Методическая статья

Техническое уточнение двусторонней мышиной модели почечной ишемии-реперфузии для исследования острого повреждения почек

DOI:

10.3791/63957

⸱

3 ноября 2023 г.

 ,  , 
1Department of Life Science, Fu Jen Catholic University, 2MacKay Junior College of Medicine, Nursing, and Management, 3Division of Pulmonary and Critical Care Medicine, Department of Internal Medicine, MacKay Memorial Hospital

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В этом исследовании был разработан протокол, ориентированный на техническое усовершенствование мышиной модели двусторонней почечной ишемии-реперфузии для исследования острого повреждения почек.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Остановка сердца представляет собой серьезное бремя для общественного здравоохранения. Острое повреждение почек (ОПП) является неблагоприятным маркером у людей, перенесших остановку сердца после восстановления спонтанного кровообращения (ROSC) после успешной сердечно-легочной реанимации. И наоборот, восстановление функции почек после ОПП является предиктором благоприятных неврологических исходов и выписки из стационара. Тем не менее, эффективное вмешательство для предотвращения повреждения почек, вызванного остановкой сердца после ROSC, отсутствует, что позволяет предположить, что требуются дополнительные терапевтические стратегии. Почечная гипоперфузия и реперфузия являются двумя патофизиологическими механизмами, которые вызывают ОПП после остановки сердца. Животные модели ишемически-реперфузионно-индуцированного ОПП (ИК-ОПП) обеих почек сопоставимы с пациентами с ОПП после РОСК в клинических условиях. Тем не менее, анализ ИК-ОПП обеих почек технически сложен, поскольку модель связана с высокой смертностью и широкими вариациями повреждения почек, что может повлиять на анализ. Были отобраны легкие мыши, помещены под общий наркоз изофлураном, подвергнуты хирургическому вмешательству с дорсолатеральным доступом, и температура их тела поддерживалась во время операции, тем самым уменьшая повреждение тканей и устанавливая воспроизводимый протокол исследования острого почечного ИК-ОПП.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Остановка сердца происходит более 80 000 раз в годв Соединенных Штатах 1,2. Смертность от остановки сердца чрезвычайно высока 3,4,5,6. ОПП является основным фактором риска, связанным с высокой смертностью и неблагоприятными неврологическими исходами у пациентов с остановкой сердца после ROSC 7,8,9,10,11,12,13. Выздоровление после ОПП является хорошим предиктором благоприятных неврологических исходов и выписки из стационара14,15,16. Тем не менее, эффективные методы лечения ИК-ОПП до сих пор отсутствуют 15,16,17,18,19. Для дальнейшего улучшения клинических исходов заболевания требуются дополнительные терапевтические стратегии.

ИК-ОПП с двусторонней ишемией почки является одной из животных моделей, используемых для исследования ОПП 20,21,22,23,24,25,26. Модели ИК-ОПП почек на животных менее сложны, чем модель ИК-повреждения всего тела для изучения ОПП у пациентов с внезапной остановкой сердца после ROSC 6,27,28,29,30. Это означает, что стабильных результатов на почечной модели ИК-ОПП на животных легче достичь из-за наличия меньшего количества искажающих факторов в экспериментах. Кроме того, протоколы ИК-ОПП почек обычно включают одностороннюю или двустороннюю окклюзию ножки почки. Условия в экспериментах по двустороннему почечному ИК-ОПП сопоставимы с клиническими условиями ОПП после ROSC у пациентов с внезапной остановкой сердца после успешной сердечно-легочной реанимации. Несмотря на то, что патологические характеристики почек в обеих моделях отражают патологические характеристики ИР-повреждения почек человека 31,32,33, подход с двусторонней ишемией почек более актуален для ОПП при патологических состояниях человека, таких как сердечная недостаточность, вазоконстрикция и септический шок 35. Двусторонние почечные модели ИК-ОПП на животных подходят для исследований, посвященных почечным ИК-повреждениям при остановке сердца после ROSC.

