Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Изготовление микрогелей хитозана-генипина с контролируемым размером и без эмульсий для тканевой инженерии

3.7K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/63857

⸱

13 апреля 2022 г.

 ,  ,  , 
1Department of Chemical and Biological Engineering, Colorado School of Mines, 2Department of Orthopedics, University of Colorado Anschutz Medical Campus

В этой статье

Краткое содержание

Настоящий протокол описывает неэмульсионный способ изготовления микрогелей хитозана-генипина. Размер этих микрогелей можно точно контролировать, и они могут отображать pH-зависимый отек, разлагаться in vivo и загружаться терапевтическими молекулами, которые высвобождаются со временем устойчивым образом, что делает их очень актуальными для приложений тканевой инженерии.

Аннотация

Микрогели хитозана представляют значительный интерес в тканевой инженерии из-за их широкого спектра применения, низкой стоимости и иммуногенности. Тем не менее, микрогели хитозана обычно изготавливаются с использованием методов эмульсии, которые требуют органических растворителей, которые токсичны и вредны для окружающей среды. В настоящем протоколе представлен быстрый, нецитотоксичный, неэмульсионный способ изготовления хитозан-генипиновых микрогелей без необходимости использования органических растворителей. Микрогели, описанные в настоящем описании, могут быть изготовлены с точным контролем размера. Они демонстрируют устойчивое высвобождение биомолекул, что делает их очень актуальными для тканевой инженерии, биоматериалов и регенеративной медицины. Хитозан сшивается с генипином с образованием гидрогелевой сети, а затем пропускается через шприцевой фильтр для получения микрогелей. Микрогели могут быть отфильтрованы для создания диапазона размеров, и они показывают pH-зависимый отек и ухудшаются с течением времени ферментативно. Эти микрогели были использованы в модели повреждения пластин роста крыс и, как было продемонстрировано, способствуют увеличению восстановления хрящевой ткани и показывают полную деградацию через 28 дней in vivo. Благодаря своей низкой стоимости, высокому удобству и простоте изготовления с цитосовместимыми материалами, эти микрогели хитозана представляют собой захватывающую и уникальную технологию в тканевой инженерии.

Введение

Пластина роста, также известная как физис, представляет собой структуру хряща, расположенную на конце длинных костей, которая опосредует рост у детей. Если пластина роста повреждается, может образоваться восстанавливающая ткань, известная как «костный стержень», которая прерывает нормальный рост и может вызвать дефекты роста или угловые деформации. Эпидемиологические данные показали, что 15%-30% всех детских травм скелета связаны с пластиной роста. Образование костного стержня происходит в 30% этих травм, что делает травмы пластин роста и связанное с ними лечение значительным клиническим проявлением проблемы 1,2,3,4. Когда происходит образование костного стержня, наиболее распространенный способ лечения включает резекцию костного стержня и введение интерпозиционного материала, такого как кремний или жироваяткань 5. Тем не менее, пациенты, которые подвергаются резекции костной полосы, часто имеют плохой прогноз для полного выздоровления, так как в настоящее время нет лечения, которое может полностью восстановить поврежденную пластину роста 6,7,8. В свете этих недостатков существует острая необходимость в эффективных стратегиях лечения повреждений пластин роста, как в предотвращении образования костного стержня, так и в регенерации здоровой физарной хрящевой ткани.

