. Запустите водяную баню и нагрейте до 37 °C. Заполните 15 мл центрифужных пробирок для забора крови физиологическим раствором (0,9% NaCl).
  3. Поместите солевые трубки объемом 15 мл в отверстия в нагретой опорной плите не менее чем за 15 минут до начала эксперимента.
  4. Идентифицируйте мышей и записывайте их вес. Избегайте обращения с мышами больше, чем необходимо, так как это может вызвать стресс и повлиять на исследование.
  5. Подготовьте рабочее место в вытяжном шкафу, прежде чем продолжить, чтобы все было в пределах досягаемости: салфетки, держатель хвоста, марля, шприцы, скальпели, секундомеры и бумага для записи кровотока.
  6. Поместите хвостовую метку и режущие блоки на нагревательную пластину – холодные блоки заставят вены сжиматься и тем самым повлияют на кровотечение.

2. Анестезия

  1. Проведите процедуру анестезии изофлурана внутри вытяжного капюшона.
  2. Установите газовый испаритель на первоначально 5% изофлурана в 30% O2/70% N2Oв анестезиологической камере с расходом 1 л/мин. Дайте достаточно времени для заполнения анестезиологической камеры (около 5 минут в зависимости от объема камеры и скорости потока газа). Обеспечьте быструю индукцию (менее одной минуты).
  3. Поместите мышей в анестезиологическую камеру до тех пор, пока они не потеряют сознание.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Это должно произойти в течение минуты или меньше, если камера достаточно заполнена.
  4. Обеспечить правильную анестезию за счет отсутствия болезненной реакции на педальный рефлекс (твердое защемление пальца ноги).
  5. Поместите мышей на нагревательную пластину, убедившись, что нос находится в носовом конусе.
  6. Уменьшите анестезию до поддерживающего уровня 2% изофлурана в 30% O2/70%N2Oи поместите пластиковую крышку над мышами, чтобы уменьшить потерю тепла. Нанесите подходящую глазную мазь, чтобы предотвратить сухость под наркозом.
  7. Отметьте хвост диаметром 2,5 мм с помощью блока хвостовой метки. Не загоняйте хвост в щель в блоке - он должен плотно прилегать (Дополнительный рисунок 1)
  8. Поместите хвост в солевой трубочке не менее чем на 5 минут, чтобы обеспечить теплую хвостовую вену, оптимальную для внутривенного (т.е.в.) дозирования.

3. Дозирование тестового раствора

  1. Поместите одну мышь в держатель хвоста с носом в анестезиологическую маску.
  2. Дозируйте животное с интересующим соединением (в данном случае rFVIII) и немедленно запустите секундомер (t = 0).
  3. Поместите мышь обратно на нагревательную пластину с хвостом в соляной трубке. Повторите процедуру с другими мышами.

4. Выполнение трансекции хвостовой вены

  1. Выполняют трансекцию хвостовой вены ровно через 5 мин после дозирования. Поместите хвост в режущий блок и поверните на 90°, чтобы обнажить вену (дополнительный рисунок 2).
  2. Выполните разрез на противоположной стороне/вене, откуда был дозирован тестовый раствор.
  3. Проведите лезвие скальпеля No 11 через щель режущего блока, удерживающего хвост, чтобы создать кровотечение. Сбросьте секундомер и сразу же верните хвост в солевой раствор.

5. Время наблюдения и задачи

  1. Наблюдать кровотечение и комментировать начало и остановку кровотечения в течение 40 мин; аннотируйте его на бумаге для обозначения кровотока.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эта визуальная оценка кровотечения может незначительно варьироваться из-за субъективности.
  2. Первичное кровотечение должно прекратиться в течение 3 мин после того, как сделан разрез. Если это не так, дисквалифицируйте мышь, усыпните и замените (неспособность остановить первичное кровотечение может указывать на слишком серьезную травму или отсутствие первичного гемостаза, как у мышей vWF KO).
  3. Если кровотечение не происходит через 10 мин, 20 мин и 30 мин после травмы, бросьте вызов порезу хвоста, как описано в шагах 4-5.
  4. Используйте марлевой тампон, смоченный в теплом физиологическом растворе из отдельной трубки, хранящейся на водяной бане. Поднимите хвост из соляного раствора и мягко протрите дважды мокрой марлей в дистальном направлении над хвостовым срезом.
  5. После каждого вызова немедленно снова погружайте хвост в соленую трубку.
  6. При t=40 мин остановите забор крови, удалив хвост из солевой трубки.

