Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Уникальная мышиная модель для количественной оценки образования биопленки на хирургических имплантатах при подкожном абсцессе

955 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/68067

⸱

6 июня 2025 г.

 ,  ,  , 
1Department of Orthopaedic Surgery, Orthopaedic Trauma Institute (OTI), University of California, San Francisco (UCSF), 2Rosies Base, LLC, 3Department of Neurological Surgery, Weill Institute for Neurosciences, Brain and Spinal Injury Center (BASIC), University of California, San Francisco (UCSF)

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Этот протокол описывает уникальную экспериментальную модель инфекций, связанных с имплантатами, которая позволяет одновременно инкубировать два имплантата с бактериями в идентичных условиях в пределах одной мыши. Он также позволяет точно оценить образование биопленки на поверхности имплантатов с помощью оптимизированных сравнительных аналитических методов, демонстрируя передовые методы оценки антимикробных свойств биоматериалов.

Аннотация

Для разработки нового биоматериала с антибактериальными свойствами для ортопедических хирургических процедур решающее значение имеет создание экспериментальной модели инфекций, связанных с имплантатами, на животных, которая точно имитирует патологическое состояние. Кроме того, требуется количественное сравнение с контрольными образцами для оценки образования биопленки на материалах. Тем не менее, современные модели на животных, которые включают имплантацию каждому человеку одного и того же материала, могут давать противоречивые результаты из-за гетерогенности инфекционного статуса среди субъектов. Кроме того, точное количественное определение образования биопленки на материалах in vivo остается сложной задачей, и результаты могут быть ненадежными. Для решения этих проблем в данном исследовании была продемонстрирована уникальная мышиная модель инфекции, связанной с имплантатами, которая позволяет одновременно инкубировать два имплантата с бактериями в закрытой среде в пределах одной мыши, образуя инкапсулированный подкожный абсцесс. Зрелый воздушный мешочек изначально создавался под кожей спины. Две проволоки из нержавеющей стали были соединены и помещены в мешочек, после чего была введена инокуляция Xen 36, биолюминесцентного штамма золотистого стафилококка. Через 14 дней после инокуляции вокруг проводов образовался подкожный абсцесс. Биопленка была полностью удалена с поверхности каждой проволоки, а растворенные бактериальные суспензии были точно измерены с использованием оптимизированных методов для оценки образования биопленки на имплантате, определения колониеобразующих единиц и выполнения количественного анализа полимеразной цепной реакции. Используя lux-оперон биолюминесцентных бактерий, относительные уровни экспрессии luxA и 16S рРНК были использованы для определения бактериальной нагрузки внутри биопленки на каждом проводе. Этот оптимизированный сравнительный аналитический подход позволяет точно оценить образование биопленки на двух проводах в однородных условиях инфекции в рамках одной модели мыши и может способствовать продвижению биоматериалов с антибактериальными свойствами.

Введение

Инфекции, связанные с имплантатами, остаются серьезной проблемой в клинических условиях, поскольку они могут вызывать высокие показатели заболеваемости и смертности в ортопедической хирургии, несмотря на достижения в области хирургической техникии дизайна имплантатов. Несмотря на то, что частота инфекций, связанных с хирургическими имплантатами, значительно снизилась благодаря современным стандартам асептического контроля в условиях операционной и соответствующим протоколам периоперационной антибиотикопрофилактики, частота инфекций, связанных с имплантатами, в первичной хирургии остается на уровне 2-5%2.

