Методическая статья

Индукция дегенерации межпозвоночного диска поясничного отдела у кроликов через трансабдоминальный доступ

857 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/65409

⸱

6 октября 2023 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Orthopedic Surgery, Xingtai General Hospital of North China Medical Health Group, 2Orthopaedic Research Institute of Xingtai, 3Medical School, Faculty of Medicine, The University of Queensland, 4School of Chemical Engineering, The University of Queensland, 5Department of Spine Surgery, The Third Hospital of Hebei Medical University

В этой статье

Краткое содержание

Здесь мы опишем хирургический протокол с использованием пункции иглой для установления дегенерации поясничного диска кролика с помощью трансабдоминального доступа. Радиологические обследования и гистологические анализы были использованы для подтверждения успешного установления дегенерации межпозвоночного диска поясничного отдела.

Аннотация

Боль в пояснице является чрезвычайно распространенной медицинской проблемой среди населения во всем мире. Одним из основных факторов боли в пояснице является дегенерация межпозвоночных дисков (IVD). Идеальная животная модель дегенерации IVD имеет важное значение для изучения патофизиологии боли в пояснице и изучения потенциальных терапевтических стратегий. Модели кроликов – это надежные, экономичные и легко устанавливаемые модели животных. Забрюшинный подход широко используется для индуцирования дегенерации IVD на моделях кроликов. Тем не менее, сообщается об осложнениях, связанных с этой техникой, таких как отрыв сегментарных артерий и повреждение нервных корешков. В этой статье мы стремимся показать хирургический протокол с использованием пункции иглой для установления дегенерации поясничного диска кролика с помощью трансабдоминального доступа. Следовательно, рентгенологические проверки и гистологические анализы показали, что у кроликов успешно установлена дегенерация поясничного диска. Этот хирургический протокол обеспечивает точное расположение целевых дисков и высокую воспроизводимость моделей дегенерации IVD с меньшим количеством осложнений.

Введение

Боль в пояснице (LBP) является основной причиной инвалидности во всем мире1. Дегенерация межпозвоночных дисков (МВД) является одной из основных причин LBP 2,3,4. IVDD является сложным и не до конца изученным многофакторным процессом, который может быть ускорен различными факторами окружающей среды и биологическими факторами 5,6,7. Патологические изменения ИВБД характеризуются дезорганизованной структурой ИВД, снижением содержания воды в пульпозном ядре и деградацией окружающего внеклеточного матрикса 8,9. Животные модели IVDD важны для исследований, связанных с IVD 9,10,11.

До сих пор были созданы различные животные модели IVDD, чтобы имитировать прогрессирование IVDD у людей. Крупные животные, такие как крупный рогатый скот, овцы, козы, собаки и приматы, имеют некоторое сходство с человеком с точки зрения размера диска и клеточного состава вырожденного диска (отсутствие хордовых клеток, таких как у овец и коз)12. Тем не менее, эти большие модели обычно не используются из-за высокой стоимости, длительного экспериментального периода, плохой воспроизводимости и более сложных навыков, необходимых для установления вырождения вэтих моделях. Напротив, модели мелких животных, таких как крысы, мыши и кролики, широко используются в исследованиях, связанных с IVD, потому что они проще в эксплуатации, экономически эффективныи надежны. Размер диска у кролика больше, чем у мыши или крысы, и, таким образом, у кроликов больше дискового пространства для манипуляций. Кроме того, кролики имеют высокую степень гомологии с человеческими IVD из-за схожего анатомического строения позвоночника (фасеточные суставы, паравертебральные мышцы и связки)14,15. Следовательно, кролики более чем другие мелкие животные подходят для создания моделей IVDD.

Животные модели IVDD включают механические модели (сжатие, нестабильность), структурные модели (травмы, химические) и животные модели спонтанной дегенерации16. Модели IVDD у кроликов обычно создаются путем индуцирования травмы с использованием двух различных хирургических подходов - трансабдоминального доступа17и забрюшинного доступа18. Забрюшинный подход с пункцией иглой в целевые МВД широко используется, но этот подход может вызвать множество осложнений, таких как авульсия сегментарных артерий и повреждение нервных корешков18,19. В данной статье мы сообщаем о модели IVDD у кроликов, индуцированной пункцией иглой IVD с помощью трансабдоминального подхода, с целью обеспечения простого и воспроизводимого метода установления IVDD у кроликов.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Протокол эксперимента был одобрен Комитетом по уходу за животными и их использованию больницы общего профиля Синтай Северо-Китайской медицинской группы здравоохранения (номер одобрения: ZCKT-2021-0009). В этом исследовании использовались здоровые скелетно-зрелые новозеландские белые кролики (самка, 1 год, 3-5 кг).

