Предложенная установка позволяет проводить управляемую искусственную вентиляцию легких и магнитно-резонансную томографию 3D-движений грудной клетки у мышей и крыс. Мы использовали эту установку для изучения патофизиологии, лежащей в основе дисфункции дыхательных мышц, вызванной механической вентиляцией.
Методическая статья
3D киномагнитно-резонансная томография дыхательных движений у мышей и крыс с искусственной вентиляцией легких
* These authors contributed equally
В этой статье
Краткое содержание
Аннотация
Патофизиология дисфункции диафрагмы у пациентов с искусственной вентиляцией легких еще не полностью изучена, и для проведения дальнейших исследований требуются адекватные животные модели. Настройки механической вентиляции, такие как уровень положительного давления в конце выдоха (PEEP), играют решающую роль. Цель работы состояла в том, чтобы разработать метод 3D-визуализации движений грудной клетки во время искусственной вентиляции легких мышей и крыс при различных настройках дыхательного давления. Крысам (Wistar) и мышам (C57BL/6) вводили анестезию смесью кетамина, атропина и дексмедетомидина. Анестезия поддерживалась путем непрерывной инфузии через перитонеальный катетер. Затем была выполнена трахеостомия для обеспечения искусственной вентиляции легких животных. Животные были помещены в систему МРТ 7Т во время вентиляции с помощью МР-совместимого аппарата ИВЛ. 3D-киновизуализация грудной клетки проводилась с использованием 3D-градиентной эхо-последовательности с псевдоспиральным заполнением k-пространства. Сигнал навигатора, генерируемый градиентом перемотчика выбора среза, регистрировался каждый TR. Ретроспективное биннинг и реконструкция данных в 12 временных интервалах респираторного кино проводилась с использованием программного обеспечения собственной разработки. Мы успешно визуализировали движение грудной клетки в 3D у обоих видов во время искусственной вентиляции легких, что позволило исследовать изменения геометрии грудной клетки на протяжении дыхательного цикла при различных уровнях PEEP. Мы обнаружили, что ретроспективное биннингование дыхательных рамок в значительной степени облегчается фиксированной частотой дыхания. Представленный здесь протокол может быть использован для изучения геометрии и движений сердца и грудной клетки у мышей и крыс с искусственной вентиляцией легких.
Введение
Искусственная вентиляция легких является краеугольным камнем лечения острой дыхательной недостаточности в отделении интенсивной терапии. К сожалению, это также может привести к травме. Повреждение легких, вызванное аппаратом искусственной вентиляции легких, повреждение головного мозга, вызванное аппаратом искусственной вентиляции легких, и дисфункция диафрагмы, вызванная аппаратом искусственной вентиляции легких, являются примерами ятрогенных осложнений, связанных с острой механической вентиляциейлегких 1,2,3. Патофизиология, лежащая в основе этих механизмов повреждения, остается плохо изученной. Экспериментальная работа на животных выявила важные механизмы, лежащие в основе осложнений искусственной вентиляции легких, что позволило перенести их в клиническую практику за счет применения новых стратегий вентиляции4. Недавним примером является исследование влияния диссинхроний аппаратов ИВЛ на функцию диафрагмы в моделях ОРДС у свиней5. Такие исследования на животных моделях с искусственной вентиляцией легких жизненно важны для выяснения механизмов травм, даже с учетом нынешней тенденции отхода от испытаний на животных. Исследования эффектов механической вентиляции легких требуют неповрежденной сердечно-легочной системы и возможности моделировать патофизиологию, обычно наблюдаемую в отделении интенсивной терапии4. Модели крупных животных используются часто, потому что они имитируют человеческую физиологию более точно, чем грызуны, и могут быть проветриваемы с помощью машин, которые используются в отделении интенсивной терапии4. Основными недостатками являются большая стоимость, связанная с использованием крупных животных, и отсутствие генетически модифицированных моделей крупных животных для исследования молекулярных механизмов болезней 6,7. Таким образом, эксперименты с грызунами с искусственной вентиляцией легких неизбежны до тех пор, пока не будут доступны альтернативы, такие как сложные культуры тканей или модели органов на чипе.
Различные вмешательства, которые улучшили исходы у животных, не были перенесены на людей 4,6, что подчеркивает важность понимания того, как часто используемые животные модели искусственной вентиляции легких отличаются от человеческих. Воздействие аппаратов искусственной вентиляции легких на дыхательную систему определяется множеством факторов, которые могут быть видоспецифичными, такими как эластантность тканей, мышечный тонус и вариации в реакции на обычно используемые анестетики 8,9,10,11. Эти различия могут привести к контрастным эффектам на движение и геометрию грудной клетки и легких, что может объяснить неравенство между людьми и животными. Исследование влияния установок вентиляции на геометрию и движение сердечно-легочной системы может пролить свет на различия между видами и может помочь в переносе патофизиологических концепций, полученных из исследований на животных, в клинические условия. Технический прогресс сердечно-сосудистой магнитно-резонансной томографии с разрешением по движению позволил визуализировать бьющееся сердце на моделях грызунов, что дало представление о форме, функции и патофизиологии на моделях сердечно-сосудистых заболеваний у грызунов12,13. Эти методы недостаточно используются для визуализации грудной клетки и движений во время дыхательного цикла у животных, находящихся на искусственной вентиляции легких.