Основным механизмом инфекций, связанных с имплантатами, является образование биопленки на поверхности имплантата, которая защищает микроорганизмы от антибиотиков и иммунную систему, что затрудняет искоренение инфекции 3,4. Поскольку адгезия бактерий к поверхности имплантата имеет решающее значение на первой стадии формирования биопленки, сведение к минимуму бактериальной адгезии и последующего образования биопленки является важной стратегией для снижения риска инфекций, связанных с имплантатами. Несмотря на антибактериальные свойства различных технологий имплантатов, они не получили широкого клинического применения из-за побочных эффектов, таких как токсичность клеток и аллергия 5,6,7,8. Таким образом, все еще существует неудовлетворенная клиническая потребность в антибактериальных имплантатах, которые гармонизируют безопасность, эффективность, стабильность и долговечность для снижения риска инфекций, связанных с имплантатами. Исследования и разработка имплантатов с антибактериальными свойствами могут продвинуть хирургические технологии для преодоления этих проблем.

Оценка антибактериальных свойств различных биоматериалов с использованием моделей мелких животных имеет важное значение до перехода к более крупным животным моделям и клиническим испытаниям9. Многочисленные исследования показали применимость мышиных моделей инфекций, связанных с имплантатами, с использованием биолюминесцентной бактерии, которая содержит оперон luxABCDE 10,11,12,13,14,15. Хотя эти модели ускоряют исследования в области разработки антибактериальных имплантатов или технологий, они имеют определенные ограничения. Во-первых, для непосредственной и точной оценки бактериальной нагрузки на имплантаты, размещенные в моделях мышей, часто требуются передовые знания и специализированное оборудование, такое как рентгеновские аппараты или специализированные системы визуализации. Во-вторых, в то время как собранные имплантаты обычно оценивают одиночный имплантат в одном месте инфекции у каждого животного, условия инфекции и иммунологические реакции могут варьироваться у разных особей, что потенциально может привести к вариабельности результатов сравнительных оценок. Поэтому при сравнении антибактериальных эффектов различных биоматериалов in vivo имплантация и инокуляция их бактериями в единых условиях более выгодна для решения этих вопросов. Кроме того, важно оптимизировать текущую методологию и проводить количественные оценки с воспроизводимостью и точностью, используя характеристики животной модели и используемых бактерий.

В этом исследовании представлен новый экспериментальный подход к инфекциям, связанным с имплантатами in vivo , который позволяет проводить точные измерения для оценки образования биопленки на поверхностях двух имплантатов в одной мышиной модели с помощью сравнительных меж- и внутрииндивидуальных аналитических методов. Биопленка на каждом имплантате может быть количественно определена с помощью оптимизированных методов визуализации биопленки на имплантате, определения колониеобразующих единиц (КОЕ) и количественного анализа полимеразной цепной реакции (qPCR) биолюминесцентного штамма Staphylococcus aureus, Xen 36. Предыдущее исследование показало, что имплантат из нового металла обладает многообещающей антибактериальной эффективностью in vivo против золотистого стафилококка при использовании этого комплексного подхода16. Эта методология может быть легко реализована в стандартных лабораторных условиях и может ускорить исследования по разработке антибактериальных биоматериалов.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все процедуры с животными одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию (IACUC) в Калифорнийском университете в Сан-Франциско (UCSF) и выполняются в учреждении BSL2 после консультаций и одобрения Программы UCSF по биобезопасности и рискам, администрируемой UCSF Environmental Health and Safety. Использовали самцов и самок мышей C57BL/6 (в возрасте 12-16 недель, 25-50 мг). Подробная информация об используемых реагентах и оборудовании приведена в Таблице материалов.

