Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Мышиная модель дисфункции рук, связанной с гемодиализом

2K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/63892

⸱

31 мая 2022 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Applied Physiology and Kinesiology, University of Florida, 2Division of Vascular Surgery and Endovascular Therapy, University of Florida, 3Center for Exercise Science, University of Florida, 4Malcom Randall Veteran Affairs Medical Center

В этой статье

Краткое содержание

В этом протоколе подробно описаны хирургические этапы создания общей подвздошной артериовенозной фистулы у мышей. Мы разработали эту модель для изучения патофизиологии конечностей, связанной с доступом к гемодиализу.

Аннотация

Хроническая болезнь почек является серьезной проблемой общественного здравоохранения, и распространенность терминальной стадии почечной недостаточности (ТПН), требующей хронической заместительной почечной терапии, такой как гемодиализ, продолжает расти. Установка аутогенного артериовенозного свища (АВФ) остается основным вариантом сосудистого доступа для пациентов с ТПН. К сожалению, примерно половина пациентов, находящихся на гемодиализе, испытывают дисфункцию рук, связанную с диализным доступом (ARHD), начиная от тонкой парестезии и заканчивая цифровой гангреной. Примечательно, что основные биологические факторы, ответственные за АРГД, плохо изучены, и не существует адекватной модели на животных для выяснения механизмов и / или разработки новых терапевтических средств для профилактики / лечения АРГД. Здесь мы описываем новую мышиную модель, в которой AVF создается между левой общей подвздошной артерией и веной, тем самым облегчая оценку патофизиологии конечностей. Микрохирургия включает в себя изоляцию сосудов, продольную венотомию, создание артериовенозного анастомоза и венозную реконструкцию. Фиктивные операции включают в себя все критические этапы, кроме создания AVF. Размещение АВФ подвздошной кости приводит к клинически значимым изменениям центральной гемодинамики, периферической ишемии и нарушениям нейромоторных характеристик задних конечностей. Эта новая доклиническая модель AVF обеспечивает полезную платформу, которая повторяет распространенные нейромоторные возмущения, о которых сообщают пациенты, находящиеся на гемодиализе, позволяя исследователям исследовать механизмы патофизиологии АРГД и тестировать потенциальные терапевтические средства.

Введение

Установление и сохранение функционального сосудистого доступа остается важной основной целью для пациентов с терминальной стадией почечной недостаточности (ТПН), получающих заместительную почечную терапию посредством гемодиализа1. Повторные процедуры гемодиализа необходимы для удаления продуктов жизнедеятельности, нормализации электролитов и поддержания баланса жидкости после того, как функция почек становится неадекватной, и, таким образом, необходимы для долгосрочной выживаемости2. Таким образом, сосудистый доступ представляет собой «спасательный круг» для пациентов с ТПН, и размещение аутогенного артериовенозного свища (АВФ) остается предпочтительным вариантом доступа к диализу среди этой когорты3. Тем не менее, примерно 30-60% пациентов, находящихся на гемодиализе, испытывают целый спектр нарушений кисти, клинически определяемых как дисфункция рук, связанная с доступом (ARHD). Симптомы АРГД могут варьироваться от слабости и дискоординации до моноплегии и пальцевой гангрены, которые могут возникать рано после создания АВФ или развиваться постепенно с созреванием свища. Кроме того, ARHD усложняет схему лечения ТПН, что связано с низким качеством жизни, высоким риском сердечно-сосудистых заболеваний и повышенной смертностью 2,3,4.

