Этот протокол представляет собой новую хирургическую технику трансплантации почки мыши, ориентированную на модифицированную стратегию артериального анастомоза. Также представлена методика сосудистого шва, включающая простой и безопасный метод анастомоза мочеточника и мочевого пузыря. Эти модификации сокращают время операции и улучшают вероятность успеха процедуры трансплантации почки мыши.
Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.
Методическая статья
Модифицированная хирургическая техника для трансплантации почки у мышей
* These authors contributed equally
В этой статье
Краткое содержание
Аннотация
Трансплантация почки у мышей является сложной и сложной хирургической процедурой. Существует очень мало публикаций, демонстрирующих ключевые этапы этой операции. Поэтому данная статья знакомит с методикой и указывает на хирургические предостережения, связанные с данной операцией. Кроме того, демонстрируются важные изменения по сравнению с обычной процедурой. Во-первых, участок брюшной аорты разрезают и готовят таким образом, чтобы проксимальные бифуркации почечной артерии, включая мочеточниковую артерию, перерезались вместе с донорской почкой в блоке. Это снижает риск некроза мочеточника и позволяет избежать развития окклюзии мочевыводящих путей. Во-вторых, продемонстрирован новый метод сосудистого анастомоза, позволяющий оператору гибко увеличивать или уменьшать размер анастомоза после того, как уже начата реперфузия почечной трансплантации. Это позволяет избежать развития стриктур сосудов и внутрибрюшных кровотечений. В-третьих, показана методика, позволяющая провести анастомоз деликатного донорского мочеточника и мочевого пузыря-реципиента, не вызывающего травмы. Принятие этого протокола может сократить время операции и уменьшить повреждение мочевого пузыря реципиента, тем самым значительно увеличивая вероятность успеха операции для мышей-реципиентов.
Введение
С тех пор, как Саковиц и др. впервые разработали мышиные модели трансплантации почки в 1973 году1, она зарекомендовала себя как важный экспериментальный инструмент для изучения механизмов трансплантационного ишемического повреждения и аллоиммунного отторжения, а также для разработки новых методов лечения, направленных на продление выживаемости аллотрансплантата и, возможно, достижение иммунологической толерантности. Тем не менее, хирургическая техника оказалась сложной и очень требовательной, иногда имея такие осложнения, как сосудистые анастомотические стриктуры, приводящие к преренальной неиммунологической недостаточности почки2, постренальной недостаточности, вызванной ишемией и последующим некрозом трансплантированного мочеточника, стриктуры анастомоза трансплантированного мочеточника и / или мочевого пузыря реципиента, приводящего к нарушению оттока мочи. Все это причины, по которым трансплантация почек у мышей не получила дальнейшего развития и поэтому не получила широкого распространения. Создание эффективной и долгосрочной стабильной модели трансплантации почки мыши без осложнений сосудов и мочевыводящих путей по-прежнему имеет незаменимое значение для многих исследований в области трансплантации с акцентом на почечные иммуноопосредованные, но также инфекционные заболевания3. Кроме того, по сравнению с другими трансплантациями органов в мышиных моделях, таких как трансплантация легких, сердца и кишечника 4,5, модель трансплантации почки мыши дает шанс для изучения долгосрочной выживаемости даже в условиях большого несоответствия антигенов гистосовместимости 3,6. Также было показано, что в одних и тех же условиях комбинаций донор-реципиент различные трансплантации органов, таких как сердце или почки, характеризуются различной динамикой и началом отторжения аллотрансплантата3. Кроме того, с нефрологической точки зрения это более подходящая модель для изучения паренхиматозно-опосредованных иммунных регуляторных механизмов в контексте острых и хронических событий отторжения, чем простые эксперименты по пересадке кожи.
Основываясь на предыдущих отчетах о хирургической технике трансплантации почки у мышей 3,7,8,9, мы здесь демонстрируем следующие надежные улучшения, которые были успешно применены в течение последних 10 лет в нашей группе 10,11,12: Во-первых, мочеточниковая артерия безопасно сохраняется, поскольку почечная артерия резецируется в блоке. вместе с соответствующей частью брюшной аорты. Во-вторых, новая, простая и быстрая методика бессучкового сосудистого анастомоза, при которой окончательный стежок анастомоза не завязывается концом верхнего галстука, как традиционный подход, а остается свободным. Данная методика позволяет увеличить или уменьшить размеры анастомоза после реперфузии почек во избежание стриктуры сосудов и внутрибрюшного кровотечения. В-третьих, иглы шприца 21 г и 30 г использовались в качестве вспомогательного инструмента для прокола, чтобы имплантировать донорский мочеточник в стенку мочевого пузыря реципиента, уменьшая повреждение мочевого пузыря реципиента и облегчая образование стриктурного свободного анастомоза.