1. Подготовка бактерий

  1. В качестве возбудителя используют биолюминесцентный золотистый стафилококк Xen36 (ATCC49525).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Этот штамм получен из American Type Culture Collection (Манассас, Вирджиния) и уникально использует оперон luxABCDE , который оптимизирован и интегрирован в нативную плазмиду хозяина. Xen36 также использует ген устойчивости к канамицину, связанный с опероном люкса .
  2. Добавьте небольшое количество замороженного глицеринового бульона Xen 36 и добавьте кусочки в 5 мл триптического соевого бульона (TSB), содержащего 200 мкг/мл канамицина.
  3. Инкубируйте культуру в течение ночи при температуре 37 °C в встряхивающем инкубаторе (200 об/мин).
  4. Нанесите Xen36 на агаровые планшеты TSB (TSB в агаре 1,5%), содержащие 200 мкг/мл канамицина, и инкубируйте в течение ночи при 37 °C.
  5. Выделите отдельные колонии Xen36 и культуру в 5 мл TSB, содержащего 200 мкг/мл канамицина, в течение ночи при 37 °C в встряхивающем инкубаторе (200 об/мин).
  6. Измерьте абсорбцию полученной культуры при 630 нм.
  7. Разбавьте культуру и получите культуру Xen36 в концентрации 1,0 x 108 КОЕ/мл в расчете на абсорбцию при длине волны 630 нм.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Измерение поглощения на длине волны 630 нм (по сравнению с заготовкой TSB) 0,5 примерно эквивалентно 1,0 x 108 КОЕ/мл Xen36.
  8. Разбавьте культуру и сделайте культуру Xen36 1,0 x 105 КОЕ/мл.

2. Препарирование соединенных имплантатов

  1. Используйте две проволоки в форме стержня, изготовленные из имеющейся в продаже хирургической нержавеющей стали (SUS316L), каждая длиной 8 мм и диаметром 0,5 мм.
  2. Соедините два провода вертикально, вставив их в оба конца наконечника пипетки объемом 20 μл, обрезанного до длины примерно 3 мм.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Вставьте вертикально соединенные провода в кончик иглы 18 G (Рисунок 1). Убедитесь, что провода надежно закреплены наконечником пипетки, чтобы предотвратить отсоединение.
  3. Автоклавируйте провода перед хирургическим путем имплантации их мышам.

3. Создание зрелого подкожного мешочка

ПРИМЕЧАНИЕ: За 7 дней до бактериального посева создайте воздушный мешочек следующим образом:

  1. Обезболивайте мышь (C57BL/6) 2% изофлураном путем ингаляции (в соответствии с утвержденными в учреждении протоколами).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Оцените подходящий уровень анестезии, наблюдая за частотой дыхания, мышечным тонусом, защемлением пальцев ног, роговичным рефлексом и цветом слизистых оболочек. Используйте офтальмологическую мазь для глаз, чтобы предотвратить сухость во время пребывания под анестезией.
  2. Перенесите мышь, находящуюся под наркозом, на операционную кровать и побрейте дорсальную шейную/грудную область мыши.
  3. Промазать и стерилизовать всю область с 70% этанолом и повидон-йодом.
  4. Наполните шприц объемом 10 мл стерильным воздухом и прикрепите к выходу иглу 27 G.
  5. Аккуратно сожмите и приподнимите основание шеи мыши, чтобы создать пространство между подкожной клетчаткой и фасцией.
  6. Поместите иглу по средней линии между лопатками мыши и введите 3 мл стерильного воздуха подкожно, чтобы создать воздушный мешочек (рисунок 2).
    ПРИМЕЧАНИЕ: При впрыске воздуха удерживайте обе стороны спины противоположной рукой, чтобы воздух распространялся к центру спины, создавая мешочек посередине.
  7. Верните мышь в клетку, утепленную термопрокладкой, и внимательно следите за ней, пока она не оправится от анестезии.
  8. Вводите 3 мл стерильного воздуха, как описано выше, чтобы поддерживать надувание полости и создавать зрелый стомный мешок каждые 2 дня.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Перед каждым надуванием отсасывайте воздух из мешка, чтобы убедиться в правильном размещении кончика иглы. Осторожно извлеките шприц из иглы, оставив кончик иглы в мешочке. Снова надуйте мешочек 3 мл стерильного воздуха.