Двусторонние почечные модели ИК-ОПП связаны с техническими трудностями, сложностью эксперимента и длительностью операции 23,26,32,33,35,36. Для преодоления этих технических трудностей в настоящем исследовании был разработан надежный протокол двустороннего исследования ИК-ОПП на мышах путем внесения некоторых технических изменений. Предложенный протокол привел к меньшему количеству хирургических осложнений, меньшему повреждению тканей и снижению вероятности летальности во время операции. Таким образом, он может быть использован для изучения патофизиологических процессов ОПП после ROSC для разработки новых терапевтических стратегий против гипоперфузионного и реперфузионного поврежденияпочек 37,38,39.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все эксперименты на животных проводились в соответствии с Руководством по уходу и использованию лабораторных животных, опубликованным Национальными институтами здравоохранения США (публикация NIH No 85-23, пересмотрена в 1996 году). Протокол исследования был одобрен и в соответствии с руководящими принципами Институционального комитета по уходу за животными и их использованию при Католическом университете Фу-Жэнь. Подробные сведения обо всех материалах и инструментах, используемых в этом протоколе, см. в Таблице материалов .

1. Подготовка мышей

  1. Выберите 8-недельных мышей-самцов C57BL/6 весом 21-23 г.
  2. Содержате и содержате мышей в течение 12-часового цикла света и темноты при контролируемой температуре (21 ± 2 °C) со свободным доступом к пище, стандартным гранулам корма для мышей и водопроводной воде.

2. Анестезия

  1. Наденьте хирургическую маску и стерильные перчатки.
  2. Вводят мышей под наркоз 2% изофлураном, смешанным с кислородом со скоростью 1 л/мин в индукционной камере.
  3. Оценивают уровень анестезии по педальному рефлексу.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Педальный рефлекс - это втягивание задней лапы в ответ на сильное сжатие пальца ноги. Обезболивание завершается, когда педальный рефлекс исчезает.
  4. Переместите и поместите каждую мышь в положение лежа на операционной платформе с электрическим одеялом, чтобы поддерживать температуру тела после завершения анестезии. Стабилизируйте температуру тела перед операцией и контролируйте с помощью ректальных температурных датчиков. Нанесите офтальмологическую мазь на оба глаза, чтобы предотвратить сухость.
  5. Примотайте лапки мышей скотчем к доске.
  6. Прикрепите маску к лицу мышей, чтобы обеспечить постоянную подачу 1% изофлурана и 1 л/мин кислорода
  7. Регулярно оценивайте уровень анестезии с помощью педального рефлекса и соответствующим образом регулируйте подачу анестетика во время операции.

