В этом исследовании представлена уникальная процедура тупого препарирования для сохранения целостности желе Уортона (WJ), что приводит к меньшему повреждению WJ и большему количеству и жизнеспособности собранных мезенхимальных стволовых клеток (МСК). Метод демонстрирует превосходный выход и пролиферативную способность по сравнению с обычными методами острого рассечения.
Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.
Методическая статья
Выделение мезенхимальных стволовых клеток, полученных из пуповины, с высоким выходом и низким уровнем повреждения
В этой статье
Краткое содержание
Аннотация
Мезенхимальные стволовые клетки (МСК) представляют собой популяцию мультипотентных клеток с замечательными регенеративными и иммуномодулирующими свойствами. Желе Уортона (WJ) из пуповины (ЯК) вызывает все больший интерес в биомедицинской области как выдающийся источник МСК. Тем не менее, возникли такие проблемы, как ограниченное предложение и отсутствие стандартизации в существующих методах. В данной статье представлен новый метод повышения выхода МСК путем отсечения неповрежденного МСК от пуповины. Метод использует тупое рассечение для удаления эпителиального слоя, сохраняя целостность всего МСК и приводя к увеличению количества и жизнеспособности собранных МСК. Такой подход значительно снижает отходы WJ по сравнению с обычными методами острого рассечения. Чтобы обеспечить чистоту WJ-MSC и свести к минимуму внешнее клеточное воздействие, была проведена процедура с использованием внутреннего натяжения для отслаивания эндотелия после переворачивания ЯК. Кроме того, чашка Петри была перевернута на короткое время во время культивирования эксплантов для улучшения прикрепления и роста клеток. Сравнительный анализ продемонстрировал превосходство предложенного метода, показав более высокий выход WJ и WJ-MSC с лучшей жизнеспособностью по сравнению с традиционными методами. Сходная морфология и характер экспрессии маркеров клеточной поверхности в обоих методах подтверждают их характерность и чистоту для различных применений. Этот метод обеспечивает высокопродуктивный и высокожизнеспособный подход к выделению WJ-MSC, демонстрируя большой потенциал для клинического применения МСК.
Введение
С момента первого выделения мезенхимальных стволовых клеток (МСК) из желе Уортона (WJ) в 1991 году, эти мультипотентные стволовые клетки привлекли значительное внимание исследователей благодаря своим регенеративным свойствами способности к многолинейной дифференцировке. МСК могут быть выделены из различных источников, включая костный мозг, периферическую кровь, пульпу зубов, жировую ткань, ткани плода (аборт человека) и ткани, связанные с рождением2. Пуповина (ЯК) стала многообещающим резервуаром благодаря своей неинвазивной природе, обильному выходу клеток и способности к дифференцировке, демонстрируя высокую скорость пролиферации, потенциал дифференцировки и свойства иммунной модуляции3. МСК плода обладают сильными стволовыми и иммунными свойствами, что делает их предметом клинических испытаний и фундаментальных исследований, проводимых в течение последних двух десятилетий 2,4,5. МСК, полученные из ЯК, обладают превосходным терапевтическим потенциалом по сравнению с другими источниками МСК, такими как костный мозг или жировая ткань 6,7.
ЯК состоит из амниотического эпителия, трех сосудов (двух артерий и одной вены) и студенистого вещества, известного как WJ3. Интересно, что ЯК представляет собой простую сосудистую сеть, состоящую только из эндотелия и мезотелия, но не из adventitia оболочки; WJ не содержит лимфы или нервов8. UC имеет уникальную структуру, идеально подходящую для сегментного разделения. UC-MSC в основном расположены в WJ. МСК могут быть выделены из различных компартментов WJ, включая амнион, субамнион (амнион и субамнион также обозначаются как область выстилки пуповины) и периваскулярную область WJ8. Каждый участок WJ имеет свою структуру, иммуногистохимические характеристики и функцию 3,6.
