В настоящем протоколе описан стандартизированный хирургический метод индукции аневризм сонных артерий у мышиной модели с помощью одной хирургической операции.
Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.
Методическая статья
Мышиная модель формирования аневризмы сонной артерии
* These authors contributed equally
В этой статье
Краткое содержание
Аннотация
Аневризмы сосудов головного мозга присутствуют примерно у 2-5% населения и представляют собой серьезную проблему общественного здравоохранения из-за высоких показателей смертности и заболеваемости при разрыве. Несмотря на успехи в исследованиях, разработка эффективных и воспроизводимых моделей животных остается сложной задачей. Среди доступных моделей широко используются хирургически индуцированные аневризмы; Однако техническая сложность этих процедур часто ограничивает их доступность. Эти методы требуют обширного хирургического опыта и связаны с более высокими показателями интраоперационной смертности или непоследовательным формированием аневризмы, что может поставить под угрозу надежность экспериментальных результатов. Чтобы устранить эти ограничения, в данной видеостатье представлена упрощенная хирургическая процедура индуцирования аневризмы сонных артерий у мышей, выполняемая за один сеанс. Этот оптимизированный подход продемонстрировал впечатляющий 87% успех в индуцировании аневризм сонных артерий у самок мышей. Уменьшая технические трудности и улучшая воспроизводимость, этот метод представляет собой практичную и надежную альтернативу для исследования аневризмы сосудов головного мозга. Его широкое внедрение может способствовать стандартизированным исследованиям, ускорить разработку терапевтических стратегий и, в конечном итоге, улучшить наше понимание патофизиологии аневризмы.
Введение
Аневризмы сосудов головного мозга представляют собой локализованные расширения стенок кровеносных сосудов головного мозга, затрагивающие примерно 2-5% населения в целом. Разрыв этих аневризм может привести к субарахноидальному кровоизлиянию, которое влечет за собой высокие показатели смертности и заболеваемости 1,2. Понимание патогенеза аневризм сосудов головного мозга и определение потенциальных терапевтических мишеней требует надежных и воспроизводимых животных моделей, имитирующих заболевание человека. В данной статье представлен стандартизированный хирургический метод индуцирования аневризм сонных артерий у мышей, предлагающий практичную и эффективную альтернативу более технически сложным внутричерепным моделям3.
Разработка этой методики мотивирована проблемами, связанными с существующими моделями аневризмы головного мозга. Модели внутричерепной аневризмы, хотя и широко используются, требуют сложных хирургических процедур и ограничены малым калибром внутричерепных сосудов, что затрудняет их применение для тестирования эндоваскулярных устройств и других вмешательств 4,5. Кроме того, различия в методах, используемых в разных исследованиях, такие как различия в концентрациях эластазы и времени воздействия, снижают воспроизводимость и препятствуют перекрестному сравнению исследований. Стандартизируя процедуру, этот метод устраняет эти ограничения и обеспечивает высокий процент успеха индукции аневризмы с минимальным хирургическим риском.
По сравнению с альтернативными методами, модель аневризмы сонной артерии имеет несколько явных преимуществ. Во-первых, упрощенная хирургическая процедура снижает технические барьеры, делая ее более доступной для более широкого круга лабораторий. Во-вторых, больший калибр сонной артерии по сравнению с внутричерепными сосудами облегчает апробацию терапевтических подходов, в том числе эндоваскулярных устройств. Предыдущие исследования продемонстрировали вариации этой модели с многообещающими результатами, но противоречивые протоколы имеют ограниченную воспроизводимость 6,7. Наш подход совершенствует эти методы, достигая 87% успеха у самок мышей и обеспечивая согласованность между экспериментами.
В более широком контексте литературы животные модели аневризм головного мозга имеют решающее значение для понимания механизмов заболевания, оценки терапевтических мишеней и разработки стратегий вмешательства. Модели были разработаны для различных видов, включая рыбок данио, крыс, кроликов и собак, каждый из которых обладает уникальными преимуществами и ограничениями 3,8. Эта модель аневризмы сонной артерии дополняет существующий репертуар, предлагая баланс технической осуществимости и актуальности для заболевания человека, что делает ее идеальным вариантом для исследователей, ищущих надежную, воспроизводимую модель для доклинических исследований.