4. Имплантация подключенных проводов и бактериальный посев

  1. Через 7 дней после первой инъекции воздуха обезболите мышь, как описано в шаге 3.1.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Во время хирургического вмешательства постоянно проверяйте, дышит ли мышь и находится под наркозом. Вся хирургическая процедура обычно занимает 10-15 минут при выполнении квалифицированным хирургом. Анестезия поддерживается путем помещения трубки, доставляющей 2% изофлуран, смешанного с кислородом, рядом с мордой мыши.
  2. Промазать и стерилизовать всю область с 70% этанолом и повидон-йодом.
  3. Вводите бупивакаин подкожно непосредственно перед операцией.
  4. Сделайте продольный разрез по средней линии диаметром 3 мм в верхней части мешка.
  5. Введите иглу 18 G, содержащую соединенные провода, в мешочек через отверстие и вытолкните провода с помощью внутреннего шприца спинномозговой иглы 25 G (рис. 3A, B).
  6. Оставив кончик иглы 18 G внутри пакета, осторожно извлеките внутренний цилиндр и введите 3 мл культуры Xen36 1,0 x 105 КОЕ/мл с помощью шприца (рис. 3C, D).
  7. Осторожно удалите все иглы, закройте кожу с помощью зажима для раны и заклейте местным клеем для кожи (рис. 3E, F).
  8. Убедитесь в отсутствии протечек, верните мышь в индивидуальную клетку, утепленную термопрокладкой, и контролируйте, как и раньше.

5. Извлечение имплантатов из подкожного абсцесса

  1. После эвтаназии с помощью передозировки изофторана побрейте спинную шейную, грудную и поясничную области мыши, а также возьмите мазок и простерилизуйте всю область с помощью 70% этанола и повидон-йода (рисунок 4A).
    Примечание: Эвтаназия проводилась в соответствии с Рекомендациями Американской ветеринарной медицинской ассоциации (AVMA) по эвтаназии животных.
  2. Сделайте разрез по средней линии в поясничной области на 2 см и аккуратно отшелушите подкожную клетчатку с помощью ножниц.
  3. Удлините разрез и подкожную диссекцию проксимально и отделите прилегающую ткань, окружающую абсцесс (Рисунок 4B - D).
  4. Иссекаем весь подкожный абсцесс (рисунок 4E).
  5. Разрежьте гнойник и осторожно извлеките проволоку из внутренней части гнойника (рисунок 4F).

6. Количественное определение образовавшейся биопленки на поверхностях имплантатов