Было разработано несколько моделей на животных для изучения сосудистого ремоделирования, вызванного гемодинамическими изменениями после создания AVF 5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15. Модели крупных животных с АВФ подвздошной или бедренной кости 16,17,18,19,20 и модели грызунов с использованием анастомоза сонной артерии-яремной вены или формирования свища нижней полой вены инфраренальной аорты хорошо известны для изучения вышеупомянутых аспектов созревания и проходимости АВФ 21 . Например, венозная гипертензия, больший диаметр просвета и увеличение толщины стенки вены являются признаками успешного созревания АВФ, тогда как значительный фиброз среды и гиперплазия интимы или развитие тромба без изменений потока часто характеризуют неудачи АВФ 6,15. Тем не менее, модели крупных животных не обладают экспериментальной гибкостью или трансгенными возможностями мышиных моделей, в то время как современные модели грызунов не облегчают исследование АРГД из-за анатомического расположения и/или отсутствия сопутствующей патологии конечностей. Действительно, из-за отсутствия установленной доклинической модели животных, которая повторяет соответствующий клинический фенотип, прогресс исследований по выяснению патобиологических механизмов и разработке новых терапевтических стратегий оставался в застое, несмотря на прогрессирующее увеличение числа симптоматических пациентов с ДРГД. Таким образом, основная цель этого исследования состоит в том, чтобы представить уникальную мышиную модель АРГД, обеспечивающую процедурные этапы микрохирургии АВФ и характеристику патофизиологии, связанной с АВФ.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все процедуры были одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию (IACUC) Университета Флориды и Медицинским центром по делам ветеранов Малкольма Рэндалла.

ПРИМЕЧАНИЕ: Молодые взрослые (8-10 недель) самцы мышей C57BL / 6J были приобретены в лаборатории Джексона и размещены в помещении для контролируемых животных с легким (12-часовой свет: 12-часовой темный цикл), температурой (22 °C ± 1 °C) и влажностью (50% ± 10%). Пяти мышам было разрешено жить в клетке (Ш: 18 см x Д: 29 см x В: 12,5 см) с материалами для гнездования, пищей и водой, которые были доступны вволю. После 7 дней акклиматизации среды обитания со стандартным кормом мыши были переведены на рацион на основе казеина в течение 7 дней в качестве переходной фазы диеты. После этого мышей кормили чау-чау на основе казеина добавкой аденина 0,2%-0,15% в течение 2-3 недель, чтобы вызвать почечную дисфункцию (ХБП) до операции AVF, как описано ранее22,23,24. Контрольные мыши получали пищу на основе казеина без добавок аденина (контроль). Контрольная диета и диета при ХБП сохранялись в течение всего послеоперационного восстановительного периода (POD).

1. Предоперационные измерения

  1. Оцените исходные/предоперационные исходы, диаметры аорто-подвздошных сосудов и параметры гемодинамического потока с помощью дуплексной ультразвуковой визуализации и перфузии задних конечностей с помощью лазерной допплерографии, как описано ранее25.
  2. Определите одностороннюю силу захвата задних конечностей и оценку походки на беговой дорожке, чтобы установить исходную функцию задних конечностей, как описано ранее25,26.
  3. Оцените функцию почек путем измерения скорости клубочковой фильтрации (СКФ) с помощью клиренса FITC-инулина и/или уровня азота мочевины мочевины (АМК) сыворотки крови, как описано ранее22,24,27.

2. Хирургическая подготовка

  1. Подготовьте следующие хирургические инструменты и расходные материалы (Таблица материалов): стерилизатор горячих шариков, смазка для глаз, триммер для ручек, спиртовые препараты, салфетки с хлоргексидином, сверхтонкие щипцы Graefe, стерилизованные 0,9% физиологический раствор, игольчатые шприцы 29 г и 31 г, нетканые губки 2 х 2, средние односторонние круглые (SC-9) и маленькие двусторонние твердые, острые, заостренные (SC-4) ватные палочки, низкотемпературное прижигание, прямые щипцы Dumont, щипцы Dumont под углом 45°, прямые пружинные ножницы Vannas, изогнутые пружинные ножницы Vannas, иглодержатели с круглой ручкой, швы нескольких размеров (шелк 4-0, PGA, шелк 6-0 и нейлоновые швы 10-0), гепарин, рассасывающаяся желатиновая губка, держатель прямой иглы и бупренорфин.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Резинки для фиксации конечностей и ретракторы для живота и ног были изготовлены вручную.
  2. Стерилизуют хирургические препараты в автоклаве с паровой стерилизацией при 120-125 °C в течение 30 минут с последующей сушкой в течение 30 минут перед операцией. Используйте 70% очистку этанолом с последующей стерилизацией горячих гранул (240-270 ° C в течение 3 минут) между каждой операцией на животных.
  3. Приготовьте стерилизованный 0,9% физиологический раствор, гепаринизированный физиологический раствор (100 МЕ / мл) и бупренорфин (0,01 мг / мл) с помощью игольчатых шприцев по 29-31 г.