Микрочастицы гидрогеля, или микрогели, недавно приобрели интерес в качестве инъекционных каркасов, которые могут обеспечить устойчивое высвобождение терапевтических средств9. Благодаря своей высокой настраиваемости и биосовместимости, микрогели также хорошо подходят для биоактивного фактора или инкапсуляции клеток. Микрогели могут быть изготовлены из различных материалов, начиная от синтетических полимеров, таких как полиэтиленгликоль (ПЭГ), до природных полимеров, таких как альгинат или хитозан 10,11,12. Было показано, что хитозан оказывает несколько полезных эффектов на тканевую инженерию, таких как его способность дестабилизировать внешнюю мембрану грамотрицательных бактерий, тем самым предлагая присущую антимикробную активность1 3,14. Кроме того, хитозан является экономически эффективным, интерактивным в клетках и легко модифицируется с использованием его аминосодержащей структуры. Микрогели на основе хитозана обещают стратегию биоматериала для доставки лекарств и передачи сигналов материала, которые могут способствовать регенерации тканей, предотвращая бактериальную инфекцию. Тем не менее, микрогели хитозана часто изготавливаются с помощью широкого спектра методов, которые требуют специального оборудования, методов эмульсии или цитотоксических растворителей. Например, в некоторых исследованиях были изготовлены микрогели хитозана методами на основе эмульсии, но эти протоколы требуют полосканий растворителями и цитотоксических сшивающих веществ, что потенциально сводит на нет их трансляцию в клинические условия15,16. В других исследованиях использовались микрофлюидикические или электрораспылительные подходы для изготовления микрогелей хитозана, которые требуют специального оборудования, подготовки и обучения17,18. Микрогели хитозана также обычно изготавливаются с по каплевидным процессом сшивания в раствор хитозана; однако этот способ сильно зависит от вязкости раствора, концентрации полимера и скорости потока, что затрудняет контроль размера и дисперсии микрогелей19,20. И наоборот, способ изготовления микрогелей, описанный в настоящем описании, не требует специального оборудования или растворителей, что делает эти микрогели жизнеспособными для изготовления практически в любой лаборатории или условиях. Таким образом, эти микрогели представляют собой очень важные биоматериалы для быстрого, экономически эффективного и простого в производстве средства доставки лекарств для многих применений.

Модулируя состав микрогеля и характеристики материала, исследователи могут получить точный контроль над клеточной микросредой, тем самым направляя поведение клеток в зависимости от материала. Микрогели могут быть использованы сами по себе или в сочетании с объемными системами биоматериала для придания специфических функциональных возможностей, таких как расширенное высвобождение биологически активных факторов или точная специальная передача сигналов для нативных или экзогенных клеток. Биоматериалы и микрогели стали привлекательными способами лечения травм пластин роста. Значительные усилия были направлены на разработку биоматериалов на основе альгинатов и хитозана для лечения повреждений пластин роста 21,22,23,24,25. Из-за динамического временного характера окостенения пластин роста и удлинения кости механизм образования костного стержня до конца не изучен. Поэтому было разработано несколько моделей на животных, чтобы лучше прояснить механизмы эндохондрального окостенения и образования костного стержня, например, у крыс, кроликов и овец 26,27,28. Одной из таких моделей является модель повреждения пластины роста крыс, которая использует дефект отверстия в голени крысы для получения костного стержня предсказуемым и воспроизводимым образом и имитирует травмы человека во всех трех зонах пластины роста29,30. Несколько основанных на биоматериале стратегий лечения повреждений пластин роста были протестированы с использованием этой модели. Кроме того, были разработаны два различных метода изготовления микрогелей хитозана, которые могут быть использованы в качестве инъекционной системы биоматериала, которая высвобождает терапевтические средства устойчивым образом10,31. Эти микрогели были использованы в модели повреждения физей крыс, и они показали улучшенную регенерацию хряща31 при высвобождении SDF-1a и TGF-b3. Методы, представленные в этом протоколе, описывают методы, разработанные для изготовления этих микрогелей хитозана, которые затем могут быть использованы в широком спектре приложений тканевой инженерии. Например, в недавних исследованиях использовались термо- или пурпурно-чувствительные микрогели хитозана для контролируемых онкологических применений доставки лекарств32,33.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все процедуры для животных были одобрены Комитетом по уходу и использованию животных Университета Колорадо в Денвере. Для настоящего исследования использовались 6-недельные самцы крыс Sprague-Dawley. Модель повреждения пластины роста крыс была создана после ранее опубликованного отчета30.