1. Предоперационная подготовка

  1. Голодайте кроликов и лишайте их воды в течение 6-8 ч до общего наркоза.
  2. Взвесьте кролика.
  3. Промокните ухо 70% этанолом с помощью марлевой губки.
  4. Нанесите на уши местный обезболивающий крем.
  5. Надавите на основание уха, чтобы расширить краевую вену уха.
  6. Усыпляют кроликов с помощью мидазолама (1-2 мг/кг) путем введения в краевую ушную вену20.
  7. Вводите ингаляционную анестезию с помощью маски. Установите скорость кислорода на 1 л/мин и концентрацию изофлурана на 4%-5%, чтобы вызвать анестезию.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы оценить глубину анестезии, вытяните заднюю лапу животного прямо и сильно зажмите ногу большим и указательным пальцами. Животных не следует оперировать до тех пор, пока рефлекс отмены не ослабнет21.
  8. Поддерживайте концентрацию изофлурана на уровне 2,5%-3,5% (в зависимости от веса кролика).

2. Интраоперационные процедуры

  1. Перед началом хирургической процедуры проведите автоклавирование хирургических инструментов (зажим для сосудов/щипцов, тканевые ножницы, ножницы для швов, рукоятка скальпеля, лезвие скальпеля #22, двустороннее ручное ретрактор, стерильная марля, рассасывающийся шов 3-0, нерассасывающийся плетеный шовный материал 4-0, иглодержатель, арахисовая марля [марля в форме шара ручной работы], шприц объемом 5 мл, шприц 1 мл, игла 16 G, игла 26 G, стопор глубиной 5 мм) перед началом хирургической процедуры.
  2. Простерилизуйте операционный стол 75% спиртом.
  3. С помощью электрической бритвы и пасты для депиляции выбрейте область, определенную от нижнего ребра до уровня гребня подвздошной кости на брюшной стороне кролика.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Не повреждайте соски.
  4. Расположите кролика на операционном столе на спине и закрепите конечности.
  5. Возьмите линию гребня подвздошной кости с обеих сторон за середину и проведите линию на 2 см выше и ниже в качестве ориентиров для места хирургического разреза. Отметьте эти ориентиры стерильной ручкой.
  6. Дважды продезинфицируйте кожу раствором повидон-йода. Наденьте стерильную фенестрированную квадратную простыню на операционное место и большую квадратную простыню, чтобы накрыть операционный стол. Поддерживайте строгую асептическую среду на протяжении всей процедуры.
  7. Введите 2 мл 2% лидокаина подкожно перед хирургическим разрезом для облегчения послеоперационной боли.
  8. Сделайте разрез вдоль ориентиров с помощью лезвия скальпеля #22 и тупо отделите фасцию, мышцу и брюшную стенку с помощью изогнутых щипцов и тканевых ножниц.
  9. Вводите в брюшную полость до тех пор, пока не будет виден мочевой пузырь. С помощью двустороннего ручного втягивающего устройства осторожно потяните мочевой пузырь и другие органы кишечной полости влево. Затем найдите разветвление подвздошной вены и примите его за точку отметки для диска L5-6 под ней.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Будьте внимательны, чтобы не повредить органы брюшной полости, особенно кишечник.
  10. Пальцем коснитесь пульсирующей на правой стороне позвоночника брюшной аорты и потяните кровеносные сосуды и органы влево.
  11. После манипуляций с выступающим диском (L5-6) разрежьте заднюю брюшину, а затем с помощью арахисовой марли тупо рассеките предпозвоночную мышечную ткань.
  12. Чтобы подтвердить правильный уровень целевого диска и направление иглы, с помощью иглы 26 G проколите позвонки рядом с целевым диском и проверьте это под руководством С-дуги.
  13. После определения местоположения целевого диска поместите кончик иглы 16 G параллельно верхней и нижней торцевым пластинам хряща. Затем с помощью кончика иглы проколите центр IVD на глубину до 5 мм (с помощью пробки), удерживая в течение 30 с.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Сделайте рентген поясничного отдела спереди и латерально, чтобы проверить, находится ли положение кончика иглы в центре IVD и параллельно ли направление кончика иглы верхней и нижней торцевым пластинам соответственно.
  14. Повторите ту же процедуру для следующего диска L6-7.
  15. Используйте теплый физиологический раствор для орошения брюшной полости и проверьте кровотечение перед закрытием разреза.
  16. Выполните многослойное закрытие. Используйте синтетические рассасывающиеся шовные материалы 3-0 для непрерывного закрытия фасциального слоя. Сшивайте кожу на всю толщину с помощью 4-0 нерассасывающихся плетеных нитей.
  17. Выключите вапорайзер и прекратите действие анестезии. Держите кролика под постоянным наблюдением в метаболической клетке до тех пор, пока он не сможет нормально двигаться.