  1. Проба кристаллической фиалки
    1. Поместите провода, извлеченные из абсцесса, в отдельные лунки 24-луночного планшета, содержащего 1 мл деионизированной (DI) воды.
    2. Перенесите провода в новые лунки, содержащие 1 мл деионизионной воды, чтобы удалить все слабо прилипшие бактерии с поверхности проводов.
    3. Закрепите биопленку на проводах со 100% этанолом на 1 минуту и дайте им высохнуть.
    4. Перенесите провода в новые лунки, содержащие 1 мл 0,1% кристаллического фиолетового реактива.
    5. После 15 минут окрашивания дважды аккуратно промойте провода деионизированной водой, чтобы удалить излишки красителя.
    6. Поместите имплантат в микроцентрифужную пробирку объемом 1,5 мл, содержащую 250 мкл 33% уксусной кислоты, на 15 минут; Растворите кристалл фиалки, прилипший к биопленке на имплантате, с последующим вортексированием в течение 1 мин.
    7. Перенесите 200 мкл суспензии на 96-луночный планшет и измерьте поглощение при наружном диаметре630 нм с помощью считывателя микропланшетов. Все измерения выполняются в трех экземплярах.
  2. Подсчет колониеобразующих единиц (КОЕ)
    1. Удалите все слабо прилипшие бактерии с поверхности проводов, как описано в шаге 6.1.2.
    2. Поместите имплантат в микроцентрифужную пробирку объемом 1,5 мл, содержащую 200 мкл 10-кратного трипсина, и инкубируйте при 37 °C в течение 1 ч.
    3. Вортекс в течение 1 мин и ультразвуком на водяной бане при 100 Вт в течение 5 мин с последующим дополнительным вортексированием в течение 30 с для отрыва биопленки от суспензии.
    4. Инокулировать 10 мкл последовательно разведенной суспензии на агаровые пластины TSB (TSB в агаре 1,5%) 200 мкг/мл канамицина.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Выполняйте эту процедуру в трех экземплярах для каждого раствора.
    5. После инкубации планшетов при 37 °C в течение 24 ч подсчитайте колонии на планшетах и рассчитайте количество бактериальных клеток в исходной культуре, используя среднее количество колоний17.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы убедиться, что все бактерии удалены с проводов, что имеет решающее значение для точного измерения, окрасьте провода кристаллическим фиолетовым цветом и наблюдайте за ними после нанесения суспензии на пластины. В предварительных экспериментах комбинация вышеуказанной механической и химической диссоциации успешно удалила все биопленки Xen36 с поверхностей обычной проволоки из нержавеющей стали (рис. 5).
  3. Количественный анализ полимеразной цепной реакции (кПЦР)
    1. Удалите все слабо прилипшие бактерии с поверхности проводов, как описано в шаге 6.1.2.
    2. Поместите имплантат в микротрубку объемом 1,5 мл, содержащую 600 мкл TSB.
    3. Извлечение ДНК с помощью модифицированной системы щелочного лизисабез гранул 16.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Конечный объем элюированной ДНК составляет 20 μл.
    4. Разбавьте ДНК в соотношении 1:10 и храните при температуре -20 °C.
    5. Проведите кПЦР для генов luxA и 16S рРНК 16.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Все реакции количественной ПЦР проводятся в трех экземплярах. Общий объем реакционной смеси составляет 10 мкл, содержит 3 мкл матрицы ДНК, 5 мкл SYBR Green, 1 мкл воды, не содержащей нуклеаз, и 0,5 мкл каждого праймера. Праймерами для гена luxA являются 5'- GAGCATCATTTCACGGAGTTTG -3' и 5'- ATAGCGGCAGTTCCTACATTC -3'. Праймерами для гена 16S рРНК являются 5'- GTGGAGGGTCATTGGAAACT - 3' и 5'- CACTGGTGTTCTCTCCATATCTC - 3'. Условия ПЦР следующие: начальная денатурация в течение 2 мин при 94 °С, затем 40 циклов по 15 с при 94 °С, 30 с при 60 °С и 30 с при 72 °С, и окончательное продление при 72 °С в течение 5 мин.
    6. График среднего значения порогового значения за три цикла (Ct) строится относительно калибровочной кривой, созданной с помощью ДНК, очищенной непосредственно из серийно разбавленных чистых культур Xen36, для оценки бактериальной нагрузки на имплантат (рис. 6).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

В этом исследовании оценивалась надежность комплексного подхода с использованием новой мышиной модели инфекции, связанной с имплантатами, с оптимизированными количественными оценками образования биопленки на поверхностях имплантатов, которая использовалась в предыдущем исследовании. Два идентичных имплантата были использованы для изучения биопленки, образованной на их поверхности, с целью убедиться, что оба имплантата могут быть инкубированы одновременно в однородн...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Это исследование продемонстрировало комплексный подход к точной количественной оценке образования биопленки на нескольких имплантатах с использованием новой модели мыши и оптимизированных методов анализа инфекций, связанных с имплантатами. Чтобы гарантировать, что два имплантата были инкубированы в идентичных условиях инфекции у одного и того же субъекта, в пределах одной мыши был создан зрелый подкожный мешочек путем повторных инъекций воздуха. Эта модель обеспечивала закрытую и стабиль...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы заявляют об отсутствии конкурирующих интересов.