1. Получение полимера хитозана

  1. Получают очищенный и лиофилизированный низкомолекулярный (НМВ) хитозан из коммерчески доступных источников (см. Таблицу материалов).
  2. Добавьте 495 мл двойной дистиллированной воды (ddH2O) и перемешивание в стакан объемом 1 л. Добавить 5 г хитозана (шаг 1.1.) и хорошо перемешать.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Хитозан только умеренно растворим в водном растворе при физиологическом рН, поэтому хитозан не будет легко растворяться на этом этапе.
  3. Добавьте 5 мл ледниковой уксусной кислоты в вышеприготовленный раствор хитозана.
  4. Перемешивайте при 300 оборотах в минуту в течение 18 ч, а стакан устанавливают на водяной бане при температуре 50 °C.
  5. Используя колбу и воронку Бюхнера, фильтруйте раствор хитозана через уменьшение размеров фильтровальной бумаги: 22 мкм, 8 мкм и 2,7 мкм (см. Таблицу материалов).
  6. Добавляют фильтрованный раствор хитозана в целлюлозные диализные трубки (см. Таблицу материалов) и дают диализировать в ddH2Oпри комнатной температуре в течение 4 дней, изменяя ddH2Oкаждый день.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте сверхчистую воду ddH2O для последнего изменения.
  7. Переложите диализированный раствор хитозана на стакан и отрегулируйте рН до 8,0 с помощью 1 М NaOH.
  8. Аликвотирование хитозана в центрифужные трубки и центрифугу при 4000 х г в течение 5 мин при комнатной температуре.
  9. Декантируйте супернатант в поток отходов и повторно суспендируйте хитозан в ddH2O, повторяя 2x.
  10. Заморозьте, а затем лиофилизируйте гранулу хитозана.
    1. Каждый день удаляйте лиофилизированный продукт и записывайте массу.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Когда масса лиофилизированного продукта больше не изменяется, продукт полностью высушивается и может храниться при -20 °C до готовности к использованию.

2. Изготовление гидрогеля хитозана

  1. Добавьте 2 мл 6% уксусной кислоты и 120 мг очищенного хитозана (этап 1) к шприцу Luer-lock объемом 10 мл с образованием 6% мас./в раствора хитозана.
  2. Подключите шприц Luer-lock к другому идентичному шприцу с помощью разъема Luer-lock женского пола и смешивайте раствор вперед и назад в течение 30 с или до тех пор, пока хитозан полностью не растворится в уксусной кислоте.
  3. Перед сшиванием добавьте любое терапевтическое или биологически активное средство в раствор хитозана (при необходимости). Для настоящего исследования в микрогели было добавлено 200 нг SDF-1a и TGF-b3 (см. Таблицу материалов).
    ПРИМЕЧАНИЕ: SDF-1a и TGF-b3 являются биологически активными агентами, имеющими отношение к регенерации тканей пластинки роста. SDF-1a способствует миграции мезенхимальных стволовых клеток к месту дефекта, а TGF-b3 служит хондрогенным фактором, индуцирующим дифференцировку этих стволовых клеток по хондрогенной линии31.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Снова смешайте хитозан между шприцами, чтобы полностью включить терапевтическое средство.
  4. Готовят 100 мМ запасного сшивающего раствора генипина (см. Таблицу материалов) в 100% этаноле.
  5. Добавьте 100 мкл приготовленного раствора генипина (этап 2.4.) к шприцу, содержащему хитозан, и снова перемешайте между шприцами в течение 30 с.
  6. Выдавить смесь из шприца на чашку Петри 35 мм, накрыть парафиновой пленкой и инкубировать при 37 °C в течение ночи во увлажненной атмосфере.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Раствор станет темно-синим, что указывает на то, что произошла реакция сшивания между хитозаном и генипином, что привело к образованию микрогеля хитозана.
  7. Процедите приготовленный микрогель хитозана, выполнив следующие действия.
    1. Аккуратно разбейте гидрогель на более мелкие кусочки с помощью шпателя.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Кусочки должны быть достаточно маленькими, чтобы их можно было перенести на заднюю часть шприца объемом 10 мл, ~1-2 см в диаметре.
    2. Поместите фильтр нужного размера сетки в заднюю часть чистого шприца объемом 10 мл.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Типичный диапазон размеров микрогелей составляет от 50 до 200 мкм.
    3. Переложите сломанные кусочки геля в шприц, оснащенный фильтром, и добавьте 6 мл ddH2O.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Хитозановый гель будет значительно набухать в водной среде, поэтому ожидается большое изменение объема геля.
    4. Подключите шприц через разъем Luer-lock к другому чистому шприцу объемом 10 мл.
    5. Направьте смесь гель + вода через шприц с фильтром для создания микрогелей с заданным максимальным диаметром.
      1. После первой фильтрации откройте заднюю часть шприца, содержащего фильтр, и выдавите смесь обратно в этот шприц.
      2. Замените заднюю часть шприца и снова протолкните смесь через фильтр.
      3. Повторите фильтрацию 5-6 раз или до тех пор, пока через фильтр не появится небольшое сопротивление.
  8. Промыть и очистить фильтрованные микрогели.
    1. Переложите отфильтрованную гелевую смесь в коническую трубку объемом 50 мл, доведите общий объем до 20 мл с ddH2O, а затем вихрь смеси для обеспечения однородной дисперсии.
    2. Центрифугируют микрогели при 100 х г в течение 5 мин при комнатной температуре и декантируют верхнюю водную фазу.
    3. Повторно суспендируют микрогели в 10 мл 70% этанола, вихря и помещают под ультрафиолетовый свет на 1 ч для стерилизации.
    4. Центрифугировать микрогели при 1000 х г в течение 5 мин при комнатной температуре, выбросить этанол и промыть 3 раза с ddH2O.