6. Забор крови

  1. Через t = 40 мин получают образцы крови из надглазничной вены.

7. Эвтаназия

  1. Усыпляют мышей путем вывиха шейки матки, все еще находясь под полным наркозом.

8. Обработка образцов

  1. Центрифугировать пробирки для забора крови объемом 15 мл физиологическим раствором при 4000 х г в течение 5 мин при комнатной температуре.
  2. Выбросьте супернатант из пробирок объемом 15 мл, повторно суспендируйте гранулу в 2-14 мл раствора лизирования эритроцитов (эритроцитов (эритроцитов), а затем разбавьте его до тех пор, пока он не достигнет светлого кофейного цвета.
  3. Обратите внимание на общий объем (объем крови + объем эритроцитов (эритроцитов( эритроцитов) раствора лизирования, добавленного с помощью градуировочных отметок на пробирке).
  4. Переложите 2 мл разведения в гемоглобиновую трубку и охладите ее до анализа гемоглобина.
  5. Определить кровопотерю путем измерения концентрации гемоглобина в физиологическом растворе. Измерьте поглощение при 550 нм на микропластинчатом считывателе (Таблица материалов).
  6. Преобразуют абсорбцию в нмоль-гемоглобин с помощью стандартной кривой, полученной из гемоглобина человека (Таблица материалов) и корректирующей для разведения раствором эритроцитариевого лизинга.

9. Статистический анализ

  1. Анализируйте данные с помощью соответствующего программного обеспечения. Здесь использовалось программное обеспечение GraphPad Prism. В ходе ряда исследований было обнаружено, что следующие статистические методы работают хорошо.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для анализа кровопотери, времени кровотечения, экспозиции, количества тромбоцитов и гематокрита; Был использован тест Брауна-Форсайта и Уэлча ANOVA (поскольку данные были непрерывными, но без дисперсионной однородности остатков), применяя тест Даннетта для корректировки на множественные сравнения. Тест Пирсона использовался для проверки корреляций между временем кровотечения, кровопотерей и дозами. Для определения значений ED50 к данным о кровотечениях и кровопотерях было установлено четырехпараметрическое уравнение обратного логарифма (дозы). Для анализа гендерного эффекта был использован двусторонний тест ANOVA, в котором применялась коррекция Бонферрони для корректировки на множественные сравнения. Уровень значимости был определен как P < 0,05. Данные отображаются как средства ± SEM.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Для оценки применимости оптимизированной модели было проведено исследование на мышах F8-KO (генетический фон C57BL), которым вводили коммерчески доступную заместительную терапию рекомбинантным фактором VIII (rFVIII); были протестированы четыре различные дозы: 1 МЕ/кг, 5 МЕ/кг, 10 МЕ/кг и 20 МЕ/кг. Кроме того, мы протестировали соответствующий транспортный (отрицательный) контроль на мышах F8-KO и группе дикого типа (WT), используя мышей C57BL в качестве положительной контрольной группы для оценки диапазона ответа в модел...