Благодарности

Это исследование было частично профинансировано Программой совместных исследований промышленности и университетов NSF под названием «Центр прорывных инноваций в области опорно-двигательного аппарата» (IIP-1916629), Komatsuseiki Kosakusho Co., Ltd. и Rosies Base, LLC.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Уксусная кислотаТОМАС САЙЕНТИФИК12-16-15-00
Считыватель абсорбции Agilent BioTek 800 TSAgilentBT800TS
Air-Tite Стерильные иглы для подкожных инъекций, калибр иглы: 18 гНАУЧНЫЙ ФИШЕР14817151 (CS)
Иглы для позвоночника BD: 25 гНАУЧНЫЙ ФИШЕР22043805
Настольный шейкер инкубатораНАУЧНЫЙ ФИШЕР
Ультразвуковая ванна Branson, 115 В переменного тока, 60 ГцНАУЧНЫЙ ФИШЕР2489500
Брэнсон Ультразвук 2510R-MTH (ультразвуковой аппарат)РПИ-Т48500-500.0
Центрифуга sorvall picoНАУЧНЫЙ ФИШЕР
CFX96 Оптический модуль реального времени Система количественной ПЦРБИО-РАД
Компактный стерилизатор, 30 лООО «ТОМАС САЙНЕКС»22А00Н096 (ЭА/1)
Кристалл фиолетовый, 1%, раствор SCI_EDНАУЧНЫЙ ФИШЕР10114-58-6
24-луночный планшет для культивирования клеток FalconНАУЧНЫЙ ФИШЕР877125
96-луночный планшет для культивирования клеток FalconНАУЧНЫЙ ФИШЕР8771001
Цифровой вихревой миксер FisherbrandФИШЕР САЙЕНС
КанамицинООО «ТОМАС НАУЧНЫЙ»;15160054
Маннит солевой агар 
FISHER SCIENTIFIC 
Мициробиологический инкубаторТермо Сайентиал51028063H
PBS, фосфатно-солевой буфер
Золотистый стафилококк ATCC 49525 (Xen36)Перкин Элмер119243
SYBR Green I Гелевый краситель для нуклеиновых кислотНАУЧНЫЙ ФИШЕР
Трипсин 10x (2,5%)НАУЧНЫЙ ФИШЕР15090046
Триптик Соевый бульон NETA SCIENTIFIC INC 
Zyppy Plasmid Miniprep KiНАУЧНЫЙ ФИШЕР501977785Безпеллетная модифицированная система щелочного лизиса