3. Анестезия и позиционирование

  1. Инициируйте анестезию мыши в индукционной камере (0,8 мл / мин, 2,5% изофлурана). После того, как мышь будет адекватно анестезирована, поместите мышь в положение лежа на спине на хирургической станции, накрытой стерильной простыней. Уменьшите концентрацию изофлурана до ~ 1,2% на этапах бритья и позиционирования.
  2. Нанесите смазку для глаз, чтобы защитить глаза от высыхания во время операции.
  3. Используя триммер для ручки, сбрейте волосы на животе перед операцией и волосы на ногах для послеоперационных измерений перфузии. Очистите волосы от операционного поля.
  4. Зафиксируйте верхние и нижние конечности резинками и зажимами, проверьте глубину анестезии, контролируя рефлекс защемления пальцев ног, и при необходимости титруйте анестезию. Выполняйте оценку характера дыхания каждые 3-5 минут на протяжении всей хирургической процедуры, чтобы откалибровать уровень анестезии.

4. Исследование хирургической целевой области

  1. Очистите выбритый участок кожи несколько раз, чередуя спиртовые салфетки и салфетки с хлоргексидином по кругу, чтобы продезинфицировать операционное поле.
  2. Делают срединную лапаротомию от нижнего края грудины до лобкового симфиза. Рассеките лобковую жировую подушку, чтобы получить более широкое операционное поле.
  3. Откройте целиотомию, чтобы получить доступ к перитонеальному содержимому с помощью ретракторов, и выпотрошите тонкую и толстую кишку с помощью средних односторонних круглых ватных тампонов. Накройте кишечник пропитанной солевым раствором нетканой губкой.
  4. После получения адекватного воздействия на забрюшинную сосудистую сеть покройте оставшийся кишечник, почки и мочеточники небольшими неткаными губками, пропитанными физиологическим раствором. Эвакуируйте растянутый мочевой пузырь, осторожно сжимая купол мочевого пузыря средними односторонними круглыми ватными тампонами по мере необходимости.
  5. Тщательно рассекают периваскулярную фасцию и жировую ткань примерно на 1 см проксимально до бифуркации аорты, доходящей до уровня левой бифуркации подвздошной кости, используя прямые щипцы Дюмона и небольшие двусторонние твердые, острые, заостренные ватные тампоны.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Левая подвздошная артерия и вена остаются прилипшими друг к другу, изолируя артериовенозные структуры в массовом порядке. Этот шаг обеспечит достаточную мобилизацию судов для облегчения создания AVF.
  6. Если обнаружены какие-либо небольшие венозные ветви, происходящие из левой общей подвздошной вены или сходящиеся с ней, перевязывайте их с помощью низкотемпературного прижигания с шелковым швом 6-0 или без него по мере необходимости.
  7. Проведите кончиком угловых щипцов под левым общим пучком подвздошных сосудов и аккуратно распределите несколько раз, чтобы мобилизовать сосуды из нижележащей забрюшинной мускулатуры (рис. 1А).