В данной работе мы представляем метод исследования геометрии и движений грудной клетки у грызунов, находящихся на искусственной вентиляции легких, с помощью 3D киномагнитной МРТ. Это позволяет изучать острое воздействие многочисленных настроек аппарата ИВЛ или других вмешательств на геометрию и движение грудной клетки у грызунов, находящихся на искусственной вентиляции легких. Мы применили новую псевдоспиральную, респираторно-зависимую 3D-киномагнитную МРТ для мелких животных, находящихся на искусственной вентиляции легких13,14. В этом первоначальном исследовании мы изучали влияние положительного давления в конце выдоха (PEEP), но этот метод также может быть использован для изучения влияния других вмешательств или респираторных условий, таких как соотношение I:E, дыхательный объем и частота дыхания. Этот метод откроет ряд возможностей для доклинической визуализации моделей грызунов, которым требуется искусственная вентиляция легких в области интенсивной терапии и за ее пределами.
Протокол
Все описанные процедуры были выполнены в соответствии с директивой Европейского Союза ЕС 86/609. Эксперименты были одобрены Советом по этике животных Амстердамского UMC, местонахождением VUmc и AMC. Мыши C57BL/N и крысы Wistar были получены из лабораторий Чарльза Ривера. Для всех экспериментов использовали самцов и самок мышей в возрасте 3-6 месяцев с массой 25-32 г и самцов и самок крыс в возрасте 3-6 месяцев с массой 200-400 г. Еда и вода предоставлялись в неограниченном количестве. Все животные были акклиматизированы не менее чем за 1 неделю до начала экспериментов.
1. Подготовка к настройке
- Приготовьте препараты для анестезии, следуя дозировкам, указанным в шаге 2.
- Откалибруйте аппарат искусственной вентиляции легких, прокрутив меню аппарата ИВЛ и нажав «Настройка» > «Подробнее» > Calib&Tests. Выполните все четыре теста и калибровки, перечисленные в нем: «Испытание на герметичность», «Продувка трубки», «Измерение мертвого пространства» и «Продувка трубки».
- Поместите совместимый с МРТ аппарат ИВЛ в комнату МР-совместимого аппарата и протяните кабели, подключенные к МР-совместимому аппарату ИВЛ, через отверстие аппарата МР. С помощью тестового легкого (например, небольшого баллона) можно проверить вентиляцию, поступающую от МР-совместимого аппарата ИВЛ.
- Подключите МР-совместимый аппарат искусственной вентиляции легких к компрессору и источнику потока кислорода.
- Подготовьте колонку PEEP, заполнив водой измерительную колонку объемом 10 мл и отметив глубину воды в сантиметрах. Поместите трубку выдоха МР-совместимого аппарата ИВЛ в колонку PEEP. Обзор настройки показан на рисунке 1.
- Неплотно прикрепите дыхательную подушку к колыбели МР в том месте, где будет находиться грудная клетка животного.
2. Обезболивание и начало искусственной вентиляции легких
- Начните седативное воздействие на животное (мышь или крысу) с помещения его в газовую камеру, наполненную 4% изофлураном в 100%О2.
- Взвесьте животное, чтобы определить дозу анестезии. Введите в область операции (область гортани) 3 мг/кг бупивакаина и нанесите глазную мазь на оба глаза.
- Положите животное на грелку, спонтанно вдыхая 2%-4% изофлурана в 100% кислороде через носовой конус. Обеспечьте контроль частоты сердечных сокращений, насыщения кислородом и температуры, поместив пульсоксиметр на одну из лап животного и вставив щуп ректального термометра.
- Тест на отсутствие рефлексов перед разрезом. Подтяните кожу, закрывающую гортань и трахею, хирургическими щипцами и сделайте разрез с помощью согнутых ножниц.
- Тупо рассекайте слюнные железы и подлежащую мускулатуру до тех пор, пока не станет видна трахея.
- С помощью согнутых острых щипцов рассеките тыльную сторону трахеи и поместите щипцы под трахею, чтобы натянуть нерассасывающийся шелковый шов (размер 6/0) вокруг трахеи.
- Возьмитесь за трахею за хрящевое кольцо и раскройте трахею сразу под кольцом с помощью пружинных ножниц.
- Канюляжьте трахею с помощью 20G (мышь) или 14G (крыса) Abbocath, разрезанных примерно на 1-1,5 см в длину. Завяжите шов вокруг канюлированной трахеи, чтобы обеспечить герметичное прилегание.
- Начинают вентиляцию животного с дыхательного объема 7 мл/кг, частота 150 ударов в минуту для мышей и 80 ударов в минуту для крыс, 2 смН2О ПЭЭП с 3% изофлураном в 100% кислороде.
- Выполните внутрибрюшинное введение индукционной дозы инъекционной анестезии (мыши: кетамин 126 мг/кг, дексмедетомидин 0,1 мг/кг, атропин 0,5 мг/кг; крыса: кетамин 90 мг/кг, дексмедетомидин 0,25 мг/кг, атропин 0,05 мг/кг) и через 5 мин постепенно уменьшайте поток изофлурана (от 3% до 0% через 10 мин) для обеспечения плавного перехода от газовой к инъекционной анестезии.