В этом отчете мы также сравнили традиционную, широко используемую методику с модифицированной, которая установлена в нашей лаборатории, и не обнаружили существенной разницы в степени почечной канальцевой атрофии и интерстициального фиброза ткани трансплантата почки. В предыдущих исследованиях мы дополнительно сравнивали результаты этой новой методики с обычным методом с точки зрения местного кровотечения, тромбоза, времени выполнения анастомоза сосудов и выживаемости. Мы обнаружили такие улучшения, как значительное снижение локальных тромбозных событий (1,1% против 6,6%), сокращение времени для процедуры анастомоза и высоковоспроизводимый сингенный трансплантат почек с долгосрочной выживаемостью (95% против 84% при классическом подходе)10.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Протокол
Все эксперименты на животных проводились в соответствии с руководящими принципами директивы 2010/63/EU Европейского парламента о защите животных, используемых в научных целях (Карточка этики животных: Министерство безопасности пищевых продуктов и лекарственных средств Нижней Саксонии, #33.9-42502-04-11/0492). Проводите процедуры с использованием стерильных хирургических инструментов и расходных материалов (автоклавных) и старайтесь держать операционную зону как можно более стерильной.
ПРИМЕЧАНИЕ: Самцы мышей C57BL/6J служили донорами и реципиентами (модель сингенной трансплантации), в то время как мыши Balb/c служили реципиентами аллотрансплантата почек (модель для изучения модели острого отторжения аллотрансплантата9). Мыши были в возрасте от 8 до 12 недель, весили ~ 25-30 г при трансплантации и содержались в стандартных условиях. Данные, представленные в этой рукописи, были получены четырьмя хирургами, имеющими опыт работы на мышах.
1. Подготовительные шаги
- Для хирургии используйте набор микроскопических инструментов, включая микроножниц, микрощипцы, держатель иглы, микрогемостатические зажимы и электрохирургическую ручку. Выполняйте швы с использованием нейлоновой мононити 7/0er, 10/0er или 4/0er.
- Для анестезии поместите мышь в коробку для вдыхания изофлурана (2%) примерно на 40-60 с, чтобы вызвать потерю сознания.
- Как только мышь будет обезболена, взвесьте мышь.
- В зависимости от веса мыши применяют внутрибрюшинную инъекцию кетамина (100 мг/кг) + ксилазина (10 мг/кг) + ацепромазина (2 мг/кг) для анестезии мыши13. Убедитесь, что мышь обезболена, наблюдая отсутствие реакции на защемление пальца ноги.
- Когда анестезия вступит в силу, обрежьте брюшной мех. Затем зафиксируйте мышь на операционном столе, свободно обездвижив конечности стерильной маскировочной лентой.
- Вылечите брюшную полость мыши после размещения мыши на операционном столе. Выполните дезинфекцию с помощью чередующегося скраба из повидона йодида (йодофора) и спирта, три раза (используйте концентрический рисунок, начните скраб в середине живота и двигайтесь наружу), а затем правильно задрапируйте мышь с помощью фенестрированного хирургического полотенца.
- Наносите глазную мазь и сохраняйте стерильность на протяжении всей процедуры.
ПРИМЕЧАНИЕ: Антибиотики не рекомендуются на протяжении всей процедуры, так как эти вещества могут влиять на иммунологические реакции.
2. Процедура работы донора
- Используйте ножницы, чтобы разрезать кожу и выполнить поперечный разрез брюшной полости около 3-4 см. Разрезать мышцы брюшной стенки. Накройте крышкой и осторожно отведите внутренние органы солевой впитанной марлей.
- Используйте ватный тампон, чтобы аккуратно удалить кишечник, желудок и селезенку с правой стороны (с точки зрения мыши), накрыть и осторожно отвести внутренние органы солевой впитанной марлей.
- Используйте микрощипцы для обнажения левой почки, аорты и нижней полой вены (IVC).