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Этот оптимизированный метод трансекции хвостовой вены (TVT) имеет ряд преимуществ по сравнению с методом выживания TVT. Животные полностью обезболиваются в течение всего периода исследования, что облегчает работу с мышами и повышает самочувствие животных. Кроме того, в отличие от модели выживания TVT, ночное наблюдение не требуется, и эта оптимизированная модель предлагает возможность измерения кровопотери и наблюдения точного времени кровотечения в течение 40 минут. Кроме того, более длительные периоды кровотечения у со...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы являются или были сотрудниками и/или акционерами Novo Nordisk A/S на момент проведения этого исследования.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эстер Блум и Томас Найгаард признаны за поддержку в измерениях FVIII в плазме. Бо Альстед признан за рисование и обработку шаблона и резку блоков.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
#11 Лезвие скальпеляSwann-Morton503
15 мл центрифужные пробиркиGreiner Bio-One, Австрия188271
иглы 30 G, подключенные к 300 & микро; L прецизионные (инсулиновые) шприцы для дозированияBD Micro-Fine + U-100 инсулиновый шприц320830
AdvateTakeda, ЯпонияРекомбинантный фактор VIII заместительная терапия (rFVIII)
Спиртовые прокладки 70% этанолHartmann, Soft-Zellin999 979
CentrifugeOmnifuge 2.0 RS, Heraus Sepatech
Режущий шаблон (Нержавеющая сталь)Вы можете связаться с авторами для получения точных чертежейДополнительный рисунок 2: Характеристики размеров: 20 мм x 40 мм x 10 мм (Д x В x В). Паз: глубина 3 мм и ширина 3 мм; радиус 1,5 мм
Раствор для лизирования эритроцитов (RBC)Lysebio, ABX Диагностика906012
Марлевый
гематологический анализаторSysmexCT-2000iv
Нагревательная лампа на подставкеPhillipsIR250
Грелка с термостатомCMAмодель 150
Стандарты и контроль гемоглобина - 8,81 ммоль/л зависимый от партииHemoCue, калибраторHemoCue, Дания HemoCue, 707037Стандарты и элементы управления изготовлены из 2 разных стекол калибратора HemoCue. Значение определено в соответствии с Международным референсным методом определения гемоглобина (ИКСГН).
Изофторная анестезиологическая система в комплекте с трубками, масками и индукционным боксомSigma Delta Dameca
IsofluraneBaxter26675-46-7
Лупа с подсветкойEschenbach
Измерительный шаблон (Алюминий)Самостоятельно изготовленный, вы можете связаться с авторами для получения точных чертежейДополнительный рисунок 1: Характеристики размера: 20 мм x 40 мм x 10 мм (Д x В x В). Паз: глубина 2,5 мм и ширина 2,5 мм; радиус 1,25 мм
Микропипетки + наконечникиФотометр Finnpipette
MolecularDevices Corporation, CA, СШАSpectraMax 340
Программное обеспечение Prism GraphPad, Сан-Диего, Калифорния, СШАВерсия 9.0.1
Физиологический раствор 0,9% NaClFresenius Kabi, Швеция883264
Специальный маркерный блок хвоста для разрезахвоста TVT
Хвостовой держатель
Вакуумное всасывание жидкостиVacusafe comfort, IBS
Водяная баня и термостатTYP 3/8 Julabo
фотометр

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bi, L., et al. Targeted disruption of the mouse factor VIII gene produces a model of haemophilia A. Nature Genetics. 10 (1), 119-121 (1995).
  2. Bi, L., et al. Further characterization of factor VIII-deficient mice created by gene targeting: RNA and protein studies. Blood. 88 (9), 3446-3450 (1996).
  3. Stennicke, H. R., et al. A novel B-domain O-glycoPEGylated FVIII (N8-GP) demonstrates full efficacy and prolonged effect in hemophilic mice models. Blood. 121 (11), 2108-2116 (2013).
  4. Shapiro, A. D. Anti-hemophilic factor (recombinant), plasma/albumin-free method (octocog-alpha; ADVATE) in the management of hemophilia A. Vascular Health and Risk Management. 3 (5), 555-565 (2007).
  5. Recht, M., et al. Clinical evaluation of moroctocog alfa (AF-CC), a new generation of B-domain deleted recombinant factor VIII (BDDrFVIII) for treatment of haemophilia A: demonstration of safety, efficacy, and pharmacokinetic equivalence to full-length recombinant factor VIII. Haemophilia. 15 (4), 869-880 (2009).
  6. Miao, C. H., et al. CD4+FOXP3+ regulatory T cells confer long-term regulation of factor VIII-specific immune responses in plasmid-mediated gene therapy-treated hemophilia mice. Blood. 114 (19), 4034-4044 (2009).
  7. Milanov, P., et al. Engineered factor IX variants bypass FVIII and correct hemophilia A phenotype in mice. Blood. 119 (2), 602-611 (2012).
  8. Dumont, J. A., et al. Prolonged activity of a recombinant factor VIII-Fc fusion protein in hemophilia A mice and dogs. Blood. 119 (13), 3024-3030 (2012).
  9. Pan, J., et al. Enhanced efficacy of recombinant FVIII in noncovalent complex with PEGylated liposome in hemophilia A mice. Blood. 114 (13), 2802-2811 (2009).
  10. Liu, T., et al. Improved coagulation in bleeding disorders by Non-Anticoagulant Sulfated Polysaccharides (NASP). Journal of Thrombosis and Haemostasis. 95 (1), 68-76 (2006).
  11. Brooks, A. R., et al. Glycoengineered factor IX variants with improved pharmacokinetics and subcutaneous efficacy. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 11 (9), 1699-1706 (2013).
  12. Baru, M., et al. Factor VIII efficient and specific non-covalent binding to PEGylated liposomes enables prolongation of its circulation time and haemostatic efficacy. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 93 (6), 1061-1068 (2005).
  13. Molina, E. S., Fujita, A., Sogayar, M. C., Demasi, M. A. A quantitative and humane tail bleeding assay for efficacy evaluation of antihaemophilic factors in haemophilia A mice. Haemophilia. 20 (6), 392-398 (2014).
  14. Broze, G. J., Yin, Z. F., Lasky, N. A tail vein bleeding time model and delayed bleeding in hemophiliac mice. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 85 (4), 747-748 (2001).
  15. Dejana, E., Callioni, A., Quintana, A., de Gaetano, G. Bleeding time in laboratory animals. II - A comparison of different assay conditions in rats. Thrombosis Research. 15 (1-2), 191-197 (1979).
  16. Girard, T. J., Lasky, N. M., Grunz, K., Broze, G. J. Suppressing protein Z-dependent inhibition of factor Xa improves coagulation in hemophilia A. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 17 (1), 149-156 (2019).
  17. Zhang, J. P., et al. Curing hemophilia A by NHEJ-mediated ectopic F8 insertion in the mouse. Genome Biology. 20 (1), 276(2019).
  18. Sambrano, G. R., Weiss, E. J., Zheng, Y. W., Huang, W., Coughlin, S. R. Role of thrombin signalling in platelets in haemostasis and thrombosis. Nature. 413 (6851), 74-78 (2001).
  19. Tranholm, M., et al. Improved hemostasis with superactive analogs of factor VIIa in a mouse model of hemophilia A. Blood. 102 (10), 3615-3620 (2003).
  20. Mei, B., et al. Rational design of a fully active, long-acting PEGylated factor VIII for hemophilia A treatment. Blood. 116 (2), 270-279 (2010).
  21. Karpf, D. M., et al. Prolonged half-life of glycoPEGylated rFVIIa variants compared to native rFVIIa. Thrombosis Research. 128 (2), 191-195 (2011).
  22. Ivanciu, L., et al. A zymogen-like factor Xa variant corrects the coagulation defect in hemophilia. Nature Biotechnology. 29 (11), 1028-1033 (2011).
  23. Ostergaard, H., et al. Prolonged half-life and preserved enzymatic properties of factor IX selectively PEGylated on native N-glycans in the activation peptide. Blood. 118 (8), 2333-2341 (2011).
  24. Maroney, S. A., et al. Absence of hematopoietic tissue factor pathway inhibitor mitigates bleeding in mice with hemophilia. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (10), 3927-3931 (2012).
  25. Holmberg, H. L., Lauritzen, B., Tranholm, M., Ezban, M. Faster onset of effect and greater efficacy of NN1731 compared with rFVIIa, aPCC and FVIII in tail bleeding in hemophilic mice. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 7 (9), 1517-1522 (2009).
  26. Johansen, P. B., Tranholm, M., Haaning, J., Knudsen, T. Development of a tail vein transection bleeding model in fully anaesthetized haemophilia A mice - characterization of two novel FVIII molecules. Haemophilia. 22 (4), 625-631 (2016).
  27. Ferrière, S., et al. A hemophilia A mouse model for the in vivo assessment of emicizumab function. Blood. 136 (6), 740-748 (2020).
  28. Elm, T., et al. Pharmacokinetics and pharmacodynamics of a new recombinant FVIII (N8) in haemophilia A mice. Haemophilia. 18 (1), 139-145 (2012).
  29. Björkman, S. Prophylactic dosing of factor VIII and factor IX from a clinical pharmacokinetic perspective. Haemophilia. 9, Suppl 1 101-108 (2003).
  30. Pastoft, A. E., et al. A sensitive venous bleeding model in haemophilia A mice: effects of two recombinant FVIII products (N8 and Advate). Haemophilia. 18 (5), 782-788 (2012).
  31. Saito, M. S., et al. New approaches in tail-bleeding assay in mice: improving an important method for designing new anti-thrombotic agents. International Journal of Experimental Pathology. 97 (3), 285-292 (2016).
  32. Liu, Y., Jennings, N. L., Dart, A. M., Du, X. J. Standardizing a simpler, more sensitive and accurate tail bleeding assay in mice. World Journal of Experimental Medicine. 2 (2), 30-36 (2012).
  33. Greene, T. K., et al. Towards a standardization of the murine tail bleeding model. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 8 (12), 2820-2822 (2010).
  34. Cerullo, V., et al. Correction of murine hemophilia A and immunological differences of factor VIII variants delivered by helper-dependent adenoviral vectors. Molecular Therapy. 15 (12), 2080-2087 (2007).
  35. Shi, Q., et al. Factor VIII ectopically targeted to platelets is therapeutic in hemophilia A with high-titer inhibitory antibodies. Journal of Clinical Investigation. 116 (7), 1974-1982 (2006).
  36. Parker, E. T., Lollar, P. A quantitative measure of the efficacy of factor VIII in hemophilia A mice. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 89 (3), 480-485 (2003).
  37. Stokes, W. S. Reducing Unrelieved Pain and Distress in Laboratory Animals Using Humane Endpoints. ILAR Journal. 41 (2), 59-61 (2000).
  38. Stagaard, R., et al. Abrogating fibrinolysis does not improve bleeding or rFVIIa/rFVIII treatment in a non-mucosal venous injury model in haemophilic rodents. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 16 (7), 1369-1382 (2018).
  39. Stagaard, R., et al. Absence of functional compensation between coagulation factor VIII and plasminogen in double-knockout mice. Blood Advances. 2 (22), 3126-3136 (2018).
  40. Bolton-Maggs, P. H., Pasi, K. J. Haemophilias A and B. Lancet. 361 (9371), 1801-1809 (2003).
  41. Lloyd Jones, M., Wight, J., Paisley, S., Knight, C. Control of bleeding in patients with haemophilia A with inhibitors: a systematic review. Haemophilia. 9 (4), 464-520 (2003).
  42. Sixma, J. J., vanden Berg, A. The haemostatic plug in haemophilia A: a morphological study of haemostatic plug formation in bleeding time skin wounds of patients with severe haemophilia A. British Journal of Haematology. 58 (4), 741-753 (1984).
  43. Proulle, V., et al. Recombinant activated factor VII-induced correction of bleeding tendency in genetically engineered von Willebrand disease type 2B mice evaluated using new tail transection bleeding models. International Society on Thrombosis and Haemostasis Congress. , (2017).
  44. Rode, F., et al. Preclinical pharmacokinetics and biodistribution of subcutaneously administered glycoPEGylated recombinant factor VIII (N8-GP) and development of a human pharmacokinetic prediction model. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 16 (6), 1141-1152 (2018).
  45. Holmberg, H., et al. GlycoPEGylated rFVIIa (N7-GP) has a prolonged hemostatic effect in hemophilic mice compared with rFVIIa. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 9 (5), 1070-1072 (2011).
  46. Kawecki, C., et al. Posters Abstracts - Thrombin-mediated Activation of Factor VIII is Insufficient to Produce All Necessary Cofactor Activity in vivo. Research and Practice in Thrombosis and Haemostasis. 3, 1(2019).
  47. Johansen, P., et al. In vivo effect of recombinant FVIIA (NOVOSEVEN®) and RFIX in a refined tail vein transection bleeding model in mice with haemophilia A and B: PO147-MON. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 13, (2015).
  48. Enoksson, M., et al. Enhanced potency of recombinant factor VIIa with increased affinity to activated platelets. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 18 (1), 104-113 (2020).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

VIII

Похожие статьи