МСК, выделенные из WJ ЯК, широко рассматриваются как обладающие более высокой клинической полезностью по сравнению с МСК из других регионов3. WJ-МСК широко изучались в доклинических и клинических условиях для лечения различных заболеваний благодаря их многолинейному дифференцировочному потенциалу, иммуномодулирующим свойствам, паракринным эффектам, противовоспалительным эффектам и иммунопривилегированнымсвойствам 2,3. Было доказано, что WJ-MSC многообещающе подходят для лечения целого ряда заболеваний, включая реакцию «трансплантат против хозяина» (РТПХ), отторжение трансплантата, болезнь Крона, аутоиммунные заболевания и сердечно-сосудистые заболевания 9,10,11,12,13,14. Поскольку клинический спрос на МСК-пуповины продолжает расти, дефицит предложения пуповины в настоящее время является препятствием для их широкого применения.
Выход WJ-МСК зависит от метода, используемого для клеточной экстракции15. В то время как WJ-МСК могут быть выделены с помощью культуры эксплантов или ферментного расщепления, последний метод имеет более длительное время распространения, что может увеличить риск повреждения клеток и снизить жизнеспособность клеток16. Тем не менее, многочисленные исследования показали, что метод культивирования эксплантов увеличивает выход и жизнеспособность клеток, и что паракринные факторы, высвобождаемые из тканей экспланта, такжеспособствуют пролиферации клеток.
В этом исследовании был применен уникальный подход к препарированию для получения целых WJ, в результате чего были получены МСК с повышенной пролиферативной способностью, жизнеспособностью и количеством, при этом минимизируя повреждение WJ. Этот инновационный метод предлагает оптимизированную стратегию изоляции WJ-MSC, удовлетворяя критические потребности в приложениях MSC.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Протокол
Образцы были получены от здоровых доноров из Шэньчжэньской районной больницы матери и ребенка Лунган, провинция Гуандун, Китай. Использование человеческих образцов для исследования было одобрено Комитетом по этике больницы Шэньчжэня Пекинского университета китайской медицины (SZLDH2020LSYM-095) и Комитетом по медицинской этике Шэньчжэньской районной больницы матери и ребенка Лунган (LGFYYXLLS-2020-005). Все эксперименты проводились в соответствии с утвержденными методическими рекомендациями. Подробная информация об используемых реагентах и оборудовании приведена в Таблице материалов.
1. Забор пуповины человека
- Получить образцы пуповины человека из больницы кооператива в стерильных условиях.
ПРИМЕЧАНИЕ: Выбирайте донора в возрасте до 35 лет, предпочтительно первородящего, без гепатита, заболеваний, передающихся половым путем, или генетических нарушений. Результаты обследования при поступлении на вирус гепатита В, вирус гепатита С и цитомегаловирус должны быть отрицательными. Выберите кесарево сечение в качестве способа доставки. - Выберите прямой и неповрежденный кусок UC длиной примерно 10-15 см.
- Закройте оба конца кровоостанавливающими щипцами и перевяжите хирургическими узлами на внутреннем конце между щипцами сразу после рождения доношенного новорожденного путем кесарева сечения. (собран ЯК, как показано на рисунке 1, шаг 1).
ПРИМЕЧАНИЕ: Операция кесарева сечения обеспечивает стерильность сбора. Используйте хирургические узлы размера 0 или 2-0 швов для лучшей прочности на разрыв. - Перережьте перевязанную пуповину между щипцами и узлами с помощью хирургических ножниц (рисунок 1, шаг 1).
- Промойте его солевым раствором, чтобы удалить любые загрязняющие сгустки крови на поверхности, и немедленно переложите в стерильную пластиковую пробирку объемом 50 мл, содержащую 20 мл стерильного фосфатно-солевого буфера (PBS).
ПРИМЕЧАНИЕ: Во время переноса антибиотик не использовался. - Закройте трубку. Поместите его на лед в полистирольную коробку и храните при температуре 4 °C перед транспортировкой в лабораторию.
ПРИМЕЧАНИЕ: Рассеките шнур в течение 4 часов после сбора.