5. Создание общего анастомоза подвздошной артериовенозной фистулы

  1. Наложите два шелковых шва 4-0 вокруг изолированного левого общего подвздошного артериовенозного пучка и используйте их в качестве лигатур (например, перекрестных зажимов) к сосудистому пучку. Создайте один узел с каждым шелковым галстуком 4-0 и наложите их последовательно от проксимального к дистальному.
  2. Убедитесь, что поперечные зажимы с шелковыми галстуками расположены достаточно далеко друг от друга, чтобы изолировать ~ 2 мм длины сосуда, а последовательное наложение шовных лигатур ускорит нагрубание левой подвздошной вены.
  3. Используя шелковые шовные нити 4-0 в качестве ручек, поверните левый подвздошный артериовенозный сосудистый пучок по часовой стрелке и точно отрегулируйте положение, чтобы временно расположить вену спереди от артерии (рис. 1B).
  4. Сделайте продольную венотомию (~1 мм) прямыми пружинными ножницами Vannas и аккуратно смойте остатки крови из венозного просвета 0,9% физиологическим раствором (рис. 1В). Будьте осторожны на этом этапе, так как промывка физиологическим раствором под высоким давлением может вызвать венозное нарушение.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Область красного цвета, которая остается в подвздошной артерии после венозной промывки, обеспечивает визуальное окно для следующего шага.
  5. Наложите имбрикационный нейлоновый шов 10-0 через заднюю стенку вены.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эта часть подвздошной вены должна находиться непосредственно к передней стенке подвздошной артерии, и стенки естественно прилипают. Шов должен проходить через обе стенки и завязывать шов одним узлом (рис. 1D). Обратите внимание, что небольшое количество кровотечения, которое происходит из застоявшейся крови в подвздошной артерии, появится, как только игла пройдет через обе стенки. Если внутрипросветное кровотечение продолжается на этом этапе, поперечные зажимы шелкового шва могут быть слишком ослаблены и нуждаются в дальнейшем затягивании.
  6. Возьмитесь за отрубленные концы швов и поместите их под легкое натяжение, чтобы сместить переднюю стенку от задней стенки подвздошной артерии. Сделайте эллиптический разрез ~ 1,0 мм x 0,3 мм с помощью изогнутых пружинных ножниц Vannas, удалив прилипшие стенки как подвздошной артерии, так и вены.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Таким образом, артериовенозная фистула создается после того, как этот общий канал установлен. На этом этапе можно повредить боковые стенки вены, так как разрез задней подвздошной вены / передней подвздошной артерии выполняется через венотомию. Следует соблюдать осторожность, чтобы избежать этого осложнения, так как это может значительно уменьшить диаметр свища и привести к развитию тромба.
  7. Осторожно промойте остаточную кровь из открытого просвета артерии 0,9% физиологическим раствором и гепаринизированным физиологическим раствором (100 МЕ / мл)28 (рис. 1E).
  8. После создания AVF восстановите первоначальную венотомию передней стенки с помощью двух или трех нейлоновых швов 10-0 в прерывистом режиме (рис. 1F).
  9. Восстановите сосудистый пучок в его первоначальной анатомической ориентации и поместите небольшой кусочек пропитанной физиологическим раствором желатиновой губки рядом с восстановленной венотомией, чтобы облегчить гемостаз.
  10. Ослабьте лигатуры с перекрестным зажимом 4-0 с одним узлом последовательно от дистального к проксимальному. Внимательно следите за местом венотомии на предмет чрезмерного кровотечения, ослабляя каждый шов.
  11. Если восстановление не является адекватно кровоостанавливающим, повторно наложите крестовые зажимы и наложите еще один нейлоновый шов 10-0 на место кровотечения. Если гемостаз обеспечен, снимите швы, а затем рассасывающуюся желатиновую губку.
  12. Аккуратно потрите сосудистый пучок небольшими двусторонними твердыми, острыми, заостренными ватными палочками, которые еще больше облегчают восстановление кровотока. Подтвердите технический успех операции с помощью визуализации пульсирующей, ярко-красной насыщенной кислородом крови, поступающей в подвздошную вену и смешивающейся с темной венозной кровью, возвращающейся из задней конечности.
  13. Ввести гепаринизированный физиологический раствор (0,2 МЕ / г)15 в НПВ для системной антикоагуляции для улучшения результатов проходимости АВФ.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Несмотря на то, что этот этап происходит после сосудистой реконструкции (в отличие от человеческого аналога, где гепаринизация происходит до перекрестного пережатия сосудов), при выполнении на этом этапе процедуры наблюдалось снижение интраоперационного кровотечения и улучшение проходимости АВФ. Инъекция в участок, покрытый фасцией и/или жиром, предпочтительна для предотвращения кровотечения из места прокола.
  14. Повторно осмотрите место операции на предмет гемостаза после инъекции гепаринизированного физиологического раствора. Если нет проблем с кровотечением, закройте срединную фасцию, а затем разрез кожи рассасывающимися швами 5-0 PGA в беговой манере.
  15. Для фиктивных операций выполните все ключевые этапы процедуры, кроме формирования AVF. Наложите один узел шелковой лигатуры 4-0 на проксимальный конец левого подвздошного артериовенозного пучка и сопоставьте время зажима с операциями AVF (например, ~ 20 минут, в зависимости от квалификации микрохирурга).

6. Послеоперационный уход и измерение

  1. После закрытия лапаротомии измерьте перфузию крови двусторонних передних мышц большеберцовой кости и вентральных лап с помощью лазерной допплерографии.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Односторонний дефицит перфузии подтвердит отклонение артериального кровотока фистулой («кража»).
  2. Введите 0,1 мг / кг бупренорфина подкожно и верните мышь в предварительно разогретую клетку для мыши с хорошо впитываемой мягкой подстилкой с гнездом.
  3. Дайте мыши восстановиться в предварительно разогретой клетке для мыши до тех пор, пока анестезия не пройдет, что будет очевидно, когда мышь будет амбулаторной и интерактивной (~ 2 часа). Во время выздоровления обеспечьте мышке легкий доступ к увлажненной, мягкой диете.
  4. Вводите бупренорфин и/или подкожную гидратацию физиологическим раствором каждые 12–48 ч и проводите ежедневный мониторинг в течение 5 дней после операции. Усыплять животных с ухудшающимся состоянием или чрезмерным некрозом тканей, классифицированным как модифицированная оценка ишемии ≥229.
  5. Используйте серийные дуплексные ультразвуковые исследования для оценки проходимости свища после операции; мыши с тромбозом свищей исключаются из последующих анализов, если целью экспериментов не является характеристика недостаточности созревания AVF.
  6. Определите другие показатели послеоперационных результатов, такие как локальная гемодинамика, сила захвата и эффективность походки в период восстановления. Собирают свищ и мышечную ткань для оценки гистоморфологии в конце эксперимента во время жертвоприношения25,27.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Животные, подвергшиеся воздействию адениновой диеты, имеют сниженную скорость клубочковой фильтрации (контроль: 441,3 ± 54,2 мкл / мин против ХБП: 165,1 ± 118,3 мкл / мин, p < 0,05) и повышенный уровень азота мочевины в сыворотке крови (контроль: 20,39 ± 4,2 мкл / мин против ХБП: 38,20 ± 10,65 мкл / мин, p < 0,05) по сравнению с животными, получавшими чау на основе казеина, что подтверждает наличие почечной недостаточности до операции по удалению артериовенозной фистулы.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Распространенность пациентов с АРГД, находящихся на гемодиализе после создания АВФ, продолжала увеличиваться30,31. Действительно, неразрешенные симптоматические осложнения 4,32,33, такие как боль, слабость, парестезии и/или снижение диапазона движений, могут негативно повлиять на самочувствие пациента 4,32,33,34,35,36 и угрожать его способности по...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам раскрывать нечего.

Благодарности

Мы искренне благодарим доктора Гуаньи Лу из отделения сосудистой хирургии и эндоваскулярной терапии Университета Флориды за техническую поддержку в разработке модели подвздошной АВФ, а также хирургическую подготовку, а также Рави Кумара из кафедры прикладной физиологии и кинезиологии Университета Флориды за техническую поддержку в получении живых микрохирургических изображений.

Эта работа была поддержана грантами Национального института здоровья и Национального института сердца, легких и крови, номера Института R01-HL148697 (для S.T.S.), а также грант Американской кардиологической ассоциации No POST903198 (для K.K.).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
0,15% Диета с адениномENVIGOTD.13089920% казеин, 0,15% аденин, 0,9% P
0,2% Диета с адениномENVIGOTD.13090020% казеин, 0,2% аденин, 0,9% P
10-0 Нейлоновый шовAD хирургическийXXS-N1005T4
29 г игольчатые шприцыExel International14-841-32
31 г игольчатые шприцыAdvocateU-100 инсулиновый шприц
4-0 шелковый шовный материалAD хирургическийS-S41813
45-градусный угловой щипцы ДюмонFine Science Tools11253-25
5-0 PGA шовный материалAD хирургическийPSGU-518R13
6-0 шелковый шовный материалAD хирургическийS-S618R13
Рассасывающаяся желатиновая губкаETHICON1975
Алкогольные препаратыCovidien5110-cs400070% изопропиловый спирт
БупренорфинNA0,01 г/мл
C57BL6/J мышиJaxon Лабораторная
казеиновая диетаENVIGOTD.13089820% казеин, 0,9% P
Ватные палочкиCONSTIXSC-9Средние односторонние круглые ватные палочки
Ватные палочкиCONSTIXSC-4Маленькая двусторонняя твердая, острая, заостренная ватная палочка
Нетканые губки Curity (2x2)Covidien9022
Изогнутые пружинные ножницы VannasFine Science Tools15001-08
Допплеровский ультразвукVisualSonicsVevo 2100
Extra fine graefe щипцыFine Science Tools11150-102 пары
Глаз лубрикантCLCMEDICAOptixcare смазка
Гепарин (5000 Ед/мл)Национальный список кодов лекарственных средств63739-953-25100 МЕ/мл
Стерилизатор горячих шариковFine Science Tools18000-50
Низкотемпературный прижиганиеBovieAA04
Триммер для ручекWahl5640-600
Неопудренные хирургические перчаткиAnsell7824PF
Иглодержатели с круглой ручкойFine Science Tools12076-12
Стерильная простыня для полотенецDynarexDY440-MI
Стерилизованная 0,9% физиологического раствораНациональный список кодов лекарственных средств46066-807-25
Прямые щипцы DumontFine Science Tools11253-20
Прямой иглодержательFine Science ИнструментыFST 12001-13
Прямые ванны пружинные ножницыFine Science Tools25001-08
ТризЧЛОР4Национальный список кодов лекарственных средств17033-279-50
для глаз