3. Приготовление микрогелей для применения in vitro или in vivo

ПРИМЕЧАНИЕ: Для настоящего исследования регенерация хряща при повреждениях пластин роста была изучена на модели крысы. Более подробную информацию см. в ссылке31.

  1. Повторно суспендировать микрогелевые гранулы 1:1 в ddH2O. Микрогели могут храниться до 1 месяца суспендированными в ddH2Oпри 4 °C. Если используется биологически активный агент, микрогели должны быть использованы немедленно.
  2. Создайте место травмы у животного в соответствии с ранее опубликованным отчетом30.
  3. Промыть место повреждения физиологическим раствором и либо оставить животное без лечения (для контрольного исследования), либо ввести только микрогели хитозана или микрогели, загруженные биологически активными агентами (шаг 3.2.).
  4. Закройте рану у животного и введите послеоперационные анальгетики30.
  5. На 7 или 28 день после операции усыпляют крысу при передозировке CO2 , иссекают конечности и выполняют гистологию для оценки восстановления тканей в месте повреждения31.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Успешное изготовление микрогелей хитозана зависит от реакции сшивания между генипином и хитозаном, в частности с участием аминов в полимерных цепях хитозана. В отличие от других методов изготовления микрогелей, этот метод не требует эмульсий или растворителей и может быть быстро и легко проведен с помощью недорогого оборудования. Отличительным показателем успешного изготовления микрогелей является отчетливое изменение цвета от белого до темно-синего после смешивания хитозана и генипина. Реакция сшивания между генипином и...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Микрогели были широко исследованы в последние годы из-за их высокого уровня применимости для различных целей, таких как доставка лекарств или инкапсуляция клеток9. Простота изготовления микромасштабных конструкций биоматериала имеет большое значение в тканевой инженерии, поскольку она позволяет исследователям разрабатывать стратегии на основе гидрогеля в определенном размере и масштабе времени. Однако большинство способов изготовления микрогелей хитозана требуют дорогостоящего оборудования и реаге...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Исследования, представленные в этой публикации, были поддержаны Национальным институтом артрита, опорно-двигательного аппарата и кожных заболеваний Национального института здравоохранения под номерами R03AR068087 и R21AR071585 и Фондом Боттчера (#11219) MDK. CBE был поддержан NIH/NCATS Colorado CTSA Grant Number TL1 TR001081.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Уксусная кислотаSigmaAldrichAX0073
BD Luer-Lock ШприцFisher Scientific14-823-16E
Bü chner ВоронкаFisher ScientificFB966Fдиаметр 100 мм
Хитозан (низкая молекулярная масса)SigmaAldrich44886975-80% деацетилирование
диализная мембранная трубкаFisher Scientific08-670-5C3500 MWCO
ЭтанолSigmaAldrich493538
генипинSigmaAldrichG4796
Heracell 150i ИнкубаторThermoFisher50116047
ParafilmFisher Scientific13-374-12
Рекомбинантный человеческий SDF-1aPeprotech300-28A
Рекомбинантный человеческий TGF-b3Peprotech100-36E
Ватман Фильтровальная бумага Марка 540SigmaAldrichZ2415478 мм размер пор
Ватман Фильтровальная бумага Класс 541SigmaAldrichWHA1541055размер пор 22 мм
Ватман Фильтровальная бумага Марка 542SigmaAldrichWHA15421852,7 мм Размер пор
Проволочная сеткаСито McMaster-Carr9317T86No100 Меш