Ссылки

  1. Wukich, D. K., Lowery, N. J., McMillen, R. L., Frykberg, R. G. Postoperative infection rates in foot and ankle surgery: a comparison of patients with and without diabetes mellitus. J Bone Joint Surg Am. 92 (2), 287-295 (2010).
  2. Darouiche, R. O. Treatment of infections associated with surgical implants. N Engl J Med. 350 (14), 1422-1429 (2004).
  3. Arciola, C. R., Campoccia, D., Montanaro, L. Implant infections: Adhesion, biofilm formation and immune evasion. Nat Rev Microbiol. 16 (7), 397-409 (2018).
  4. Li, P., Yin, R., Cheng, J., Lin, J. Bacterial biofilm formation on biomaterials and approaches to its treatment and prevention. Int J Mol Sci. 24 (14), ijms241411680(2023).
  5. Chen, X., Zhou, J., Qian, Y., Zhao, L. Antibacterial coatings on orthopedic implants. Mater Today Bio. 19, 100586(2023).
  6. Pan, C., Zhou, Z., Yu, X. Coatings as the useful drug delivery system for the prevention of implant-related infections. J Orthop Surg Res. 13 (1), 220(2018).
  7. Savvidou, O. D., et al. Efficacy of antimicrobial coated orthopedic implants on the prevention of periprosthetic infections: A systematic review and meta-analysis. J Bone Jt Infect. 5 (4), 212-222 (2020).
  8. Sussman, E. M., Casey, B. J., Dutta, D., Dair, B. J. Different cytotoxicity responses to antimicrobial nanosilver coatings when comparing extract-based and direct-contact assays. J Appl Toxicol. 35 (6), 631-639 (2015).
  9. Cyphert, E. L., Zhang, N., Learn, G. D., Hernandez, C. J., von Recum, H. A. Recent advances in the evaluation of antimicrobial materials for resolution of orthopedic implant-associated infections in vivo. ACS Infect Dis. 7 (12), 3125-3160 (2021).
  10. Stavrakis, A. I., et al. Current animal models of postoperative spine infection and potential future advances. Front Med (Lausanne). 2, 34(2015).
  11. Carli, A. V., et al. Quantification of Peri-implant bacterial load and in vivo biofilm formation in an innovative, clinically representative mouse model of periprosthetic joint infection. J Bone Joint Surg Am. 99 (6), e25(2017).
  12. Bernthal, N. M., et al. A mouse model of post-arthroplasty Staphylococcus aureus joint infection to evaluate in vivo the efficacy of antimicrobial implant coatings. PLoS One. 5 (9), e12580(2010).
  13. Kelley, B. V., et al. In vivo mouse model of spinal implant infection. J Vis Exp. (160), e60560(2020).
  14. Meroni, G., et al. A Journey into animal models of human osteomyelitis: A review. Microorganisms. 10 (6), 10061135(2022).
  15. Wang, Y., et al. Mouse model of hematogenous implant-related Staphylococcus aureus biofilm infection reveals therapeutic targets. Proc Natl Acad Sci U S A. 114 (26), E5094-E5102 (2017).
  16. Mitsuhiro Nishizawa, D. H., et al. A novel approach to reducing spinal implant-associated infections. bioRxiv. , (2024).
  17. Fehlings, M. G., et al. A clinical practice guideline for the management of patients with acute spinal cord injury: Recommendations on the use of methylprednisolone sodium succinate. Global Spine J. 7 (3 Suppl), 203S-211S (2017).
  18. Dworsky, E. M., et al. Novel in vivo mouse model of implant-related spine infection. J Orthop Res. 35 (1), 193-199 (2017).
  19. Masters, E. A., et al. Distinct vasculotropic versus osteotropic features of S. agalactiae versus S. aureus implant-associated bone infection in mice. J Orthop Res. 39 (2), 389-401 (2021).
  20. Sheppard, W. L., et al. Novel in vivo mouse model of shoulder implant infection. J Shoulder Elbow Surg. 29 (7), 1412-1424 (2020).
  21. Mansouri, M. D., Ramanathan, V., Al-Sharif, A. H., Darouiche, R. O. Efficacy of trypsin in enhancing assessment of bacterial colonization of vascular catheters. J Hosp Infect. 76 (4), 328-331 (2010).
  22. Wang, X., Howe, S., Deng, F., Zhao, J. Current applications of absolute bacterial quantification in microbiome studies and decision-making regarding different biological questions. Microorganisms. 9 (9), 9091797(2021).
  23. Lima, A., Franca, A., Muzny, C. A., Taylor, C. M., Cerca, N. DNA extraction leads to bias in bacterial quantification by qPCR. Appl Microbiol Biotechnol. 106 (24), 7993-8006 (2022).
  24. Eleaume, H., Jabbouri, S. Comparison of two standardization methods in real-time quantitative RT-PCR to follow Staphylococcus aureus genes expression during in vitro growth. J Microbiol Methods. 59 (3), 363-370 (2004).
  25. Vidlak, D., Kielian, T. Infectious dose dictates the host response during Staphylococcus aureus orthopedic-implant biofilm infection. Infect Immun. 84 (7), 1957-1965 (2016).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Уникальная мышиная модель для количественной оценки образования биопленки на хирургических имплантатах при подкожном абсцессе
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.