Ссылки

  1. Gameiro, J., Ibeas, J. Factors affecting arteriovenous fistula dysfunction: a narrative review. The Journal of Vascular Access. 21 (2), 134-147 (2020).
  2. Culleton, B. F., Asola, M. R. The impact of short daily and nocturnal hemodialysis on quality of life, cardiovascular risk and survival. Journal of Nephrology. 24 (4), 405(2011).
  3. Huber, T. S., et al. Access-related hand ischemia and the hemodialysis fistula maturation study. Journal of Vascular Surgery. 64 (4), 1050-1058 (2016).
  4. Rehfuss, J. P., et al. The spectrum of hand dysfunction after hemodialysis fistula placement. Kidney International Reports. 2 (3), 332-341 (2017).
  5. Caplice, N. M., et al. Neoangiogenesis and the presence of progenitor cells in the venous limb of an arteriovenous fistula in the rat. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 293 (2), 470-475 (2007).
  6. Castier, Y., et al. Characterization of neointima lesions associated with arteriovenous fistulas in a mouse model. Kidney International. 70 (2), 315-320 (2006).
  7. Croatt, A. J., et al. Characterization of a model of an arteriovenous fistula in the rat: the effect of L-NAME. The American Journal of Pathology. 176 (5), 2530-2541 (2010).
  8. Guzman, R. J., Krystkowiak, A., Zarins, C. K. Early and sustained medial cell activation after aortocaval fistula creation in mice. Journal of Surgical Research. 108 (1), 112-121 (2002).
  9. Kojima, T., et al. The relationship between venous hypertension and expression of vascular endothelial growth factor: hemodynamic and immunohistochemical examinations in a rat venous hypertension model. Surgical Neurology. 68 (3), 277-284 (2007).
  10. Misra, S., et al. The rat femoral arteriovenous fistula model: increased expression of matrix metalloproteinase-2 and -9 at the venous stenosis. Journal of Vascular and Interventional Radiology. 19 (4), 587-594 (2008).
  11. Nath, K. A., Kanakiriya, S. K., Grande, J. P., Croatt, A. J., Katusic, Z. S. Increased venous proinflammatory gene expression and intimal hyperplasia in an aorto-caval fistula model in the rat. The American Journal of Pathology. 162 (6), 2079-2090 (2003).
  12. Nath, K. A., et al. The murine dialysis fistula model exhibits a senescence phenotype: pathobiological mechanisms and therapeutic potential. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 315 (5), 1493-1499 (2018).
  13. Yamamoto, K., et al. The mouse aortocaval fistula recapitulates human arteriovenous fistula maturation. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 305 (12), 1718-1725 (2013).
  14. Yang, S. T., et al. Adult mouse venous hypertension model: common carotid artery to external jugular vein anastomosis. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (95), e50472(2015).
  15. Wong, C. Y., et al. A novel murine model of arteriovenous fistula failure: the surgical procedure in detail. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (108), e53294(2016).
  16. Krishnamoorthy, M. K., et al. Anatomic configuration affects the flow rate and diameter of porcine arteriovenous fistulae. Kidney International. 81 (8), 745-750 (2012).
  17. Wang, Y., et al. Venous stenosis in a pig arteriovenous fistula model-anatomy, mechanisms and cellular phenotypes. Nephrology Dialysis Transplantation. 23 (2), 525-533 (2008).
  18. Loveland-Jones, C. E., et al. A new model of arteriovenous fistula to study hemodialysis access complications. The Journal of Vascular Access. 15 (5), 351-357 (2014).
  19. Nugent, H. M., et al. Perivascular endothelial implants inhibit intimal hyperplasia in a model of arteriovenous fistulae: a safety and efficacy study in the pig. Journal of Vascular Research. 39 (6), 524-533 (2002).
  20. Butterfield, A. B., et al. Inverse effect of chronically elevated blood flow on atherogenesis in miniature swine. Atherosclerosis. 26 (2), 215-224 (1977).
  21. Kwei, S., et al. Early adaptive responses of the vascular wall during venous arterialization in mice. The American Journal of Pathology. 164 (1), 81-89 (2004).
  22. Berru, F. N., et al. Chronic kidney disease exacerbates ischemic limb myopathy in mice via altered mitochondrial energetics. Scientific Reports. 9 (1), 15547(2019).