- Ввести 24Г Аббокат внутрибрюшинно и соединить с перфузором со следующими нормами мыши: кетамин 36 мг/кг/ч, дексмедетомидин 0,02 мг/кг/ч, атропин 0,075 мг/кг/ч; крысы: кетамин 30 мг/кг/ч, дексмедетомидин 0,015 мг/кг/ч, атропин 0,075 мг/кг/ч. Начать инфузию.
ПРИМЕЧАНИЕ: Мы выполнили трахеостомию для вентиляции животных вместо пероральной интубации, поскольку это позволило нам наложить шов вокруг трахеи. Это было необходимо для предотвращения утечки воздуха, которая имеет решающее значение для поддержания достаточного PEEP.
3. МРТ на искусственной вентиляции легких
- Поместите животное в специальную МР-люльку в положение лежа на спине и поместите над ней подходящую МР-катушку для мышей или крыс, не сводя глаз с трахеотомической трубки.
- Остановите и отсоедините аппарат искусственной вентиляции легких, используемый в пункте 1.2, и насос для анестезии и транспортируйте животное в комнату МР. Снова подключите животное к МР-совместимому аппарату ИВЛ и начните вентиляцию с дыхательным объемом 10 мл/кг и частотой 150 ударов в минуту для мышей и 80 ударов в минуту для крыс. Дыхательный объем больше, чем при использовании аппарата искусственной вентиляции легких, используемого в 1.2 для рекрутирования легочной ткани, которая могла разрушиться во время транспортировки.
- Снова подключите насос для анестезии с вышеупомянутой скоростью, чтобы сохранить глубину анестезии. В зависимости от системы МРТ обездвиживаемые капельницы помещаются внутрь или снаружи отверстия для МР.
- Поместите датчик монитора насыщения и сердечного ритма на заднюю конечность животного и вставьте щуп ректального термометра. Подключите систему мониторинга дыхания к дыхательной подушке. Проверьте все сигналы и убедитесь, что частота сердечных сокращений, насыщение кислородом и температура находятся в физиологическом диапазоне.
ПРИМЕЧАНИЕ: Мониторинг дыхания должен показывать частоту дыхания, установленную на МР-совместимом аппарате искусственной вентиляции легких, и используется только для определения дыхательного усилия животного. В случае дыхательного усилия животного дыхательная кривая показывает дополнительные пики. Для этого требуется введение дополнительной дозы анестезии (1/3 от первоначальной индукционной дозы). - Поместите животное в МР-сканер так, чтобы катушка была центрирована над грудной клеткой, и подсоедините радиочастотные кабели к катушке. Существует отдельная катушка и люлька для компенсации разницы в размерах между мышами и крысами (крысиная катушка и люлька имеют больший диаметр по сравнению с мышиной катушкой). Опустите трубку с выдохом на 6 см в толщу воды, вводя 6 смН2O PEEP.
- Титруйте дыхательный объем до 7-9 мл/кг в зависимости от насыщения кислородом (выбирайте наименьший дыхательный объем, который возможен при насыщении 100%).
4. Сканирование
ПРИМЕЧАНИЕ: В таблице 1 представлен обзор настроек сканирования.
- Используйте методы, указанные поставщиком, для выполнения РЧ-калибровки и шимминга.
- Получите СКАУТ с пятью изображениями в корональной и аксиальной ориентации и убедитесь, что вся грудная клетка находится в поле зрения (FOV). СКАУТ — это быстрое сканирование, используемое для планирования других плоскостей изображения и обычно охватывающее большее поле зрения, чем другие изображения. При необходимости отрегулируйте положение животного в люльке и переделайте SCOUT.
- Спланируйте 2D-сканирование (см. Таблицу 1 и Рисунок 2) на изображениях СКАУТ. Убедитесь, что корональная и сагиттальная плоскости покрывают всю грудную клетку.
ПРИМЕЧАНИЕ: Сагиттальная плоскость размещается в верхней части правой гемидиафрагмы, чтобы ограничить часть сердца внутри поля зрения. Приобретая SCOUT на 6 см Гн2O PEEP, мы гарантируем, что диафрагма визуализируется в наиболее каудальном положении. - Получите 2D-сканы с температурой 6 смH2O PEEP и немедленно восстановите изображения, чтобы проверить положение животного и обеспечить качество изображения (выполните шаг 6). При необходимости измените положение поля зрения или животного и повторите сканирование.
- Спланируйте 3D-сканирование (рис. 2), разместив поле зрения вокруг всей грудной клетки и закрыв 2D-сканирование. Убедитесь, что около 20% поля зрения в направлении среза находится за пределами животного, чтобы предотвратить артефакты складывания.
ПРИМЕЧАНИЕ: 2D-сканирование добавляется в протокол, потому что время получения меньше, чем у 3D-сканирования, что делает их пригодными для быстрой проверки эффекта вмешательства. - Получите 3D-скан с необходимой схемой выборки в псевдоспиральном k-пространстве (рис. 3), что позволяет проводить надежное ретроспективное биннингование данных и визуализацию дыхательных движений14.
- Повторите 2D и 3D сканирование при 3 и 0 см H2O PEEP. Общее время сканирования составило 2,5 минуты на 2D-сканирование и 15 минут на 3D-сканирование.
ПРИМЕЧАНИЕ: В данном случае мы адаптировали PEEP в ходе экспериментов. Мы выбрали 0, 3 и 6 см H2O PEEP, потому что мы знаем из экспериментов (предыдущих исследований и текущих исследований) с животными, находящимися на длительной вентиляции легких, что эти уровни PEEP приводят к соответствующим изменениям в диафрагме и геометрии грудной клетки. Кроме того, в этой работе мы решили использовать нулевой, средний и высокий уровень PEEP, чтобы показать эффект PEEP. В зависимости от вопроса исследования возможны и другие вмешательства. Например, можно изучить влияние миорелаксантов или других лекарственных препаратов на геометрию грудной клетки. Протокол позволяет нам изучить внутрисубъектные эффекты вмешательства.
Рисунок 1: Обзор установки. (A) Схематический обзор установки, (B) схема катушки для мыши, (C) схема катушки для крысы с большим отверстием, чем у мышиной катушки, (D) установка катушки по отношению к МР-сканеру, (E) колонка PEEP с трубкой для выдоха, расположенная на расстоянии 3 см от 2 O PEEP, и (F) крупный план клапана, регулирующеговентиляцию, указание, какие пробирки следует поместить в колонку PEEP. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.
Рисунок 2: Планирование МРТ-изображений для 2D и 3D кинотеатров. На рисунке показано, как было установлено поле зрения для 2D-сканов в сагиттальной и корональной ориентации (верхний и средний ряд) и 3D-сканов в сагиттальной ориентации (нижний ряд). Левая колонка представляет один из срезов СКАУТ в осевой ориентации на уровне сердца, средняя колонка показывает срез СКАУТ в корональной ориентации, а правая колонка показывает срез в осевой ориентации на уровне печени. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.
Рисунок 3: Псевдоспиральная схема отбора проб MR. Шаблон выборки имеет фазовое кодирование ky/kz с размером матрицы 80 x 80, оптимизированной для ретроспективного биннинга дыхательных движений. Спирали создаются, начинаясь в центре k-пространства, а затем поворачиваясь наружу и снова внутрь, тем самым повторяя каждую спираль. Вся схема отбора проб выполняется с 25 повторениями для получения достаточных данных в каждой дыхательной рамке. Каждая спираль имеет свой цвет. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.
5. Окончание эксперимента
- После завершения всех сканирований извлеките животное из сканера. Животные не могут выжить в эксперименте из-за трахеостомы. Усыпляют мышей с шейным вывихом и крыс методом обескровливания.
- Сохраните все необработанные и восстановленные MR файлы.
| Тип сканирования | Градиентное эхо СКАУТ | Градиентное эхо 2D | Градиентное эхо 3D |
| Ориентация | Корональный и сагиттальный | Корональный и сагиттальный | Сагиттальный |
| Схема дискретизации k-Space | Декартовский | Декартовский | Псевдоспираль |
| Количество ломтиков | 10 | 1 | 80 |
| Толщина ломтика (мм) | 1 (Мышь) | 1 (Мышь) | 0.38 (мышь) |
| 1 (Крыса) | 1 (Крыса) | 0.81 (Крыса) | |
| Зазор между срезами (мм) | 2 (Мышь) | 0 (мышь) | 0 (мышь) |
| 5 (Крыса) | 0 (Крыса) | 0 (Крыса) | |
| Отбор проб ломтиков* | 0.8 | 0.8 | 0.8 |
| FOV (читается x фаза x срез; мм) | 35 x 35 (мышь) | 30 x 23 (мышь) | 30 x 23 x 30 (мышь) |
| 80 x 80 (Крыса) | 65 x 49 (Крыса) | 65 x 49 x 65 (Крыса) | |
| Размер матрицы (частота x фаза) | 256 х 192 | 256 х 192 | 211 х 80 х 80 |
| TR / TE (мс) | 45328 | 45330 | 45328 |
| Угол откидывания (°) | 15 | 15 | 10 |
| Количество повторений | 80 | 70 | 25 |
| Респираторные триггеры | Нет | Да, ретроспективно | Да, ретроспективно |
| Время визуализации (мин:с) | 2:02 | 2:23 | 16:00 |
| Уровни PEEP (смГн,2О) | 6 | 6, 3, 0 | 6, 3, 0 |
Таблица 1: Параметры сбора данных для всех сканирований. * Выборка срезов показывает, какой процент импульса выбора среза используется для визуализации
6. Реконструкция изображения
- Для реконструкции изображений используется программное обеспечение собственной разработки, доступное на GitHub16. Выполните эти действия для всех сканирований с помощью навигатора, требующего ретроспективного респираторного гейтинга.
Примечание: Ранее он был описан Daal et al., но эта работа была сосредоточена на визуализации сердца13. Здесь мы опишем метод реконструкции респираторных изображений всей грудной клетки. - Загрузите файл с необработанными данными, нажав кнопку Загрузить MRD. Это визуализирует исходный сигнал навигатора и его спектр на верхней левой панели. Если сигнал дыхания не виден четко, адаптируйте основной навигатор во вкладке Настройки.
- В поле Фильтры сердца/дыхания введите частоту дыхания, установленную на МР-совместимом аппарате искусственной вентиляции легких, и установите ширину равной 15. Настройки в других полях не имеют отношения к этому типу реконструкции. Нажмите Filter , чтобы применить настройки, что приведет к появлению сигнала стробированного навигатора, как показано на рисунке 4. Убедитесь, что красный сигнал в окне «Навигатор дыхания» и «Частота дыхания» следует за синим, необработанным сигналом навигатора.
- В режиме «Кино» выберите фильм «Дыхание» и установите количество кадров равным 12, а количество динамики — 1. Во вкладке Геометрия включите PCA (уровень 8) и фильтр звона. Нажмите Sort k-space , чтобы применить настройки.
- В параметрах CS reco примените следующие настройки: WVxyz 0.0010, TVxyz 0.0000, LLRxyz 0.0050, TVcine 0.015, TVdyn 0.000. Нажмите кнопку Reco Movies, чтобы начать восстановление.
- Осмотрите реконструкцию в нижней правой панели, прокручивая рамки и (если применимо) срезы. Экспортируйте восстановленные изображения, нажав Экспорт DCM и/или Экспорт GIF.
7. Анализ изображений
ПРИМЕЧАНИЕ: В зависимости от исследовательского вопроса, на основе киноизображений можно рассчитать несколько параметров исхода. Здесь мы сосредоточимся на параметрах, которые количественно оценивают геометрию грудной клетки, объем легких и экскурсию.
- Откройте соответствующий DICOM-просмотрщик, например, программу, указанную в Таблице материалов , и загрузите 2D-кино, нажав на кнопку «Файл > открыть » и выбрав файлы 2D-кино. Определите кадр с самым высоким положением диафрагмы (кадр с концом выдоха). Выберите кадр и откройте его в DICOM-просмотрщике.
- Измерьте передне-задний и краниокаудальный размеры легких (рис. 5) в сагиттальном 2D-кино и лево-правое измерение в коронально-ориентированном 2D-кино вручную с помощью кнопки измерения в микродикоме. Повторите эти измерения для всех уровней PEEP или других вмешательств. Эти измерения также могут быть выполнены в одном кадре 3D-кино, в зависимости от выбора сканов.
- Загрузите 3D-кино в программу анализа 3D-изображений и разместите изображение в правильной ориентации, нажав «Инструменты» > «Изменить ориентацию изображения». Заполните SPL в виде кода RAI. Выберите рамку с конечным выдохом, прокрутив динамику в Tools > Layer Inspector , а затем увеличьте номер компонента.
- Инициализируйте сегментацию, вручную оконтурив среднюю часть легких на два среза для каждой ориентации (рис. 6). Используйте режим кисти и при необходимости отрегулируйте размер кисти.
- Запустите 3D-сегментацию, нажав кнопку «Активный контур » на главной панели инструментов. Убедитесь, что красная рамка (ROI) покрывает всю грудную клетку. Включите параметр Инициализировать с помощью текущей сегментации и нажмите кнопку Сегментировать 3D.
- Выберите «Пороговое значение» в качестве режима предварительной сегментации и используйте только верхний порог, выбрав режим «Крайний правый порог». Нажмите кнопку Далее. Затем пропустите шаг добавления пузырей, снова нажав Next. Поскольку сегментация уже была инициализирована на шаге 7.5, нет необходимости добавлять какие-либо пузырьки.
- Начните активный контуринг нажатием кнопки Play и приостановите его, как только сегментация достигнет краев легкого. Прокрутите изображения, чтобы проверить сегментацию. Нажмите Готово , чтобы завершить сегментацию.
- Нажмите Update (Обновить), чтобы визуализировать 3D-сегментацию в нижней левой панели, а затем осмотрите и поверните ее.
- Сохраните сегментацию как NiFTI, щелкнув Сегментация > Сохранить изображение сегментации и файл сетки STL, щелкнув Сегментация > Экспорт сетки сегментации.
- Запишите объем легких, который можно найти в разделе «Сегментация, объем и статистика».
- Зарегистрируйте изображения других респираторных состояний до динамики окончания срока действия с помощью скрипта, представленного в дополнительном файле кодирования 1. Примените вычисленные преобразования к сегментации, в результате чего будет получена сегментация для каждой динамики. Используйте эти сегментации для вычисления параметров результатов, таких как отклонения во всех направлениях.
Результаты
Используя протокол, описанный в этом исследовании, мы успешно отсканировали группу из 8 здоровых мышей C57BL/6 WT и 8 крыс Wistar WT с помощью МРТ-сканера 7 Тесла. Мы смогли провести механическую вентиляцию животных с разными уровнями PEEP и контролировать основные физиологические параметры во время сканирования (рис. 7).
На рисунке 5 показан пример трех 2D-сканирований мыши и крысы в сагиттальной ориентации. Как видно, PEEP приводит к каудальному смещению диафрагмы у обоих животных, но у мышей это сопровождается также расширением грудной клетки, на что указывает увеличение передне-заднего диаметра.
Эти высококачественные сканирования показывают, что с помощью этой техники мы можем измерить размер различных частей грудной клетки и показать влияние различных вентиляционных настроек на движение грудной клетки и диафрагмы. Короткое время сканирования позволяет сравнивать внутри испытуемых интересующие его параметры исхода, сокращая необходимое количество животных. В таблице 2 приведены исходные параметры всех животных.
На рисунке 8 показана сегментация легких динамики конечного выдоха на трех уровнях PEEP с соответствующим объемом легких. Как и ожидалось, увеличение PEEP привело к увеличению объема легких. 3D-видео также отображается в виде фильма в Дополнительном видео 1 и Дополнительном видео 2.
Рисунок 4: Скриншот программного обеспечения, используемого для реконструкции изображений с ретроспективным стробированием данных. Стробирование данных происходит на основе сигнала навигатора. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.
Рисунок 5: Репрезентативные результаты 2D-изображений у крысы и мыши на трех уровнях PEEP, с передне-задним и кранио-каудальным размерами легких. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 6: Скриншот программного обеспечения, используемого для сегментации легких в 3D-киносеансах. На левой верхней панели показан аксиальный вид 3D-кино с сегментированным красным цветом легкое. На правой верхней панели показан сагиттальный вид с сегментированным красным цветом легкое. На левой нижней панели показан 3D-рендер сегментированного легкого. На левой и правой панелях показан корональный вид с сегментированным красным цветом легкого. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.
Рисунок 7: Жизненные параметры животных во время экспериментов. N = 8 мышей (синие), N = 8 крыс (оранжевые). Данные показаны как средние значения с SD. Обратите внимание на снижение частоты сердечных сокращений, когда животные входят в операционную плоскость анестезии. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.
Рисунок 8: 3D-сегментация легких на трех уровнях PEEP с соответствующими объемами легких. Сегментация легкого крысы в PEEP 0 (левая колонка), PEEP 3 (средняя колонка) и PEEP 6 (правая колонка). В верхнем ряду показана задняя сторона легких. В среднем ряду показана передняя сторона легких. Объемы, показанные в нижнем ряду, измеряются в легких, визуализированных с помощью 3D-визуализации, которые видны на этом рисунке. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.
Дополнительное видео 1: 3D-кино мыши. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы скачать это видео.
Дополнительное видео 2: 3D кино крысы. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы скачать это видео.
Дополнительный файл кодирования 1: Скрипт для регистрации сегментации в других приобретениях. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить этот файл.
Обсуждение
Данное исследование показывает, что 3D МРТ визуализация с ретроспективным стробированием позволяет измерить движение грудной клетки у двух животных моделей во время искусственной вентиляции легких. Эти методы могут быть использованы в будущих исследованиях, связанных с визуализацией сердца и грудной клетки у мышей и крыс с искусственной вентиляцией легких. Мы обнаружили, что благодаря фиксированной частоте дыхания ретроспективное биннинг было очень надежным.
Важнейшим этапом протокола является настройка правильного расположения животных внутри катушек МРТ. Во время сканирования невозможно изменить положение животных. Кроме того, поддержание нормотермии очень важно для обеспечения того, чтобы измерения проводились в физиологических условиях, поскольку анестетики могут вызывать гипотермию за счет периферической вазодилатации, а радиочастотные импульсы этого протокола МРТ могут вызвать гипертермию17,18. На рисунке 7 можно увидеть колебания температуры тела в течение короткого периода времени после передачи животных к сканеру (около 1 часа), в течение которого тепло не подается от внешнего источника. Еще одним важным этапом является титрование анестезии, особенно у мышей. Плоскость анестезии, в которой мыши не проявляют дыхательного усилия, но поддерживают стабильные жизненные показатели, узка и требует тщательного контроля дыхательного сигнала и корректировки скорости инфузии анестезии. У крыс мы не сталкивались с такими проблемами в пределах используемого седативного средства. Качество изображения будет негативно снижено, если животное будет испытывать дыхательные усилия из-за ретроспективной реконструкции изображений на основе заданной частоты дыхания. Можно использовать другой режим анестезии, такой как ингаляционная анестезия изофлураном или альтернативные инъекционные анестетики, которые вызывают большее подавление дыхательных усилий. Аппарат искусственной вентиляции легких для мелких животных CWE-MRI-1, используемый в этом протоколе, совместим с ингаляционными анестетиками19.
Существует три критических шага для воспроизведения метода МРТ, предложенного в этом исследовании. Во-первых, необходимо использовать ту же базовую последовательность МРТ (т.е. 3D FLASH). Такая последовательность доступна практически на всех системах МРТ. Во-вторых, упомянутая в этой работе траектория k-пространства (псевдоспираль) может потребовать программного патча, который может выполнять заданные пользователем траектории k-пространства. Мы приглашаем читателей связаться с автором, отвечающим за переписку, если они хотят повторить приобретение. Есть опыт реализации данного вида закупок на системах других вендоров. Наконец, процесс восстановления, который мы используем как программное обеспечение с открытым исходным кодом, не зависит от поставщика и, следовательно, применим ко всем доклиническим системам.
Мы выбрали ретроспективный запуск и биннинг вместо перспективного по нескольким причинам. В первую очередь, ретроспективный запуск и биннинг данных в k-пространстве обеспечивают полную гибкость в отношении количества реконструированных кадров респираторных CINE, что позволяет нам оптимизировать временное разрешение, пространственное разрешение и соотношение сигнал/шум. Кроме того, проспективный запуск создает мертвое время в конце каждого дыхательного цикла, поскольку сканер ожидает следующего триггера, что может нарушить устойчивое состояние и привести к незавершенному циклу. При искусственной вентиляции легких это время минимально, но все же присутствует.
Основным ограничением этого протокола является невозможность измерения давления в дыхательных путях или пищеводе. Насколько нам известно, на рынке не существует МРТ-совместимых датчиков давления в легких или пищеводе для мелких животных. Еще одним ограничением является отсутствие непрерывных измерений артериального давления в рамках МРТ. Протокол анестезии был основан на предыдущих институциональных исследованиях. Атропин был добавлен из-за высокой распространенности брадикардии и гипотензии, наблюдавшихся ранее. Несмотря на то, что непрерывный мониторинг артериального давления был невозможен из-за ограничений МРТ-среды, гипертензия маловероятна, так как тахикардия не наблюдалась (Рисунок 7). Мониторинг, используемый в этом протоколе, состоял из частоты сердечных сокращений, насыщения кислородом, температуры и дыхательного сигнала, основанного на движении грудной стенки. Используя эти измерения, обзор жизненно важных параметров животных может помочь в введении анестезии, но измерение артериального давления может предотвратить передозировку у животных, демонстрирующих дыхательные усилия. Других исследований МРТ, касающихся физиологии дыхания грызунов с искусственной вентиляцией легких, не опубликовано, но этот метод может быть использован для широкого круга исследовательских вопросов, выходящих за рамки респираторных исследований. Упомянутая в рукописи программа реконструкции (Ретроспектива) также может быть использована для реконструкции изображений на протяжении всего сердечного цикла, что позволяет исследователю получать изображения сердца и сосудов с высоким разрешением без артефактов движения. Этот протокол может быть применен в каждом проекте, требующем искусственной вентиляции легких крыс или мышей во время сканирования. Можно, например, рассмотреть возможность изучения взаимосвязи между установками искусственной вентиляции легких и сердечной функцией. Другие варианты включают визуализацию животных с открытой грудной клеткой или после операций, требующих искусственной вентиляции легких.
Раскрытие информации
Руслан Гарипов является сотрудником компании MR Solutions Ltd., Гилфорд, Великобритания.
Благодарности
Эта работа была поддержана грантом ZonMW Grant 09120011910004 (GS, CO, LH) и грантом NIH 5R01HL121500 (CO).
Материалы
| Имя | Компания | Каталожный номер | Комментарии |
|---|---|---|---|
| <сильный>Оборудование | |||
| 11 Plus Цифровой двойной шприцевой насос | Гарвардский аппарат (США) | 229193-2 | Двойной шприцевой насос с программируемыми функциями для лабораторий |
| Одноканальный и многоканальный преобразователь сигналов AccuSens | Opsens solutions inc. (Канада) | АСУ-П4-Н-62СК | Используется с оптоволоконным датчиком температуры для контроля температуры тела |
| Оптоволоконный датчик температуры | Opsens solutions inc. (Канада) | ОТП-М | |
| Подставка для мыши | É quipment Vé té rinaire Minerve (Франция) | ||
| Мышестат-младший | Kent-scientific (США) | MSTAT-JR | Мышонок-младший предоставляет Точная пульсоксиметрия как у мышей, так и у крыс. |
| МРТ сканер | MR Solutions Lt. (Великобритания) | МРС-7024 | |
| МРТ-совместимый мониторинг и Литниковая система для мелких животных | SA Instruments, Inc. (США) | 1030 | Модуль RT (модуль респираторного интерфейса), модуль управления ERT / стробирования, аккумуляторная батарея |
| Аппарат искусственной вентиляции легких, совместимый с MRI-1 | CWE (США) | 12-07000 | Аппарат искусственной вентиляции легких подходит для вентиляции мелких животных в условиях магнитного резонанса. Он осуществляет вентиляцию по принципу, регулируемому по объему, расходу и времени с помощью пневматических клапанов. |
| Многостанционный блок термостатирования и высокорасходный PCA | É quipment Vé té rinaire Minerve (Франция) | ||
| Колонна PEEP | Перепрофилированная измерительная колонна для измерения жидкости | ||
| Аппарат искусственной вентиляции легких Physiosuite | Kent-scientific (США) | Аппарат искусственной вентиляции легких подходит для проветривания мелких животных. Он проветривает по принципу, регулируемому по объему и давлению. | |
| Пульсоксиметр Датчики лап, совместимые с МРТ | Kent-scientific (США) | SPO2-MSE-МРТ | МРТ-совместимый датчик лапы для Mousestat Jr. |
| Крысиная колыбель | É quipment Vé té rinaire Minerve (Франция) | ||
| Радиочастотная катушка, Мышь | MR Solutions Lt. (Великобритания) | Радиочастотная катушка с объемом мыши 38 мм для изучения тела мыши | |
| Радиочастотная катушка, Rat | MR Solutions Lt. (Великобритания) | 65мм Объемная радиочастотная катушка для исследований тела крысы | |
| <Прочные>Хирургические инструменты | |||
| Abbocath 14G, 20G, 22G, 24G | Аббокат | 14G, 20G, 22G для использования в качестве эндотрахеальной трубки, 24G для внутрибрюшинной инфузии анестезии | |
| Этилон 3-0 FD-1 шов с иглой | Ethicon (США) | 663H | |
| Щипцы #55 | Dumont (Швейцария) | 55 | |
| Ножницы Метценбаума | Fine science tools (Германия) | 14017-14 | |
| Иглодержатель | Fine science tools (Германия) | 12005-15 | |
| Нерассасывающийся плетеный шелковый шовный материал 6/0 | Fine science tools (Германия) | 18020-60 | |
| Пружинные ножницы | Fine science tools (Германия) | 15033-09 | |
| Тенотомические ножницы Стивенса | Fine science tools (Германия) | 14064-11 | |
| Щипцы для наложения швов | Fine science tools (Германия) | 18025-10 | |
| Тейп медипор | 3M (США) | ||
| <сильное>лекарство | |||
| Атропин 0,25 мг/мл | |||
| Дексмедетомидин 0,5 мг/мл Дексдормитор | Orion pharma (Финляндия) | ||
| Глазная мазь Duratears | Alcon Nederland BV (Нидерланды) | ||
| Изофлуран | AST pharma (Франция) | ||
| Кетамин 100 мг/мл Кетекс | Alfasan (Нидерланды) | ||
| Вазелиновый вазелин | Unilever (Нидерланды) | ||
| Software | |||
| Эластикс | Институт визуальных наук, UMC Утрехт (Нидерланды) | ||
| Иткснэп | Университет Пенсильвании (США) | ||
| Матлаб 2019а | Wolfram Research Inc (США) | ||
| Микродиком | Микродиком (Болгария) | ||
| Ретропективный | Амстердам UMC (Нидерланды) |
Ссылки
- Bassi, T., Taran, S., Girard, T. D., Robba, C., Goligher, E. C. Ventilator-associated brain injury: A new priority for research in mechanical ventilation. Am J Respir Crit Care Med. 209 (10), 1186-1188 (2024).
- Slutsky, A. S., Ranieri, V. M. Ventilator-induced lung injury. N Engl J Med. 369 (22), 2126-2136 (2013).
- Levine, S., et al. Rapid disuse atrophy of diaphragm fibers in mechanically ventilated humans. N Engl J Med. 358 (13), 1327-1335 (2008).
- Silva, P. L., Scharffenberg, M., Rocco, P. R. M. Understanding the mechanisms of ventilator-induced lung injury using animal models. Intensive Care Med Exp. 11 (1), 82(2023).
- Damiani, L. F., et al. Impact of reverse triggering dyssynchrony during lung-protective ventilation on diaphragm function: An experimental model. Am J Respir Crit Care Med. 205 (6), 663-673 (2022).
- Guillon, A., et al. Preclinical septic shock research: why we need an animal ICU. Ann Intensive Care. 9 (1), 66(2019).
- Larsson, L. Experimental animal models of muscle wasting in intensive care unit patients. Crit Care Med. 35 (9), S484-S487 (2007).
- Schwarte, L. A., Zuurbier, C. J., Ince, C. Mechanical ventilation of mice. Basic Res Cardiol. 95 (6), 510-520 (2000).
- Leith, D. E. Comparative mammalian respiratory mechanics. Am Rev Respir Dis. 128 (2 Pt 2), S77-S82 (1983).
- Vinegar, A., Sinnett, E. E., Leith, D. E. Dynamic mechanisms determine functional residual capacity in mice, Mus musculus. J Appl Physiol Respir Environ Exerc Physiol. 46 (5), 867-871 (1979).
- Oh, S. S., Narver, H. L. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc. 4 (2), e995(2024).
- Li, H., et al. Technical aspects of small animal CMR imaging. Front Phys. 8, ARTN 183(2020).
- Daal, M. R. R., et al. Quantification of mouse heart left ventricular function, myocardial strain, and hemodynamic forces by cardiovascular magnetic resonance imaging. J Vis Exp. (171), e62595(2021).
- Gottwald, L. M., et al. Pseudo-spiral sampling and compressed sensing reconstruction provides flexibility of temporal resolution in accelerated aortic 4D flow MRI: A comparison with k-t principal component analysis. NMR Biomed. 33 (4), e4255(2020).
- Sudy, R., et al. Different contributions from lungs and chest wall to respiratory mechanics in mice, rats, and rabbits. J Appl Physiol (1985). 127 (1), 198-204 (2019).
- Strijkers, G. J. Retrospective-v9.7: Self-gated cine MRI reconstruction. , Available from: https://github.com/Moby1971/Retrospective-v9.8 (2023).
- Caro, A. C., Hankenson, F. C., Marx, J. O. Comparison of thermoregulatory devices used during anesthesia of C57BL/6 mice and correlations between body temperature and physiologic parameters. J Am Assoc Lab Anim Sci. 52 (5), 577-583 (2013).
- Tang, M., Yamamoto, T. Progress in Understanding Radiofrequency Heating and Burn Injuries for Safer MR Imaging. Magn Reson Med Sci. 22 (1), 7-25 (2023).
- Munting, L. P., et al. Influence of different isoflurane anesthesia protocols on murine cerebral hemodynamics measured with pseudo-continuous arterial spin labeling. NMR Biomed. 32 (8), e4105(2019).
Перепечатки и разрешения