2. Выделение студня Уортона из пуповины
- Обработайте пуповину, выполнив следующие действия:
- Подготовьте стерилизованный лоток с хирургическими инструментами, асептически упакованные посуды 90 мм, пипетки объемом 1000 мкл, стерильный PBS, 75% раствор этанола и питательную среду для человека MSC, не содержащую ксено.
ПРИМЕЧАНИЕ: Зубчатые щипцы и противомоскитные зажимы позволяют эффективно обрабатывать скользкий шнур. - Обеззаражьте необходимые предметы и рабочую зону перед помещением предметов в шкаф биобезопасности.
ПРИМЕЧАНИЕ: Дайте воздуху в рабочей зоне продуться в течение нескольких минут перед началом работы. - Продезинфицируйте поверхность пробирки и переместите образец в чашку Петри в шкафу биобезопасности. Погрузите образец с узлами в 75% этанол на 30 с, а затем многократно промойте его стерильным PBS в новой чашке Петри.
ПРИМЕЧАНИЕ: Перед погружением в 75% этанол шнур должен быть перевязан, а время погружения должно быть ограничено от 30 с до 1 минуты для полной дезинфекции шнура без повреждений. - Отрежьте узлы и хирургическими ножницами и щипцами разрежьте шнур между двумя узлами поперечно на короткие кусочки длиной около 2 см.
ПРИМЕЧАНИЕ: Концы шнура с узлами следует утилизировать. Длина UC не должна быть слишком длинной или слишком короткой; Оба условия могут увеличить сложность операции. - Перфузируйте вену (более крупный сосуд) с помощью PBS с помощью пипеток объемом 1000 мкл до тех пор, пока жидкость, выходящая с другого конца каната, не станет полностью прозрачной19.
- Подготовьте стерилизованный лоток с хирургическими инструментами, асептически упакованные посуды 90 мм, пипетки объемом 1000 мкл, стерильный PBS, 75% раствор этанола и питательную среду для человека MSC, не содержащую ксено.
- Рассеките пуповину.
- Переложите один из уже нарезанных кусочков в новую чашку Петри.
ПРИМЕЧАНИЕ: Две артерии и одна вена должны быть видимы на поперечном сечении8 (Рисунок 2B). - Добавьте соответствующее количество PBS, чтобы шнур оставался влажным на протяжении всей операции.
- Обхватите спинной мозг щипцами и вытяните артерии вдоль его главной оси с помощью противомоскитных зажимов.
ПРИМЕЧАНИЕ: Старайтесь тянуть с другого конца спинного мозга, если артерия была оторвана, так как стенка артерии обладает большой эластичностью. - Зафиксируйте пуповину горизонтально более толстой стороной вверх, вставив одно лезвие щипцов в пупочную вену, а затем плотно зажав, обеспечив зажим щипцов на более толстой стороне.
- Сделайте линейный разрез на слое околоплодных вод от одного конца до другого по краю другого лезвия щипцов с помощью скальпеля (рисунок 3).
ПРИМЕЧАНИЕ: Сохраняйте целостность желе Уортона, обрезая как можно меньше WJ. - Начните с одного угла режущего зазора. Приподнимите угол околоплодного эпителия зубчатыми зажимами и продолжайте резать горизонтально немного дальше роговичными ножницами по внутренней поверхности эпителия.
- Отделите желе Уортона и амниотический эпителий с помощью зажимов и постепенно расширяйте на весь круг одного конца ЯК. Снимите эпителиальный слой вдоль (рисунок 3).
ПРИМЕЧАНИЕ: Студень Уортона представляет собой слизистую соединительную ткань, окруженную плотным амниотическимэпителием8. Вся операция должна быть гладкой, но при возникновении трудностей во время пилинга можно использовать противомоскитные зажимы для тупого вскрытия.
- Отделите желе Уортона и амниотический эпителий с помощью зажимов и постепенно расширяйте на весь круг одного конца ЯК. Снимите эпителиальный слой вдоль (рисунок 3).
- Вставьте оба лезвия щипцов внутрь вены, зажмите порцию WJ, а затем выверните ее наизнанку, чтобы обнажить эпителий пупочной вены (рисунок 3).
- Отшелушивать эпителий вены легко, так как внутреннее напряжение создает разделение между эпителием вены и периваскулярным WJ (рис. 3).
- Переложите один из уже нарезанных кусочков в новую чашку Петри.
- Препарируйте ЯК с помощью традиционного метода сравнения20.
- Выберите другой уже срезанный образец почти того же веса, что и предыдущий шнур и перенесите его в новую чашку Петри.
- Разрежьте вдоль пупочной вены продольно ножницами и раздвиньте ЯК, чтобы обнажить сосуды и ЖК.
- Удалите пупочную вену и две артерии, а также отрежьте WJ от эндотелиального слоя ножницами и скальпелем.
3. Выделение и культивирование ЯК-МСК
- Поместите собранный WJ в заранее помеченную чашку Петри диаметром 90 мм и разрежьте ее на кусочки по 1-3 мм с помощью ножниц и щипцов.
- Переверните чашку с крышкой на дне и поместите ее в инкубатор с 5%CO2 при температуре 37 °C на 30 минут, чтобы укрепить крепление между частями и пластиковой поверхностью.
- Переверните чашку и аккуратно добавьте соответствующее количество питательной среды для МСК для дальнейшего культивирования.
ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте самую низкую скорость, чтобы убедиться, что детали все еще прикреплены. - Меняйте питательную среду для человека каждые 3 дня. Замените две трети среды и наблюдайте за появлением вырастания фиброзных клеток каждые 2 дня в течение первых 7 дней, меняйте полную среду и наблюдайте за ней ежедневно в дальнейшем.
ПРИМЕЧАНИЕ: Избегайте перемещения чашки Петри в течение первых 7 дней. Выраженный рост фибробластоподобных клеток наблюдался примерно через 4 дня. - Субкультура до слияния достигает 80%.
ПРИМЕЧАНИЕ: Этот шаг занимает 7-10 дней.- Предварительно нагрейте PBS, 0,25% трипсина и культуру MSC человека, не содержащую ксеносов, до 37 °C на водяной бане.
- После отсасывания надосадочной жидкости с помощью пипеток промойте PBS и отделите клетки предварительно нагретым 0,25% трипсином до тех пор, пока клетки не смогут быть смещены постукиванием по чашке Петри.
- Инактивировать трипсин путем смешивания предварительно нагретой питательной среды МСК в соотношении 4:1, собрать клеточную суспензию и центрифугировать при 300 х г в течение 5 мин при 4 °С.
ПРИМЕЧАНИЕ: Эти клетки считаются проходом 0 (P0). - Надосадочную жидкость отбросить пипеткой, ресуспендировать клетки в культуральную среду МСК человека и инокулировать в новые чашки Петри с плотностью затравки 1х104 клеток/см2 для размножения .
- С помощью гемоцитометра подсчитайте общее количество клеток двух методов после амплификации при первом, втором и третьем пассаже. Определите морфологию клетки под микроскопом в первом, третьем и пятом пассажах.
Примечание: Морфология этих клеток должна быть схожа с клетками P0. - Используйте клетки на пятом проходе для проточной цитометрии и других экспериментов.
4. Экспрессия маркеров клеточной поверхности методом проточной цитометрии
- Отделите 5 (P5) клеток с 0,25% трипсина, промойте клетки буфером для окрашивания клеток и центрифугируйте при 300 x g в течение 5 минут при 4 °C. Ресуспендируйте гранулы с буфером для окрашивания клеток до 100 мкл каждая.
- Пометьте каждую пробирку и добавьте соответствующее количество антител, которые были конъюгированы с аллофикоцианином (APC), флуоресцеином изотиоцианатом (FITC) или фикоэритрином (PE): CD44-APC, CD73-APC, CD90-FIFC, CD105-FIFC, CD11B-PE, CD19-PE, CD43-PE, HLA-DR-PE в соответствии с инструкциями производителя21. Выдерживать 15-20 мин в темноте при комнатной температуре.
- Центрифугируйте окрашенные клетки при 300 x g в течение 5 минут при 4 °C, отасканируйте надосадочную жидкость с помощью пипетки и промойте один раз буфером для окрашивания клеток.
- Повторите центрифугирование и ресуспендирование клеток с 300 мкл буфера для окрашивания клеток.
- Пропустите клетки через проточный цитометр и проанализируйте окрашенные антителами клетки в соответствии с инструкциями производителя.
5. Определение кривой роста клеток методом подсчета клеток
- Получить одноклеточную суспензию клеток Р5 двумя способами путем их разведения в культуральной среде МСК человека.
- Засейте 8 000 клеток в лунку в 24-луночной пластине, всего засеивается 21 лунка каждого метода.
ПРИМЕЧАНИЕ: Перед посевом аккуратно перемешайте ячейки, обдувая и отсасывая пипетками. - Соберите ячеек из трех лунок через 24 ч посева. Проведите подсчет клеток с помощью гемоцитометра, чтобы вычислить среднее значение.
ПРИМЕЧАНИЕ: Встряхните планшет перед подсчетом клеток. Продолжительность встряхивания может быть увеличена, чтобы предотвратить образование клеточных агрегатов. - Повторяйте подсчет клеток каждые 24 часа в общей сложности в течение 7 дней. Постройте кривую роста с использованием времени (d) по оси X и количества клеток (x104/мл) по оси Y.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Результаты
Процедуры сбора и культивирования UC-MSC, а также их последующий анализ обобщены на рисунке 1. UC был аккуратно разделен на несколько секций с помощью уникального метода; конкретная схема работы основных процедур проиллюстрирована на рисунке 2. Рост клеток из культур эксплантов регулярно контролировался и регистрировался. Адгезивные веретенообразные клетки наблюдались примерно через 4 дня после культивирования эксплантов и все чаще приобретали вихревую форму. Эт...
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Обсуждение
МСК представляют собой динамичную область исследований с глубокими последствиями для регенеративной медицины22. Их уникальные свойства делают их центром научных исследований и обладают потенциалом для революции в лечении широкого спектра заболеваний и травм7. WJ-МСК представляют собой отдельную подгруппу МСК, которые могут быть получены из студенистой соединительной ткани в пределах ЯК, расположенной между межсосудистым и амниотическим эпителием23. К...
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Раскрытие информации
Авторы не сообщают о конфликте интересов.
Благодарности
Работа выполнена при финансовой поддержке Национального фонда естественных наук Китая (82172107), Фонда естественных наук провинции Гуандун, Китай (2021A1515011927, 2021A1515010918, 2020A1515110347), Шэньчжэньского фонда медицинских исследований (SMRF. D2301015), Шэньчжэньский муниципальный комитет по науке и технологическим инновациям (JCYJ20210324135014040, JCYJ20220530172807016, JCYJ20230807150908018, JCYJ20230807150915031) и Специальный фонд экономического и технологического развития района Лунган (LGKCYLWS2022007).
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Материалы
| Имя | Компания | Каталожный номер | Комментарии |
|---|---|---|---|
| Антитела к CD44 APC против человека | Биолегенда | ||
| 24-луночные клеточные культуральные планшеты | Thermo Scientific | 142475 | |
| APC античеловеческое антитело CD73 (Ecto-5'-нуклеотидаза) | Биолегенда | ||
| мыши APC IgG1, κ Изотип Ctrl (FC) Антитело | Biolegend | ||
| Автоклав | HIRAYAMA | HVE-50 | |
| Автоматический счетчик клеток | Countstar | FL-CD | |
| BAMBANKER Решение для криоконсервации | Wako | 302-14681 | |
| Буфер для окрашивания клеток | Biolegend | ||
| Центробежная машина | Eppendorf | 5424R | |
| Clean Bench | Shanghai ZhiCheng | C1112B | |
| CO2 Инкубатор | Thermo Scientific | HERAcell 150i | |
| D-PBS | Solarbio | D1040 | |
| Электротермостатическая дутьевая печь | Shanghai JingHong | DHG-9423A | |
| FITC античеловеческое антитело к CD105 | Биолегенда | ||
| FITC античеловеческое антитело к CD90 (Thy1) | Биолегенда | ||
| мыши FITC IgG1, κ Изотип Ctrl (FC) Антитело | Biolegend | 400110 | |
| Проточная цитометрия | Beckman | CytoFLEX | |
| гемоцитометр | Superior Marienfeld | 640410 | |
| Внутриклеточное окрашивание Пермеабилизация Промывочный буфер (10&раз;) | Биолегенда | ||
| Инвертированный биологический микроскоп | ZEISS | Axio Vert. A1 | |
| Резервуар для хранения жидкого азота | Thermo Scientific | CY50935-70 | |
| Нормальный физиологический раствор (NS) | Meilunbio | MA0083 | |
| PBS | Solarbio | P1032 | |
| PE антитела к человеку CD11b Biolegend | |||
| ПЭ антитела к человеческому CD19 | Биолегенда | ||
| ПЭ античеловеческое антитело к CD34 | Biolegend | ||
| ПЭ античеловеческое антитело к CD45 | Biolegend | 368510 | |
| PE антитела к HLA-DR к человеку | Биолегенда | ||
| PE Mouse IgG1, κ Изотип Ctrl (FC) Антитело | Biolegend | ||
| ПЭ мыши IgG2a, κ Изотип Ctrl (FC) Антитело | Biolegend | ||
| Прецизионные электронные весы | Satorius | PRACTUM313-1CN | |
| Машина для льда со снежинками | ZIEGRA | ZBE 30-10 | |
| стерилизованная 50 мл пластиковая туба | Greniner | 227270 | |
| Термостатическая водяная баня | Shanghai YiHeng | HWS12 | |
| Trypsin 1:250 | Solarbio | T8150 | |
| UltraGRO-Advanced | Helios | ||
| Система очистки сверхчистой и чистой воды | Milli-Q Milli-Q | Reference | |
| Xeno-Free Human MSC Culture Medium | FUKOKU |
Ссылки
- Abbaszadeh, H., et al. Regenerative potential of Wharton's jelly-derived mesenchymal stem cells: A new horizon of stem cell therapy. J Cell Physiol. 235 (12), 9230-9240 (2020).
- Liau, L. L., Ruszymah, B. H. I., Ng, M. H., Law, J. X. Characteristics and clinical applications of Wharton's jelly-derived mesenchymal stromal cells. Curr Res Transl Med. 68 (1), 5-16 (2020).
- Kim, D. -W., et al. Wharton's jelly-derived mesenchymal stem cells: Phenotypic characterization and optimizing their therapeutic potential for clinical applications. Int J Mol Sci. 14 (6), 11692-11712 (2013).
- Drobiova, H., et al. Wharton's jelly mesenchymal stem cells: A concise review of their secretome and prospective clinical applications. Front Cell Dev Biol. 11, 1211217(2023).
- Joerger-Messerli, M. S., et al. Mesenchymal stem cells from Wharton's jelly and amniotic fluid. Best Pract Res Cl Ob. 31, 30-44 (2016).
- Pera, M., Subramanian, A., Fong, C. -Y., Biswas, A., Bongso, A. Comparative characterization of cells from the various compartments of the human umbilical cord shows that the Wharton's jelly compartment provides the best source of clinically utilizable mesenchymal stem cells. Plos One. 10 (6), 0127992(2015).
- Petrenko, Y., et al. A comparative analysis of multipotent mesenchymal stromal cells derived from different sources, with a focus on neuroregenerative potential. Sci Rep. 10 (1), 4290(2020).
- Davies, J. E., Walker, J. T., Keating, A. Concise review: Wharton's jelly: The rich, but enigmatic, source of mesenchymal stromal cells. Stem Cells Transl Med. 6 (7), 1620-1630 (2017).
- Pan, Y., Wu, W., Jiang, X., Liu, Y. Mesenchymal stem cell-derived exosomes in cardiovascular and cerebrovascular diseases: From mechanisms to therapy. Biomed Pharmacother. 163, 114817(2023).
- Elshaer, S. L., Bahram, S. H., Rajashekar, P., Gangaraju, R., El-Remessy, A. B. Modulation of mesenchymal stem cells for enhanced therapeutic utility in ischemic vascular diseases. Int J Mol Sci. 23 (1), 249(2021).
- Wang, R., et al. Stem cell therapy for Crohn's disease: Systematic review and meta-analysis of preclinical and clinical studies. Stem Cell Res Ther. 12 (1), 463(2021).
- Shi, Y., et al. Immunoregulatory mechanisms of mesenchymal stem and stromal cells in inflammatory diseases. Nat Rev Nephrol. 14 (8), 493-507 (2018).
- Kassem, D. H., Kamal, M. M. Wharton's jelly MSCs: Potential weapon to sharpen for our battle against DM. Trends Endocrinol Metab. 31 (4), 271-273 (2020).
- Saleh, M., Fotook Kiaei, S. Z., Kavianpour, M. Application of Wharton jelly-derived mesenchymal stem cells in patients with pulmonary fibrosis. Stem Cell Res Ther. 13 (1), 71(2022).
- Varaa, N., Azandeh, S., Khodabandeh, Z., Gharravi, A. M. Wharton's jelly mesenchymal stem cell: Various protocols for isolation and differentiation of hepatocyte-like cells; narrative review. Iran J Med Sci. 44 (6), 437-448 (2019).
- Hassan, G., Kasem, I., Soukkarieh, C., Aljamali, M. A simple method to isolate and expand human umbilical cord derived mesenchymal stem cells: Using explant method and umbilical cord blood serum. Int J Stem Cells. 10 (2), 184-192 (2017).
- Naeem, A., et al. A comparison of isolation and culture protocols for human amniotic mesenchymal stem cells. Cell Cycle. 21 (15), 1543-1556 (2022).
- Yoon, J. H., et al. Comparison of explant-derived and enzymatic digestion-derived MSCs and the growth factors from Wharton's jelly. Biomed Res Int. 2013, 428726(2013).
- Reinisch, A., Strunk, D. Isolation and animal serum free expansion of human umbilical cord derived mesenchymal stromal cells (MSCs) and endothelial colony forming progenitor cells (CFCs). J Vis Exp. (32), e1525(2009).
- Beeravolu, N., et al. Isolation and characterization of mesenchymal stromal cells from human umbilical cord and fetal placenta. J Vis Exp. (122), e55224(2017).
- Dominici, M., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 8 (4), 315-317 (2006).
- Samsonraj, R. M., et al. Concise review: Multifaceted characterization of human mesenchymal stem cells for use in regenerative medicine. Stem Cells Transl Med. 6 (12), 2173-2185 (2017).
- Sypecka, M., Bzinkowska, A., Sulejczak, D., Dabrowski, F., Sarnowska, A. Evaluation of the optimal manufacturing protocols and therapeutic properties of mesenchymal stem/stromal cells derived from Wharton's jelly. Int J Mol Sci. 24 (1), 652(2022).
- Binato, R., et al. Stability of human mesenchymal stem cells during in vitro culture: Considerations for cell therapy. Cell Prolif. 46 (1), 10-22 (2012).
- Mushahary, D., Spittler, A., Kasper, C., Weber, V., Charwat, V. Isolation, cultivation, and characterization of human mesenchymal stem cells. Cytometry A. 93 (1), 19-31 (2018).
- Hendijani, F. Explant culture: An advantageous method for isolation of mesenchymal stem cells from human tissues. Cell Prolif. 50 (2), 12334(2017).
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Перепечатки и разрешения