- Используйте электрохирургический карандаш для тщательного прижигания левых поясничных вен, включая их нижележащие ветви и другие мелкие сосуды вместе с левым сосудом надпочечников.
- Используйте микроножницы и щипцы, чтобы рассечь левый мочеточник и осторожно мобилизовать его из окружающих тканей. Очистите срежьте его близко к мочевому пузырю. Мобилизовать область аорты между левой и правой почечными артериями длиной около 2 мм.
- Используйте микрощипцы, чтобы отделить инфраренальную нижнюю полую вену (IVC) и аорту, а затем используйте изогнутые щипцы, чтобы пройти под аорту, чтобы поместить свободный галстук из 7-0 шелкового шва вокруг этого сосуда.
- Перекрестный зажим области аорты ниже правой почечной артерии и нижней полой вены (IVC) с помощью двух 5 мм микрососудистых зажимов.
- Трансекция левой почечной вены из полой вены.
- Используйте шприц для промывки аорты 1 мл солевого раствора гепарина (60 Ед/мл).
- Используйте микрощипы для подтяжки лигатуры, нанесенной на шаге 2.5. Затем срежьте аорту ниже лигатуры, а также ниже проксимального зажима. При этом проксимальные бифуркации почечной артерии (обратите внимание, что артериальное отверстие необходимо аккуратно перерезать, иначе это повлияет на анастомоз) и мочеточниковой артерии включаются и трансецируются в блок. Готовьтесь тщательно, чтобы нежная мочеточниковая артерия полностью сохранилась.
- Используйте электрохирургический карандаш и щипцы, чтобы полностью освободить левую почку и связанные с ней сосуды, осторожно прижигая все сосуды, окружающие ткани. Удалить почку и хранить в физиологическом растворе при 4 °C.
- Усыпить обезболенную донорскую мышь путем обезглавливания.
3. Порядок работы получателя
- Выполните начальные хирургические этапы (включая анестезию и стерилизацию, см. шаги с 1.1 по 1.7), как описано для мыши-донора.
- Используйте ножницы, чтобы открыть живот через срединный разрез (около 2,5 см в длину), а затем накройте органы брюшной полости влажной марлей с помощью физиологического раствора.
- Тщательно сохраняйте инфраренальную аорту и нижнюю полую вену (IVC) и убедитесь, что каждая крупная сосудистая ветвь прижигается. Используйте электрическое прижигание, чтобы тщательно рассечь левый мочеточник в положении, близком к тазу почек. Затем удалить левую почку.
- Используйте микрощипцы и ватные палочки, чтобы обнажить брюшную аорту и нижнюю полую вену и отделить их от окружающей жировой ткани (примерно более 4 мм в длину).
- Используйте два микрососудистых зажима и расположите их проксимально и дистально как на нижней полой вене, так и на брюшной аорте одновременно.
- Используйте держатель микроиглы для направления 10/0 мононити (изготовленной из синтетического волокна с гладкой поверхностью) шовной иглы, которая помещается через стенку аорты проксимальным и дистальным образом.
- Добейтесь эллиптической артериотомии примерно 1 мм с мягким вытяжением шва вверх, при этом разрезая непосредственно нижнюю часть иглы тонкими, изогнутыми ножницами.
- Используйте микроножницы, чтобы разрезать нижнюю полую вену (IVC) продольно с достаточной длиной примерно 1,5 мм. Расположите этот разрез немного ниже его аортального аналога.
- Выполняйте донорский и реципиентный анастомоз аорты сквозным способом. Поместите донорскую почку на правую сторону нижней полой вены реципиента, выравнивая манжету брюшной аорты донора с анастомозом брюшной аорты реципиента.
- Используйте держатель микроиглы и два отдельных шва 10-0, чтобы сшить проксимальный и дистальный концы анастомоза.
- После завязывания оставьте два длинных шва, включая иглу, на месте. Пришивают левую сторону стенки аорты к анастомозу непрерывно двумя равномерно расположенными швами в дистально-проксимальном направлении.
- После последнего шва направьте шов через частичную толщину стенки сосуда над верхним шовным стяжкой.
- Используйте микрощипцы, чтобы одновременно оказывать мягкое сцепление с коротким концом нижнего шовного галстука.