3. Послеоперационное ведение

  1. Цефтриаксона натрия (25 мг/кг) вводят внутримышечно сразу после операции.
  2. Позвольте животным свободно двигаться и кормиться. Продолжайте наблюдать за признаками любых неврологических осложнений, таких как паралич ног, проблемы с мочеиспусканием и дефекацией или осложнения со стороны пищеварительной системы.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Трансабдоминальный подход был валидирован в нашем предыдущем исследовании для создания моделей кроликов IVDD22. Рентгенография и магнитно-резонансная томография (МРТ) были выполнены на 4-й, 12-й и16-й неделях после операции. Рентгенограммы показали, что высота МВД L5-6 и L6-7 постепенно уменьшалась в течение 16 недель после операции пункции иглой (рис. 1А). DHI в группе пункции иглой снизилась на4-й,12-й и16-...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Важнейшими шагами в этом протоколе являются защита органов брюшной полости, идентификация целевых дисков, а также положение и направление иглы. L5-6 IVD находится чуть ниже бифуркации подвздошной вены, а L6-7 IVD определяется на основании положения, параллельного подвздошному гребню. Эти два маркера обеспечивают точное позиционирование межпозвоночного диска и повышают точность и повторяемость операции, что является одним из основных преимуществ трансабдоминального подхода. Когда игла про...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы заявляют об отсутствии конкурирующих интересов или отношений, которые могут привести к каким-либо конфликтам.

Благодарности

Это исследование было поддержано Фондом естественных наук провинции Хэбэй (No H2021108006).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
#22 лезвие скальпеляHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.AA6468Нет
игла 16-G, игла 26-GZhejiang Kangkang MEDICAL-DEVICES Co., Ltd.305111Нет
3-0 рассасывающийся шовный материалHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.V500431Нет
4-0 нерассасывающийся плетеный шовный материалHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.R413None
Шприц 5 мл, шприц 1 млZhejiang Kangkang MEDICAL-DEVICES Co., Ltd.301942Нет
Двустороннее ручное втягивающее устройствоHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.60002066None
Midazolam Ичанг Хьюманвелл Фармасьютикал Ко., Лтд.M-908CAS
ИглодержательHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.HC00505336
Нет Арахисовая марляIn-houseNoneРучная марля в форме шара
RabbitTonghui ulture Общество с ограниченной ответственностью SCXK2016--002Нет
Ручка скальпеляHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.AM5100678
Нет ПробкаСобственнаяНетГлубина 5 мм 
Ножницы для салфетокHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.HC00505422
Нет ВапорайзерApollo Management L.P.BW-AM503
Зажим / щипцы для сосудовHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.AM5102194Нет
без