Ссылки

  1. Mizuta, T., Benson, W. M., Foster, B. K., Morris, L. L. Statistical analysis of the incidence of physeal injuries. Journal of Pediatric Orthopaedics. 7 (5), 518-523 (1987).
  2. Mann, D. C., Rajmaira, S. Distribution of physeal and nonphyseal fractures in 2,650 long-bone fractures in children aged 0-16 years. Journal of Pediatric Orthopaedics. 10 (6), 713-716 (1990).
  3. Eid, A. M., Hafez, M. A. Traumatic injuries of the distal femoral physis. Retrospective study on 151 cases. Injury. 33 (3), 251-255 (2002).
  4. Barmada, A., Gaynor, T., Mubarak, S. J. Premature physeal closure following distal tibia physeal fractures: a new radiographic predictor. Journal of Pediatric Orthopaedics. 23 (6), 733-739 (2003).
  5. Shaw, N., et al. Regenerative medicine approaches for the treatment of pediatric physeal injuries. Tissue Engineering Part B: Reviews. 24 (2), 85-97 (2018).
  6. Dabash, S., Prabhakar, G., Potter, E., Thabet, A. M., Abdelgawad, A., Heinrich, S. Management of growth arrest: current practice and future directions. Journal of Clinical Orthopaedics and Trauma. 9, Suppl 1 58-66 (2018).
  7. Williamson, R. V., Staheli, L. T. Partial physeal growth arrest: treatment by bridge resection and fat interposition. Journal of Pediatric Orthopedics. 10 (6), 769-776 (1990).
  8. Escott, B. G., Kelley, S. P. Management of traumatic physeal growth arrest. Orthopaedics and Trauma. 26 (3), 200-211 (2012).
  9. Newsom, J. P., Payne, K. A., Krebs, M. D. Microgels: modular, tunable constructs for tissue regeneration. Acta Biomaterialia. 88, 32-41 (2019).
  10. Riederer, M. S., Requist, B. D., Payne, K. A., Way, J. D., Krebs, M. D. Injectable and microporous scaffold of densely-packed, growth factor-encapsulating chitosan microgels. Carbohydrate Polymers. 152, 792-801 (2016).
  11. Xin, S., Wyman, O. M., Alge, D. L. Assembly of PEG microgels into porous cell-instructive 3D scaffolds via thiol-ene click chemistry. Advanced Healthcare Materials. 7 (11), 1800160(2018).
  12. Kim, P. -H., et al. Injectable multifunctional microgel encapsulating outgrowth endothelial cells and growth factors for enhanced neovascularization. Journal of Controlled Release. 187, 1-13 (2014).
  13. Rabea, E. I., Badawy, M. E. -T., Stevens, C. V., Smagghe, G., Steurbaut, W. Chitosan as antimicrobial agent: applications and mode of action. Biomacromolecules. 4 (6), 1457-1465 (2003).
  14. Sarmento, B., Goycoolea, F. M., Sosnik, A., das Neves, J. Chitosan and chitosan derivatives for biological applications: chemistry and functionalization. International Journal of Carbohydrate Chemistry. 2011, 1(2011).
  15. Galdioli Pellá, M. C., et al. Chitosan hybrid microgels for oral drug delivery. Carbohydrate Polymers. 239, 116236(2020).
  16. Echeverria, C., et al. One-pot synthesis of dual-stimuli responsive hybrid PNIPAAm-chitosan microgels. Materials & Design. 86, 745-751 (2015).
  17. Kim, M. Y., Kim, J. Chitosan microgels embedded with catalase nanozyme-loaded mesocellular silica foam for glucose-responsive drug delivery. ACS Biomaterials Science & Engineering. 3 (4), 572-578 (2017).
  18. Mora-Boza, A., et al. Microfluidics generation of chitosan microgels containing glycerylphytate crosslinker for in situ human mesenchymal stem cells encapsulation. Materials Science and Engineering: C. 120, 111716(2021).
  19. Zhang, H., Mardyani, S., Chan, W. C. W., Kumacheva, E. Design of biocompatible chitosan microgels for targeted pH-mediated intracellular release of cancer therapeutics. Biomacromolecules. 7 (5), 1568-1572 (2006).
  20. Huang, P., et al. Effect of pH on the mechanical, interfacial, and emulsification properties of chitosan microgels. Food Hydrocolloids. 121, 106972(2021).
  21. Fletcher, N. A., Krebs, M. D. Sustained delivery of anti-VEGF from injectable hydrogel systems provides a prolonged decrease of endothelial cell proliferation and angiogenesis in vitro. RSC Advances. 8 (16), 8999-9005 (2018).