  23. Khattri, R. B., Thome, T., Ryan, T. E. Tissue-specific 1H-NMR metabolomic profiling in mice with adenine-induced chronic kidney disease. Metabolites. 11 (1), 45(2021).
  24. Thome, T., et al. Impaired muscle mitochondrial energetics is associated with uremic metabolite accumulation in chronic kidney disease. Journal of Clinical Investigation Insight. 6 (1), 139826(2021).
  25. Kim, K., et al. Development of a murine iliac arteriovenous fistula model for examination of hemodialysis access-related limb pathophysiology. Journal of Vascular Surgery-Vascular Science. 2, 247-259 (2021).
  26. Castro, B., Kuang, S. Evaluation of muscle performance in mice by treadmill exhaustion test and whole-limb grip strength assay. Bio-protocol. 7 (8), 2237(2017).
  27. Kim, K., et al. Skeletal myopathy in CKD: a comparison of adenine-induced nephropathy and 5/6 nephrectomy models in mice. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 321 (1), 106-119 (2021).
  28. Yang, B., Shergill, U., Fu, A. A., Knudsen, B., Misra, S. The mouse arteriovenous fistula model. Journal of Vascular and Interventional Radiology. 20 (7), 946-950 (2009).
  29. Brenes, R. A., et al. Toward a mouse model of hind limb ischemia to test therapeutic angiogenesis. Journal of Vascular Surgery. 56 (6), 1669-1679 (2012).
  30. Bello, A. K., et al. Assessment of global kidney health care status. Journal of the American Medical Association. 317 (18), 1864-1881 (2017).
  31. Levin, A., et al. Global kidney health 2017 and beyond: a roadmap for closing gaps in care, research, and policy. The Lancet. 390 (10105), 1888-1917 (2017).
  32. Hassabi, M., et al. Comparing strength and range of motion of the upper limb with AV fistula access with the contralateral upper limb among patients treated with hemodialysis. Researcher Bulletin of Medical Sciences. 22 (1), 1(2017).
  33. Capitanini, A., Galligani, C., Lange, S., Cupisti, A. Upper limb disability in hemodialysis patients: evaluation of contributing factors aside from amyloidosis. Therapeutic Apheresis and Dialysis. 16 (3), 242-247 (2012).
  34. Altintepe, L., et al. Physical disability, psychological status, and health-related quality of life in older hemodialysis patients and age-matched controls. Hemodialysis International. 10 (3), 260-266 (2006).
  35. Castaneda, C., et al. Resistance training to reduce the malnutrition-inflammation complex syndrome of chronic kidney disease. American Journal of Kidney Diseases. 43 (4), 607-616 (2004).
  36. Hurton, S., et al. Upper extremity complications in patients with chronic renal failure receiving haemodialysis. Journal of Renal Care. 36 (4), 203-211 (2010).
  37. Mazumder, M. K., Giri, A., Kumar, S., Borah, A. A highly reproducible mice model of chronic kidney disease: Evidences of behavioural abnormalities and blood-brain barrier disruption. Life Sciences. 161, 27-36 (2016).
  38. Jia, T., et al. A novel model of adenine-induced tubulointerstitial nephropathy in mice. BioMed Central Nephrology. 14, 116(2013).
  39. Kieswich, J. E., et al. A novel model of reno-cardiac syndrome in the C57BL/ 6 mouse strain. BioMed Central Nephrology. 19 (1), 346(2018).
  40. Abassi, Z., Goltsman, I., Karram, T., Winaver, J., Hoffman, A. Aortocaval fistula in rat: a unique model of volume-overload congestive heart failure and cardiac hypertrophy. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 729497(2011).
  41. Brower, G. L., Levick, S. P., Janicki, J. S. Inhibition of matrix metalloproteinase activity by ACE inhibitors prevents left ventricular remodeling in a rat model of heart failure. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 292 (6), 3057-3064 (2007).
  42. Francis, B. N., Abassi, Z., Heyman, S., Winaver, J., Hoffman, A. Differential regulation of ET (A) and ET (B) in the renal tissue of rats with compensated and decompensated heart failure. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 44, 362-365 (2004).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Мышиная модель дисфункции рук, связанной с гемодиализом
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.