Ссылки

  1. Hartvigsen, J., et al. What low back pain is and why we need to pay attention. The Lancet. 391 (10137), 2356-2367 (2018).
  2. Simon, J., McAuliffe, M., Shamim, F., Vuong, N., Tahaei, A. Discogenic low back pain. Physical Medicine and Rehabilitation Clinics of North America. 25 (2), 305-317 (2014).
  3. Livshits, G., et al. Lumbar disc degeneration and genetic factors are the main risk factors for low back pain in women: The UK twin spine study. Annals of the Rheumatic Diseases. 70 (10), 1740-1745 (2011).
  4. Yang, S., Zhang, F., Ma, J., Ding, W. Intervertebral disc ageing and degeneration: The antiapoptotic effect of oestrogen. Ageing Research Reviews. 57, 100978(2020).
  5. Daly, C., Ghosh, P., Jenkin, G., Oehme, D., Goldschlager, T. A review of animal models of intervertebral disc degeneration: Pathophysiology, regeneration, and translation to the clinic. BioMed Research International. 2016, 5952165(2016).
  6. Li, Z., Gao, X., Ding, W., Li, R., Yang, S. Asymmetric distribution of Modic changes in patients with lumbar disc herniation. European Spine Journal. 32 (5), 1741-1750 (2023).
  7. Huo, Y., et al. Incidence and risk factors of lumbar plexus injury in patients undergoing oblique lumbar interbody fusion surgery. European Spine Journal. 32 (1), 336-344 (2023).
  8. Urban, J. P., Roberts, S. Degeneration of the intervertebral disc. Arthritis Research & Therapy. 5 (3), 120-130 (2003).
  9. Adams, M. A., Roughley, P. J. What is intervertebral disc degeneration, and what causes it. Spine (Phila Pa 1976). 31 (18), 2151-2161 (2006).
  10. Singh, K., Masuda, K., An, H. S. Animal models for human disc degeneration. The Spine Journal. 5 (6 Suppl), 267s-279s (2005).
  11. Mern, D. S., Walsen, T., Beierfuß, A., Thomé, C. Animal models of regenerative medicine for biological treatment approaches of degenerative disc diseases. Experimental Biology and Medicine (Maywood, N. J.). 246 (4), 483-512 (2021).
  12. Alini, M., et al. Are animal models useful for studying human disc disorders/degeneration. European Spine Journal. 17 (1), 2-19 (2008).
  13. Qian, J., et al. Selection of the optimal puncture needle for induction of a rat intervertebral disc degeneration model. Pain Physician. 22 (4), 353-360 (2019).
  14. Kroeber, M. W., et al. New in vivo animal model to create intervertebral disc degeneration and to investigate the effects of therapeutic strategies to stimulate disc regeneration. Spine (Phila Pa 1976). 27 (23), 2684-2690 (2002).
  15. Wang, Y., et al. Puncture intervertebral disc degeneration model: A standard on rabbit. Journal of Hard Tissue Biology. 29 (4), 223-230 (2020).
  16. Lotz, J. C. Animal models of intervertebral disc degeneration: lessons learned. Spine (Phila Pa 1976). 29 (23), 2742-2750 (2004).
  17. Lei, T., et al. A novel approach for the annulus needle puncture model of intervertebral disc degeneration in rabbits. American Journal of Translational Research. 9 (3), 900-909 (2017).
  18. Moss, I. L., et al. Retroperitoneal approach to the intervertebral disc for the annular puncture model of intervertebral disc degeneration in the rabbit. The Spine Journal. 13 (3), 229-234 (2013).
  19. Zhang, Y., et al. Allogeneic articular chondrocyte transplantation downregulates interleukin 8 gene expression in the degenerating rabbit intervertebral disk in vivo. American Journal of Physical Medicine & Rehabilitation. 94 (7), 530-538 (2015).
  20. Inglis, S., Strunk, A. Rabbit anesthesia. Lab Animal (NY). 38 (3), 84-85 (2009).
  21. Greenfield, E. A. Administering anesthesia to rabbits. Cold Spring Harbor Protocols. 2018 (9), (2018).
  22. Yang, K., et al. Comparisons between needle puncture and chondroitinase ABC to induce intervertebral disc degeneration in rabbits. European Spine Journal. 31 (10), 2788-2800 (2022).
  23. Hoogendoorn, R. J., Wuisman, P. I., Smit, T. H., Everts, V. E., Helder, M. N. Experimental intervertebral disc degeneration induced by chondroitinase ABC in the goat. Spine (Phila Pa 1976). 32 (17), 1816-1825 (2007).
  24. Pfirrmann, C. W., Metzdorf, A., Zanetti, M., Hodler, J., Boos, N. Magnetic resonance classification of lumbar intervertebral disc degeneration. Spine (Phila Pa 1976). 26 (17), 1873-1878 (2001).
  25. Masuda, K., et al. A novel rabbit model of mild, reproducible disc degeneration by an anulus needle puncture: correlation between the degree of disc injury and radiological and histological appearances of disc degeneration. Spine. (Phila Pa 1976). 30 (1), 5-14 (2005).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Видео скоро будет доступно

Похожие статьи