3. Двусторонняя почечная ИК-ОПП операция

  1. Прикоснитесь к спине и найдите поясничный отдел позвоночника мышей вручную. Двигайтесь вдоль позвоночника цефалически и ищите реберно-вертебральные углы, которые находятся ниже обеих сторон от последнего ребра мышей.
  2. Нанесите лосьон для удаления волос на обе стороны области реберно-вертебрального угла примерно на 30 с, а затем удалите шерсть с помощью физиологического раствора.
  3. Продезинфицируйте выбритую кожу тремя циклами раствора бетадина и 75% спирта с помощью ватных шариков.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Поддержание стерильного поля для операции на протяжении всей процедуры является ключевым моментом. Наложите хирургическую простыню и используйте стерильные инструменты.
  4. Используйте щипцы с тонким наконечником, чтобы осторожно приподнять кожу ниже левого реберно-овертебрального угла, а затем с помощью ножниц сделайте косой дорсолатеральный разрез длиной 1 см вдоль линий натяжения кожи от поясничной средней линии на левом боку. Разрежьте мышечную стенку левого бока с помощью ножниц, чтобы визуализировать левую почку.
  5. Повторите вышеупомянутые хирургические процедуры, чтобы визуализировать правую почку. Небольшое количество крови, образующейся во время процедуры, удалить стерильными ватными палочками.
  6. Осторожно надавите и отделите левую почку от окружающих тканей щипцами. Определите ножку почки после обнажения левой почки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Будьте осторожны, чтобы не повредить надпочечники и окружающие кровеносные сосуды.
  7. Зажать левую почечную ножку микрососудистым зажимом на 25 мин. Подтверждают ишемию видимым изменением цвета почек от розового до темно-красного.
  8. Накройте зажатую почку стерильными влажными ватными шариками с физиологическим раствором, чтобы избежать пересыхания во время пережатия ножки левой почки.
  9. Повторите вышеупомянутые хирургические процедуры, чтобы пережать правую почечную ножку микроваскулярным зажимом на 25 минут.
  10. Накройте зажатую почку стерильными влажными ватными шариками с физиологическим раствором, чтобы избежать пересыхания во время пережатия правой почечной ножки.
  11. Периодически контролируйте глубину анестезии и влажность стерильных ватных шариков с физиологическим раствором.
  12. Откройте левый микрососудистый зажим, чтобы начать реперфузию левой почки. Подтвердить реперфузию можно видимым изменением цвета левой почки от темно-красного до розового.
  13. Откройте правый микрососудистый зажим, чтобы начать реперфузию правой почки.
  14. После того, как изменение цвета почки будет подтверждено, верните почку в брюшную полость.
  15. Закройте брюшную полость и кожу рассасывающимися шовными материалами 6-0.
  16. Продезинфицируйте рану раствором бетадина и 75% спиртом с помощью ватных тампонов.
  17. Внимательно наблюдайте за животным, пока оно не начнет свободно двигаться и кормиться.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Обращайте пристальное внимание на животных до тех пор, пока они не придут в сознание, достаточное для поддержания положения грудины.
  18. Назначают карпрофен (5 мг/кг в 0,2 мл, вводят подкожно) в течение 2-3 дней для профилактики послеоперационной боли.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Перед дальнейшим микроскопическим или молекулярным анализом необходимо оценить качество двусторонней почечной операции ИК-ОПП. Во время операции ишемия почки должна быть подтверждена путем наблюдения за тем, изменила ли почка цвет с розового на темно-красный вскоре после того, как ножка почки была пережата микрососудистым зажимом (рис. 1). После операции повреждение почек, вызванное операцией IR-AKI, может быть дополнительно подтверждено с помощью нескольких микролитров сыворотки путем забор...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Предлагаемый двусторонний протокол ИК-ОПП подходит для изучения механизма гипоперфузионного и реперфузионного повреждения обеих почек. Протокол предполагает, что легкие мыши, общая анестезия изофлураном, дорсолатеральный подход к операции и поддержание температуры тела во время операции смягчают связанные с этим технические трудности, сокращают продолжительность операции и повышают согласованность процедуры исследования острого двустороннего почечного ИК-ОПП.

Технические трудности влияют на тя...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов в связи с публикацией данной статьи.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта модель была разработана при финансовой поддержке Министерства науки и технологий Тайваня (MOST 109-2320-B-030-006-MY3). Эта рукопись была отредактирована Wallace Academic Editing.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Рассасывающийся шовный материал, 6-0EthiconJ510G-BX
Раствор бетадинаShineteh Istrument
CarprofenSigmaPHR1452
Ватные шарикиShineteh Istrument
Graefe ЩипцыFine Science Tools11051-10
ГрелкаShineteh Istrument
ИзофлуранПирамал Критик Сервис Инк.26675-46-7
Зажим для сосудов MoriaFine Science Tools18320-11
Иглодержатель Olsen-HegarFine Science Tools12002 - 12
с физрастворомShineteh Istrument
ShinvaShinva s2646
Аппарат для анестезии мелких животныхSheng-Cing Instruments Co.STEP AS-01
Ножницы для салфетокFine Science Tools14072 - 10
Лезвия скальпеля