Этот метод особенно хорошо подходит для лабораторий, целью которых является исследование молекулярных и биомеханических основ образования аневризмы, тестирование фармакологических агентов или оценка эндоваскулярных устройств. Исследователи должны рассмотреть, соответствуют ли анатомические и физиологические особенности этой модели их конкретным экспериментальным целям. Предоставляя стандартизированный, воспроизводимый протокол, этот метод направлен на продвижение исследований аневризмы сосудов головного мозга и содействие большей согласованности между исследованиями в этой области.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Протокол
Протокол для животных был одобрен Комитетом по уходу за животными и их использованию (IS00022015) Университета Питтсбурга. Для экспериментов использовались самки мышей дикого типа C57BL/6J (WT) в возрасте 6-8 недель. Используемые реагенты и оборудование приведены в Таблице материалов.
1. Подготовка животных
- Вызвать анестезию.
- Поместите мышь в индукционную камеру и введите газ изофлуран в концентрации 3–4% для индукции с помощью системы испарителя для анестезии (в соответствии с утвержденными в учреждении протоколами). Отрегулируйте расход кислорода до 1,0-1,5 л/мин.
- Следите за животным на предмет признаков полной анестезии (например, отсутствие реакции на внешние раздражители и снижение частоты дыхания).
- Перевод в операционное место.
- После того, как мышь будет полностью обезболиваена, перенесите ее на хирургическую станцию с сохранением изофлурановой анестезии в поддерживающей концентрации 1-3% и скорости потока кислорода 0,8-1,0 л/мин. Убедитесь, что мышь подключена к системе доставки анестезии через носовой конус.
- Поддержание температурного режима.
- Расположите мышь на грелке с предварительно установленной температурой 36 °C. Прикрепите датчик температуры, чтобы непрерывно контролировать температуру тела на протяжении всей процедуры. При необходимости отрегулируйте настройку грелки для поддержания стабильной температуры.
2. Подготовка к операции
- Обездвижите животное.
- Поместите мышь в положение лежа на спине. Используйте полоски хирургической ленты, чтобы аккуратно закрепить каждую конечность на операционной платформе, обеспечивая стабилизацию тела без чрезмерного напряжения.
- Побрейте область шеи.
- С помощью небольших хирургических машинок для стрижки сбрейте шерсть в области шеи (примерно 2 см х 2 см). Удалите выпавшие волосы с помощью стерильной хирургической марли.
- Простерилизуйте место операции.
- Нанесите два раунда раствора повидон-йода на область шеи с помощью аппликаторов с ватным наконечником, а затем два раунда 70% этанола. Дайте области высохнуть на воздухе между нанесениями, чтобы обеспечить надлежащую стерилизацию.
3. Этап I: Перевязка общей сонной артерии
- Подтвердите анестезию.
- Проведите тест на защемление пальцев ног с помощью тупых щипцов. Отсутствие абстинентного или рефлекторного движения подтверждает адекватную анестезию.
- Выполните разрез по средней линии.
- С помощью хирургических ножниц сделайте вертикальный разрез на 1 см по средней линии шеи, начиная чуть ниже линии подбородка. Разрежьте дерму и нижележащую фасцию.
- Обнажите подчелюстную железу.
- Используйте тупые щипцы для мобилизации подчелюстной железы в боковом направлении, стараясь не повредить окружающие ткани. Аккуратно приподнимите железу и отделите ее от грудины путем тупого рассечения.
- Закрепите железу с помощью небольшого стерильного ретрактора или зажима, чтобы сохранить чистое операционное поле.
- Обнажите грудино-ключично-сосцевидную мышцу (SCM).
- Визуально определите ипсилатеральную грудино-ключично-сосцевидную мышцу (SCM). Используйте тупые щипцы, чтобы аккуратно приподнять мышцу, и проденьте под нее плетеный шелковый шов 5-0. Отразите мышцу в сторону, осторожно потянув за шов, чтобы обнажить влагалище сонной артерии.
- Изолируйте сонную артерию.
- Вскрыть влагалище сонной артерии с помощью острых щипцов. Осторожно отделите сонную артерию от прилегающей яремной вены и блуждающего нерва.
- Чтобы улучшить видимость, вставьте стерильную силиконовую манжету или ретрактор под сонную артерию. Избегайте травмирования артерии или окружающих структур.
- Перевязать сонную артерию.
- С помощью острых щипцов зачерпните сонную артерию и наложите под нее шов 9-0. Завяжите надежный двойной узел, чтобы перевязать артерию, обеспечивая надлежащее натяжение, чтобы перекрыть кровоток без повреждения сосуда. Обрежьте концы швов, чтобы свести к минимуму раздражение тканей.
- Закройте разрез.
- Приблизьте края кожи с помощью стерильного нейлонового шва (5-0) или хирургических скоб. Слегка надавите стерильной марлей, чтобы обеспечить гемостаз.
4. Послеоперационный уход
- Следите за животным.
- Ежедневно наблюдайте за животным на предмет клинических признаков осложнений, таких как преждевременный разрыв аневризмы (о чем свидетельствует внезапная вялость или гематома), инсульт, судороги или значительная потеря веса (>10% от исходного веса).
- Немедленно усыпляйте животных (в соответствии с утвержденными в учреждении протоколами) с тяжелыми симптомами, чтобы свести к минимуму боль и страдания.
- Уход за ранами
- Сразу после операции нанесите 4% гель лидокаин на место разреза для местного обезболивания. Нанесите тонкий слой мази с антибиотиком (например, бацитрацином) для предотвращения инфекции. Повторяйте уход за раной ежедневно в течение как минимум 3 дней или до тех пор, пока рана не начнет заживать.
- Среда восстановления
- Поместите животное в чистую клетку для восстановления с мягкой подстилкой. Обеспечьте доступ к подогретым жидкостям или гелю для гидратации, чтобы ускорить восстановление. Следите за тем, пока животное полностью не придет в себя и не станет подвижным, затем верните его в стандартное жилье.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Результаты
В общей сложности 15 самок мышей дикого типа (WT) прошли процедуру индукции аневризмы в соответствии с описанным стандартизированным протоколом (рис. 1). Через две недели после операции формирование аневризмы было успешно достигнуто примерно у 87% мышей, что было подтверждено общим морфологическим исследованием (Рисунок 2 и Рисунок 3). Эти результаты подчеркивают над...
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Обсуждение
Модель аневризмы сонной артерии, индуцированная лигированием сонной артерии, была впервые описана в 1970-х годах Ясаргилом и Мацудой, которые использовали венозные трансплантаты для индуцирования развития аневризмы 9,10. Последующие модификации этой методики, включая добавление лечения эластазой и лигирование сонных артерий, позволили более эффективно и быстро генерировать более крупные аневризмы сонных артерий....
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Материалы
| Имя | Компания | Каталожный номер | Комментарии |
|---|---|---|---|
| 5-0 впитывающейся плетёной шва | Ethicon / Ethilon | J463G | |
| Монофиламентный шов 5-0 без всасывания | Ethicon / Ethilon | 8698G | |
| Монофиламентный шов 9-0 без всасывания | Ethicon / Ethilon | 2829G | |
| Подготовительные подушки для алкоголя | Medline | CUR45585RB | |
| Бритва Animal Pocket Pro | Валь | 9861-900 | |
| Щипцы Dumont #5 | Робоз | RS-5058 | |
| Пинцет Dumont Titanium; Выкройка #5 | Робоз | RS-5050 | |
| Щипцы Грефе | Робоз | RS-5138 | |
| Щипцы ткани Graefe | Робоз | RS-5155 | |
| лидокаин — 4%, местный | Medline | 52565-009-50 | |
| микроклипс прямой, 5 мм | Робоз | RS-5420 | |
| Микродиссектирующие ножницы | Робоз | RS-5610 | |
| микро-склип прямой, 8 мм | Робоз | RS-5424 | |
| Комарные щипцы, 4" | Робоз | RS-7100 | |
| Нитриловые перчатки | Фишербранд | 19-130-1597 | |
| Пенициллин-стрептомицин | Термо Фишер | 15140122 | |
| Эластаза поджелудочной железы свиньей | Уортингтон | LS002274 | |
| повидон-йод | Medline | MDS093943 | |
| Ножницы, очень тонкая | Робоз | RS-5880 | |
| Ножницы — отлично | Робоз | RS-5840 | |
| Стерильный физиологический раствор 0,9% | Бакстер | 2B1324X | |
| Стерильный хлопковый аппликатор | Динарекс | 4303 | |
| Стерильные одноразовые хирургические полотенца, синие | Medline | MDT2168202H | |
| Прозрачная плёнка Tegaderm | 3M | 1624W |
Ссылки
- Vlak, M. H., Algra, A., Brandenburg, R., Rinkel, G. J. Prevalence of unruptured intracranial aneurysms, with emphasis on sex, age, comorbidity, country, and time period: A systematic review and meta-analysis. Lancet Neurol. 10 (7), 626-636 (2011).
- van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. E. Subarachnoid haemorrhage. Lancet. 369 (9558), 306-318 (2007).
- Strange, F., Gruter, B. E., Fandino, J., Marbacher, S. Preclinical intracranial aneurysm models: A systematic review. Brain Sci. 10 (3), 134(2020).
- Frösen, J. Smooth muscle cells and the formation, degeneration, and rupture of saccular intracranial aneurysm wall - A review of current pathophysiological knowledge. Transl Stroke Res. 5 (3), 347-356 (2014).
- Frösen, J., et al. Remodeling of saccular cerebral artery aneurysm wall is associated with rupture: Histological analysis of 24 unruptured and 42 ruptured cases. Stroke. 35 (10), 2287-2293 (2004).
- Tulamo, R., Frösen, J., Hernesniemi, J., Niemelä, M. Inflammatory changes in the aneurysm wall: A review. J Neurointerv Surg. 2 (2), 120-130 (2010).
- Hashimoto, N., et al. Experimental induction of cerebral aneurysms in monkeys. J Neurosurg. 67 (6), 903-905 (1987).
- Lv, X., Zhang, H., Kong, W., Liang, S., Zhang, H. Evaluation of an antithrombotic surface-coated flow diverter in a rabbit model without dual antiplatelet drugs. World Neurosurg. 192, e155-e162 (2024).
- Yasargil, M. G., Fox, J. L. The microsurgical approach to intracranial aneurysms. Surg Neurol. 3 (1), 7-14 (1975).
- Nishikawa, M., Yonekawa, Y., Matsuda, I. Experimental aneurysms. Surg Neurol. 5 (1), 15-18 (1976).
- Hoh, B. L., et al. A novel murine elastase saccular aneurysm model for studying bone marrow progenitor-derived cell-mediated processes in aneurysm formation. Neurosurgery. 66 (3), 544-550 (2010).
- Staarmann, B., Smith, M., Prestigiacomo, C. J. Shear stress and aneurysms: A review. Neurosurg Focus. 47 (1), E2(2019).
- Dolan, J. M., Kolega, J., Meng, H. High wall shear stress and spatial gradients in vascular pathology: A review. Ann Biomed Eng. 41 (7), 1411-1427 (2013).
- Aoki, T., Nishimura, M. The development and the use of experimental animal models to study the underlying mechanisms of CA formation. J Biomed Biotechnol. 2011, 535921(2011).
- Starke, R. M., et al. Critical role of TNF-α in cerebral aneurysm formation and progression to rupture. J Neuroinflammation. 11, 77(2014).
- Hussain, S., et al. Search for biomarkers of intracranial aneurysms: A systematic review. World Neurosurg. 84 (5), 1473-1483 (2015).
- Broderick, J. P. Jr Unruptured intracranial aneurysms: Epidemiology, natural history, management options, and familial screening. Lancet Neurol. 13 (4), 393-404 (2014).
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Перепечатки и разрешения