  22. Fletcher, N. A., Babcock, L. R., Murray, E. A., Krebs, M. D. Controlled delivery of antibodies from injectable hydrogels. Materials Science and Engineering: C. 59, 801-806 (2016).
  23. Fletcher, N. A., Von Nieda, E. L., Krebs, M. D. Cell-interactive alginate-chitosan biopolymer systems with tunable mechanics and antibody release rates. Carbohydrate Polymers. 175, 765-772 (2017).
  24. Erickson, C. B., et al. In vivo degradation rate of alginate-chitosan hydrogels influences tissue repair following physeal injury. Journal of Biomedical Materials Research Part B: Applied Biomaterials. , 34580(2020).
  25. Erickson, C. B., et al. Anti-VEGF antibody delivered locally reduces bony bar formation following physeal injury in rats. Journal of Orthopaedic Research. , 24907(2020).
  26. Lee, M. A., Nissen, T. P., Otsuka, N. Y. Utilization of a murine model to investigate the molecular process of transphyseal bone formation. Journal of Pediatric Orthopaedics. 20 (6), 802-806 (2000).
  27. Planka, L., et al. Nanotechnology and mesenchymal stem cells with chondrocytes in prevention of partial growth plate arrest in pigs. Biomedical Papers. 156 (2), 128-134 (2012).
  28. Yu, Y., et al. Rabbit model of physeal injury for the evaluation of regenerative medicine approaches. Tissue Engineering Part C: Methods. 25 (12), 701-710 (2019).
  29. Xian, C. J., Zhou, F. H., McCarty, R. C., Foster, B. K. Intramembranous ossification mechanism for bone bridge formation at the growth plate cartilage injury site. Journal of Orthopaedic Research. 22 (2), 417-426 (2004).
  30. Erickson, C. B., Shaw, N., Hadley-Miller, N., Riederer, M. S., Krebs, M. D., Payne, K. A. A rat tibial growth plate injury model to characterize repair mechanisms and evaluate growth plate regeneration strategies. Journal of Visualized Experiments. (125), e55571(2017).
  31. Erickson, C., Stager, M., Riederer, M., Payne, K. A., Krebs, M. Emulsion-free chitosan-genipin microgels for growth plate cartilage regeneration. Journal of Biomaterials Applications. 36 (2), 289-296 (2021).
  32. Yang, D., et al. Microfluidic synthesis of chitosan-coated magnetic alginate microparticles for controlled and sustained drug delivery. International Journal of Biological Macromolecules. 182, 639-647 (2021).
  33. Marsili, L., Dal Bo, M., Berti, F., Toffoli, G. Thermoresponsive chitosan-grafted-poly(N-vinylcaprolactam) microgels via ionotropic gelation for oncological applications. Pharmaceutics. 13 (10), 1654(2021).
  34. Muzzarelli, R., El Mehtedi, M., Bottegoni, C., Aquili, A., Gigante, A. Genipin-crosslinked chitosan gels and scaffolds for tissue engineering and regeneration of cartilage and bone. Marine Drugs. 13 (12), 7314-7338 (2015).
  35. Muzzarelli, R. A. A. Genipin-crosslinked chitosan hydrogels as biomedical and pharmaceutical aids. Carbohydrate Polymers. 77 (1), 1-9 (2009).
  36. Butler, M. F., Ng, Y. -F., Pudney, P. D. A. Mechanism and kinetics of the crosslinking reaction between biopolymers containing primary amine groups and genipin. Journal of Polymer Science Part A: Polymer Chemistry. 41 (24), 3941-3953 (2003).
  37. Marquez-Curtis, L. A., Janowska-Wieczorek, A. Enhancing the migration ability of mesenchymal stromal cells by targeting the SDF-1/CXCR4 axis. BioMed Research International. 2013, 1-15 (2013).
  38. Tang, Q. O., et al. TGF-β3: A potential biological therapy for enhancing chondrogenesis. Expert Opinion on Biological Therapy. 9 (6), 689-701 (2009).
  39. Hogg, R., Turek, M. L., Kaya, E. The role of particle shape in size analysis and the evaluation of comminution processes. Particulate Science and Technology. 22 (4), 355-366 (2004).
  40. Raval, N., Maheshwari, R., Kalyane, D., Youngren-Ortiz, S. R., Chougule, M. B., Tekade, R. K. Importance of physicochemical characterization of nanoparticles in pharmaceutical product development. Basic Fundamentals of Drug Delivery. , 369-400 (2019).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Изготовление микрогелей хитозана-генипина с контролируемым размером и без эмульсий для тканевой инженерии
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.