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Holmberg, M. J., et al. Annual incidence of adult and pediatric in-hospital cardiac arrest in the United States. Circulation: Cardiovascular Quality and Outcomes. 12 (7), 005580(2019).
  2. Benjamin, E. J., et al. Heart disease and stroke statistics-2018 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 137 (12), 67(2018).
  3. Lascarrou, J. B., et al. Targeted temperature management for cardiac arrest with nonshockable rhythm. The New England Journal of Medicine. 381 (24), 2327-2337 (2019).
  4. Chang, H. C., et al. Factors affecting outcomes in patients with cardiac arrest who receive target temperature management: The multi-center TIMECARD registry. Journal of the Formosan Medical Association. 121 (1), 294-303 (2022).
  5. Yu, G., et al. Comparison of the survival and neurological outcomes in OHCA based on smoking status: investigation of the existence of the smoker's paradox. Signa Vitae. 18 (2), 121-129 (2022).
  6. Chen, Y. C., et al. Major interventions are associated with survival of out of hospital cardiac arrest patients - a population based survey. Signa Vitae. 13 (2), 108-115 (2017).
  7. Sandroni, C., et al. Acute kidney injury after cardiac arrest: a systematic review and meta-analysis of clinical studies. Minerva Anestesiologica. 82 (9), 989-999 (2016).
  8. Patyna, S., et al. Acute kidney injury after in-hospital cardiac arrest in a predominant internal medicine and cardiology patient population: incidence, risk factors, and impact on survival. Renal Failure. 43 (1), 1163-1169 (2021).
  9. Storm, C., et al. Impact of acute kidney injury on neurological outcome and long-term survival after cardiac arrest - A 10 year observational follow up. Journal of Critical Care. 47, 254-259 (2018).
  10. Geri, G., et al. Acute kidney injury after out-of-hospital cardiac arrest: risk factors and prognosis in a large cohort. Intensive Care Medicine. 41 (7), 1273-1280 (2015).
  11. Guo, Q. Y., Xu, J., Shi, Q. D. Gasping as a predictor of short- and long-term outcomes in patients with cardiac arrest: a systematic review and meta-analysis. Signa Vitae. 17 (2), 208-213 (2021).
  12. Chen, P. C., et al. Prognostic factors for adults with cardiac arrest in the emergency department: a retrospective cohort study. Signa Vitae. 18 (3), 56-64 (2022).
  13. Lee, M. J., et al. Predictors of survival and good neurological outcomes after in-hospital cardiac arrest. Signa Vitae. 17 (2), 67-76 (2021).
  14. Deakin, C. D., et al. European Resuscitation Council guidelines for resuscitation 2010 section 4. adult advanced life support. Resuscitation. 81 (10), 1305-1352 (2010).
  15. Cha, K. C., et al. Recovery from acute kidney injury is an independent predictor of survival at 30 days only after out-of-hospital cardiac arrest who were treated by targeted temperature management. Signa Vitae. 17 (2), 119-126 (2021).
  16. Park, Y. S., et al. Recovery from acute kidney injury as a potent predictor of survival and good neurological outcome at discharge after out-of-hospital cardiac arrest. Critical Care. 23 (1), 256(2019).
  17. Mah, K. E., et al. Acute kidney injury after in-hospital cardiac arrest. Resuscitation. 160, 49-58 (2021).
  18. Pelkey, T. J., et al. Minimal physiologic temperature variations during renal ischemia alter functional and morphologic outcome. Journal of Vascular Surgery. 15 (4), 619-625 (1992).
  19. Kim, H., et al. Effect of different combinations of initial body temperature and target temperature on neurological outcomes in out-of-hospital cardiac arrest patients treated with targeted temperature management. Signa Vitae. , 1-7 (2022).
  20. Wyss, J. C., et al. Differential effects of the mitochondria-active tetrapeptide SS-31 (D-Arg-dimethylTyr-Lys-Phe-NH2) and its peptidase-targeted prodrugs in experimental acute kidney injury. Frontiers in Pharmacology. 10, 1209(2019).
  21. Wang, Y., Wang, B., Qi, X., Zhang, X., Ren, K. Resveratrol protects against post-contrast acute kidney injury in rabbits with diabetic nephropathy. Frontiers in Pharmacology. 10, 833(2019).
  22. Li, S., Yu, L., He, A., Liu, Q. Klotho inhibits unilateral ureteral obstruction-induced endothelial-to-mesenchymal transition via TGF-beta1/Smad2/Snail1 signaling in mice. Frontiers in Pharmacology. 10, 348(2019).
  23. Godoy, J. R., Watson, G., Raspante, C., Illanes, O. An effective mouse model of unilateral renal ischemia-reperfusion injury. Journal of Visualized Experiments. (173), e62749(2021).