ПРИМЕЧАНИЕ: В этой новой технике без узлов последний стежок не привязан к короткому концу верхнего галстука. - Используйте микрощипцы, чтобы перевернуть пересаженную почку в нормальное положение. Теперь непрерывно пришивают правую стенку аортального анастомоза с помощью трех швов в проксимальном и дистальном порядке.
ПРИМЕЧАНИЕ: По сравнению с обычной хирургической техникой 7,8 последний шов сливается с дистальным галстуком поблизости. Не привязывайте его к концу нижнего шва, обрежьте его, чтобы вместо этого осталась свободная длина 2-3 мм. - Выполните венозный анастомоз, используя ту же процедуру наложения швов, что и ранее описанная, с той разницей, что для каждой стороны анастомоза необходимо четыре-пять швов. Конечный стежок оставляется свободным концом аналогичной длины, похожим на аортальный анастомоз, описанный выше.
- После завершения обоих анастомозов используйте сухой тампон, чтобы оказывать мягкое давление на ушиваемую область в течение примерно 10-20 с.
- Используйте зажимные аппликаторные щипцы, чтобы снять оба зажима, сначала нижний, затем верхний. Промыть брюшную полость 0,9% хлоридом натрия при температуре 38,0 °C.
- Наблюдают за реперфузией пересаженной почки.
4. Имплантация мочеточника
- Используйте держатель микроиглы для проникновения через мочевой пузырь реципиента швом 10/0 (прямая игла) и вставьте его в просвет иглы 21 г для руководства (см. Дополнительный рисунок 1a).
- Теперь направьте иглу весом 21 г, чтобы сшить отверстие в месте предыдущего применения иглы (дополнительный рисунок 1b).
- Вытащите иглу весом 21 г (дополнительный рисунок 1c).
- Используйте держатель микроиглы и шов 10/0, чтобы сшить (без галстука) обрезанный конец мочеточника и снова перфорировать мочевой пузырь этим швом 10/0 в месте его входа (дополнительный рисунок 1d).
- Используйте держатель микроиглы для буксировки нити 10/0 и мочеточника в мочевой пузырь через построенное отверстие (дополнительный рисунок 1e).
- Используйте держатель микроиглы и еще один шов 10/0, чтобы анастомозировать мочеточник донора к мочевому пузырю реципиента. Здесь соединяют наружную мембрану мочеточника с наружной мембраной стенки мочевого пузыря, и выполняют прерывистые швы с 3 – 4 швами. Наконец, вытащите тяговый шов (дополнительный рисунок 1f).
- Используйте щипцы, чтобы поместить кишечник обратно в брюшную полость. Выполните двухслойные швы (сначала мышцы живота, а затем кожу), чтобы закрыть брюшную рану с помощью нити 4/0.
- Поместите пересаженных мышей в кислородную и температурную камеру для восстановления после операции.
- Для послеоперационного обезболивания непосредственно вводят Метамизол 200 мг/кг per os после операции.
Через четыре и 16 ч после операции дают Метамизол 200 мг/кг на ос плюс Карпрофен (5 мг/кг) с.к. При дальнейшем наблюдении применяют карпрофен (5 мг/кг) s.c. к пересаженным мышам каждые 24 часа в течение трех последовательных дней после операции13. При наличии признаков недостаточного обезболивания бупренорфин дополнительно назначают 0,05 мг/кг каждые 8 ч. ст.
5. Контралатеральная нефрэктомия и жертвоприношение мыши-реципиента
ПРИМЕЧАНИЕ: Выполните контралатеральную нефрэктомию мыши-реципиента через 5 дней после трансплантации.
- Выполняют контралатеральную нефрэктомию пересаженной мыши через 5 дней после трансплантации под наркозом. Обрезать и перерезать аутологичные правые почечные артерии и вены реципиента, удалить правую почку и закрыть брюшную полость. Послеоперационный уход и обезболивание такие же, как описано выше (см. шаг 4.7).
- Поднимите и запишите состояние мыши. Обеспечьте пересаженной мыши послеоперационную анальгезию, питание и водоснабжение.
- Через четыре недели после трансплантации принесите в жертву половину пересаженных мышей и выполните окрашивание H&E для пересадки почки.
- Через 12 недель после трансплантации принесите в жертву оставшихся мышей и выполните окрашивание Массоном Голдом этих пересадок почки.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Результаты
Через четыре недели после трансплантации как модифицированный метод, так и обычный метод показали умеренные признаки почечной канальцевой атрофии14,15 по сравнению с нативным реципиентом контралатеральных почек (рисунок 1). Степень атрофии почечных канальцев не продемонстрировала существенной разницы между двумя различными методами. Трихромное окрашивание Массона Голднера14,15 почек через
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Обсуждение
В то время как модель трансплантации кожи у мышей проста и легка в выполнении для изучения событий аллоиммунного отторжения, хирургические методы более конкретного исследования воспалительных изменений, связанных с аллоиммуном, после сердца16 и трансплантации почки10 , оказались сложными и очень требовательными. С точки зрения трансплантолога, создание эффективной и долгосрочной стабильной модели трансплантации почек мышей по-прежнему имеет незаменимое значение для многих ф...
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Благодарности
Мы благодарим команду доктора Тяньтянь Бай за помощь с голосом за кадром, мисс Миань Пао за ее помощь в медицинской иллюстрации. Эта работа была частично поддержана Немецким исследовательским фондом (DFG) для содействия международному сотрудничеству (HO2581/4-1 to AH) и Национальным научным фондом Китая (NSFC; #81760291 fJ).
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Материалы
| Имя | Компания | Каталожный номер | Комментарии |
|---|---|---|---|
| 30G-иглы | Braun | 456300-ацепромазин | |
| CP Pharma | Tranquisol | ||
| P-Bepanthen глазная мазь | Haus-Apotheke | PZN | 01578675-Bonn |
| Micro Щипцы | FST | 11083-07-Коробка | |
| для изоляции и подачи кислорода аппарат | RUSKINN | INVIV-C57BL | |
| /6J мышам | Река Чарльз. Германия | нет каталожного | |
| номера-Carprofen | Zoetis | Rimadyl 50 мг/ | |
| 26G | TERUMO | Surflo-W-Clip | |
| Applicator Щипцы Style | FST | 18057-14-Изогнутые | |
| щипцы | WPI | 14114-G-Cutasept | |
| дезинфекция кожи | VWR | BODL980365 | - |
| Дегидратор | DIAPATH | Donatello-электрохирургическая | |
| ручка | Bovie | CHANGE-A-TIP-Embedding | |
| machine | Wuhan Junjie Electronics Co., Ltd | JB-P5-этанол | |
| Sinopharm Group Chemical Reagent Co. Ltd | |||
| 100092683-замороженная платформа | Wuhan Junjie Electronics Co., Ltd | JB-L5-марлевые | |
| салфетки, ватные палочки | Lohmann-Rauscher | 13353-Стеклянная | |
| горка | Servicebio | G6004-HE | |
| набор раствора красителя | Servicebio | G1003-Нагревательный | |
| коврик | THERMO MAT PRO 30W | HTP-30-гемостатическая | |
| губка | CuraSpon | J1276A-гепарин-раствор | |
| Haus-Apotheke | PZN 03029820 | - | |
| Коробка для льда | ПЭТЦ | Нет Номер по каталогу-Система | |
| визуализации | Nikon | Nikon DS-U3-Аппарат | |
| ингаляционной анестезии | GROPPLER | BKGM 0616-изофлуран | |
| CP Pharma | Isofluran CP 1 мл/мл-кетамин | ||
| Zoetis | нет каталога номер - | ||
| набор | растворов красителя MassonServicebio | G1006-метамизол | |
| WDT | no каталог нумер-Микроножницы | ||
| FST | 15000-00,15000-10-Micro | ||
| Serrefine ( Зажим ) Угловой / 16 мм | FST | 18055-06-Микроскоп | |
| Leica | |||
| LEICAMZ6-Микроскоп светлый | SCHOTT | ||
| KL2500LED-Нейтральная резинка | SCRC | 10004160-печь | |
| Tianjin Laibo Rui Instrument Equipment Co., Ltd | GFL-230-Патологоанатомический | ||
| слайсер | Shanghai Leica Instrument Co., Ltd | RM2016-Солевой | |
| раствор (NaCl 0.9 %) | Haus-Apotheke | PZN | 06178437-ножницы |
| Peha Tools | 991083/ | ||
| 4-Slides | Servicebio | - | |
| маленькая чашка Петри | Sarstedt | 8,33,900-прямые | |
| щипцы | WPI | 14113-G-хирургическая | |
| лента | BSN | 4120-Шовные | |
| щипцы для связывания - 10 см | FST | 18025-10-Шовные | |
| нити(10-0) | Medtronic | N2540-Шовные | |
| материалы(4-0) | ETHILON | V4940H | - T |
| Шовные материалы(7-0) | ETHILON | 1647H-Шприц | |
| (0,3 мл) | BD | ||
| 324826-Шприц (1 мл) | BD | ||
| 320801-Разбрасыватель тканей | Zhejiang Kehua Instrument Co., Ltd | KD-P-Вертикальный | |
| оптический микроскоп | Nikon | Eclipse E100-ксилазин | |
| Bayer | Rompun | - | |
| Xylene | Sinopharm Group Chemical Reagent Co. Ltd | 10023418 | - |
Ссылки
- Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity. Transplantation Proceedings. 5 (1), 721-725 (1973).
- Jiang, K., et al. Noninvasive assessment of renal fibrosis with magnetization transfer MR imaging: Validation and evaluation in murine renal artery stenosis. Radiology. 283 (1), 77-86 (2017).
- Tse, G. H., et al. Mouse kidney transplantation: Models of allograft rejection. Journal of Visualized Experiments. (92), e52163(2014).
- Okazaki, M., et al. et al.Costimulatory blockade-mediated lung allograft acceptance is abrogated by overexpression of Bcl-2 in the recipient. Transplantation Proceedings. 41 (1), 385-387 (2009).
- Chuck, N. C., et al. et al.Ultra-short echo-time magnetic resonance imaging distinguishes ischemia/reperfusion injury from acute rejection in a mouse lung transplantation model. Transplant International. 29 (1), 108-118 (2016).
- Zhang, Z., et al. Pattern of liver, kidney, heart, and intestine allograft rejection in different mouse strain combinations. Transplantation. 62 (9), 1267-1272 (1996).
- Wang, J., Hockenheimer, S., Bickerstaff, A. A., Hadley, G. A. Murine renal transplantation procedure. Journal of Visualized Experiments. (29), e1150(2009).
- Plenter, R., Jain, S., Ruller, C. M., Nydam, T. L., Jani, A. H. Murine kidney transplant technique. Journal of Visualized Experiments. (104), e52848(2015).
- Plenter, R. J., Jain, S., Nydam, T. L., Jani, A. H. Revised arterial anastomosis for improving murine kidney transplant outcomes. Journal of Investigative Surgery. 28 (4), 208-214 (2015).
- Rong, S., Lewis, A. G., Kunter, U., Haller, H., Gueler, F. A knotless technique for kidney transplantation in the mouse. Journal of Transplantation. , 127215(2012).
- Kreimann, K., et al. Ischemia reperfusion injury triggers CXCL13 release and B-cell recruitment after allogenic kidney transplantation. Frontiers in Immunology. 11, 1204(2020).
- Schmidbauer, M., et al. Diffusion-Weighted imaging and mapping of T1 and T2 relaxation time for evaluation of chronic renal allograft rejection in a translational mouse model. Journal of Clinical Medicine. 10 (19), 4318(2021).
- Wu, K., et al. Novel technique for blood circuit reconstruction in mouse heart transplantation model. Microsurgery. 26, 594-598 (2006).
- Haas, M. Chronic allograft nephropathy or interstitial fibrosis and tubular atrophy: what is in a name. Current Opinion in Nephrology and Hypertension. 23 (3), 245-250 (2014).
- Dang, Z., MacKinnon, A., Marson, L. P., Sethi, T. Tubular atrophy and interstitial fibrosis after renal transplantation is dependent on galectin-3. Transplantation. 93 (5), 477-484 (2012).
- Yin, D., et al. Blood circuit reconstruction in an abdominal mouse heart transplantation model. Journal of Visualized Experiments. (172), e62007(2021).
- Zhang, Z., et al. Improved techniques for kidney transplantation in mice. Microsurgery. 16 (2), 103-109 (1995).
- Mannon, R. B., et al. Chronic rejection of mouse kidney allografts. Kidney International. 55 (5), 1935-1944 (1999).
- Coffman, T., et al. Improved renal function in mouse kidney allografts lacking MHC class I antigens. Journal of Immunology. 151 (1), 425-435 (1993).
- Martins, P. N. Learning curve, surgical results and operative complications for kidney transplantation in mice. Microsurgery. 26 (8), 590-593 (2006).
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Перепечатки и разрешения
Теги