  24. Chen, Q., et al. SIRT1 mediates effects of FGF21 to ameliorate cisplatin-induced acute kidney injury. Frontiers in Pharmacology. 11, 241(2020).
  25. Li, H. D., et al. Application of herbal traditional Chinese medicine in the treatment of acute kidney injury. Frontiers in Pharmacology. 10, 376(2019).
  26. Grenz, A., et al. Use of a hanging-weight system for isolated renal artery occlusion during ischemic preconditioning in mice. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 292, 475-485 (2007).
  27. Gao, Q., et al. Accumulated epinephrine dose is associated with acute kidney injury following resuscitation in adult cardiac arrest patients. Frontiers in Pharmacology. 13, 806592(2022).
  28. Oh, Y. T., et al. Vasoactive-inotropic score as a predictor of in-hospital mortality in out-of-hospital cardiac arrest. Signa Vitae. 15 (2), 40-44 (2019).
  29. Burne-Taney, M. J., et al. Acute renal failure after whole body ischemia is characterized by inflammation and T cell-mediated injury. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 285 (1), 87-94 (2003).
  30. Adams, J. A., et al. Periodic acceleration (pGz) prior to whole body ischemia reperfusion injury provides early cardioprotective preconditioning. Life Sciences. 86 (19-20), 707-715 (2010).
  31. Gaut, J. P., Liapis, H. Acute kidney injury pathology and pathophysiology: a retrospective review. Clinical Kidney Journal. 14 (2), 526-536 (2021).
  32. Hesketh, E. E., et al. Renal ischaemia reperfusion injury: a mouse model of injury and regeneration. Journal of Visualized Experiments. (88), e51816(2014).
  33. Wei, Q., Dong, Z. Mouse model of ischemic acute kidney injury: technical notes and tricks. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 303 (11), 1487-1494 (2012).
  34. Wei, Q., Dong, Z. Regulation and pathological role of bid in ischemic acute kidney injury. Renal Failure. 29 (8), 935-940 (2007).
  35. Grenz, A., et al. Use of a hanging-weight system for isolated renal artery occlusion. Journal of Visualized Experiments. (53), e2549(2011).
  36. Skrypnyk, N. I., Harris, R. C., de Caestecker, M. P. Ischemia-reperfusion model of acute kidney injury and post injury fibrosis in mice. Journal of Visualized Experiments. (78), e50495(2013).
  37. Han, S. J., Lee, H. T. Mechanisms and therapeutic targets of ischemic acute kidney injury. Kidney Research and Clinical Practice. 38 (4), 427-440 (2019).
  38. Huang, C. W., et al. A novel caffeic acid derivative prevents renal remodeling after ischemia/reperfusion injury. Biomedicine & Pharmacotherapy. 142, 112028(2021).
  39. Spoelstra-de Man, A. M. E., Oudemans-van Straaten, H. M. Acute kidney injury after cardiac arrest: the role of coronary angiography and temperature management. Critical Care. 23 (1), 193(2019).
  40. Burne, M. J., Haq, M., Matsuse, H., Mohapatra, S., Rabb, H. Genetic susceptibility to renal ischemia reperfusion injury revealed in a murine model. Transplantation. 69 (5), 1023-1025 (2000).
  41. Muller, V., et al. Sexual dimorphism in renal ischemia-reperfusion injury in rats: possible role of endothelin. Kidney International. 62 (4), 1364-1371 (2002).
  42. Schmitt, R., Marlier, A., Cantley, L. G. Zag expression during aging suppresses proliferation after kidney injury. Journal of the American Society of Nephrology. 19 (12), 2375-2383 (2008).
  43. Oxburgh, L., de Caestecker, M. P. Ischemia-reperfusion injury of the mouse kidney. Methods in Molecular Biology. 886, 363-379 (2012).
  44. Delbridge, M. S., Shrestha, B. M., Raftery, A. T., El Nahas, A. M., Haylor, J. L. The effect of body temperature in a rat model of renal ischemia-reperfusion injury. Transplantation Proceedings. 39 (10), 2983-2985 (2007).
  45. IBM Micromedx, I. Phenobarbital sodium. IBM Corporation. , Available from: https://www-micromedexsolutions-com.autorpa.mmh.org.tw/micromedex2/librarian/CS/53C834/ND_PR/evidencexpert/ND_P/evidencexpert/DUPLICATIONSHIELDSYNC/51EFF0/ND_PG/evidencexpert/ND_B/evidencexpert/ND_AppProduct/evidencexpert/ND_T/evidencexpert/PFActionId/evidencexpert.DoIntegratedSearch?SearchTerm=Phenobarbital+Sodium&fromInterSaltBase=true&UserMdxSearchTerm=%24userMdxSearchTerm&false=null&=null# (2022).
  46. IBM Micromedx, Isoflurane. IBM Corporation. , Available from: https://www-micromedexsolutions-com.autorpa.mmh.org.tw/micromedex2/librarian/PFDefaultActionId/evidencexpert.DoIntegratedSearch?navitem=headerLogout# (2022).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи