Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Пробуждённая модель ишемического инсульта с нейропсихиатрическими осложнениями во время семидневного наблюдения

318 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/69194

⸱

19 декабря 2025 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Branch of the Shemyakin-Ovchinnikov Institute of Bioorganic Chemistry of the Russian Academy of Sciences, Russian Federation, 2Pushchino Branch of the Federal State Budgetary Educational Institution of Higher Education, Russian Biotechnological University (BIOTECH University), 3Shemyakin-Ovchinnikov Institute of Bioorganic Chemistry, Russian Academy of Sciences

В этой статье

Краткое содержание

Предлагается новая модель фокального ишемического инсульта у бодрствующих крыс. Это достигалось путём введения эмболии воздуха во внутреннюю сонную артерию крыс. Развитие очагового ишемического инсульта было подтверждено окрашиванием мозга хлоридом трифенилтетразолия, функциональными тестами и оценкой физиологических параметров.

Аннотация

Трансляционная модель экспериментального инсульта у крыс, вызванного газовой эмболией, была создана для уточнения особенностей развития инсульта и оценки нейропротективного эффекта новых средств и проверенных препаратов. Этот умеренно трудоёмкий протокол позволяет наблюдать динамику быстрой гибели нейронов у бодрствующих животных, предоставляя уникальную возможность оценить острую фазу инсульта, включая делирий, а также отслеживать вегетативные нарушения, такие как изменения артериального давления, температуры тела и минутного дыхательного объёма. Атмосферный воздух (100 мкл) вводился путём инфузии через сосудистый катетер, установленный ретроградно в общую сонную артерию через наружную сонную артерию с помощью инфузионного насоса. Через двадцать четыре часа после эмболизации у животных наблюдаются стереотипные поведенческие, моторные нарушения и гистопатологические различия. К седьмому дню эксперимента наблюдалось значительное улучшение неврологического состояния, а результаты поведенческих тестов приблизились к значениям контрольных показателей. В то же время в ишемическом поражении наблюдается переход от нейтрофильной к макрофаговой инфильтрации. Предлагаемая модель может использоваться в доклинических исследованиях, поскольку она воспроизводит нейропсихиатрические осложнения постинсультного периода, а также соответствующие физиологические, функциональные и гистопатологические изменения.

Введение

Целью этого исследования было разработать модель очагового ишемического инсульта у бодрствующих крыс и достичь максимально близкого приближения этой модели к клиническим аспектам ишемического инсульта у людей. Как показали исследования Сёйланда и др., 62,6% пациентов проявляли значимые симптомы ишемического инсульта в бодрствующем состоянии, тогда как только 19% перенесли инсультпробуждения 1. Следовательно, наибольший интерес представляет возникновение бодрствующего состояния во время эмболизации церебральной артерии у животных. Классические модели, используемые для изучения очагового ишемического инсульта головного мозга, включают следующие: транскраниальную окклюзию, окклюзию эндоваскулярного филамента средней церебральной артерии, эмболическую окклюзию, окклюзию эндотелином-1 и фототромбозмодели 2. Классические методы моделирования подвергают животных воздействию анестетиков, что может привести к искажению концевых точек в ишемической модели инсульта. Изофлуран широко используется в хирургии окклюзии как наиболее эффективный метод газовойанестезии 3,4,5. Однако степень нарушения мозга после окклюзии средней церебральной артерии (MCAO) через 24 часа оказалась обратно пропорциональна длительности анестезии изофлураном у животных. Доказано, что изофлуран влияет на экспрессию 6 более 1000 дифференциально экспрессированных генов, связанных с ишемией, что может привести к формированию ишемической модели инсульта, которая не является полностью надёжной.

Одной из методов моделирования ишемического инсульта у крыс является введение тромба во внутреннюю соннуюартерию 7. Тем не менее, индукция ишемического инсульта в этой модели проводилась через 1 час после катетеризации изофлураном. Можно предположить, что это предусловление могло нарушить развитие неврологических и физиологических последствий введения тромба.

Предлагается альтернативный метод моделирования ишемического инсульта с помощью эмболизации внутренней сонной артерии у бодрствующих крыс, а затем фокального повреждения мозга в среднем бассейне мозговой артерии. Катетеризация проводилась за 24 часа до моделирования ишемического инсульта. Это гарантировало, что эффекты введения эмболии не были изменены анестезией.

Предлагаемая модель не использует эндотелин-18,филамент 9 или коагулируемый пигмент10 для ишемии. Выбор препарата для введения крысам через катетер основывался на предпосылке, что этот метод будет осуществим, что устраняет необходимость фиксировать животное в стереотаксичной системе и анестезироватьего 8,10.

Кроме того, модель позволяет наблюдать физиологические и неврологические параметры у животных сразу после эмболизации; Альтернативные методы моделирования ишемического инсульта, по-видимому, несовместимы с этим. В литературе конечные точки повреждения мозга и неврологических нарушений после моделирования ишемического инсульта чаще всего оцениваются через 24 часа послеокклюзии 11,12,13,14.

Использование бодрствующих крыс в моделировании ишемического инсульта может стать дополнением или альтернативой преобладающей классической модели фокального ишемического инсульта. Такой подход способствует более широкому изучению нейропротективного потенциала зарегистрированных или развивающихся фармацевтических агентов для лечения ишемического инсульта.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Исследование проводилось в соответствии со стандартными операционными процедурами лаборатории и было одобрено Биоэтической комиссией Институционального комитета по уходу и использованию животных филиала Института биоорганической химии имени Шемякина-Овчинникова Российской академии наук (Протокол No 1016/25 от 17 января 2025 года). В этом исследовании использовались 28 самцов крыс Sprague-Dawley (SD) в возрасте от 10 до 12 недель, со средней массой тела 301 г и микробиологическим статусом специфического патогена без (SPF). Реагенты и используемое оборудование перечислены в Таблице материалов.

1. Приготовление животных

  1. Используйте 28 самцов SD крыс, возрастом 10-12 недель, с SPF. Используйте 12 животных для фиктивной группы и 16 животных для моделирования ишемического инсульта с эмболией мозговых артериальных газов (CAE).
  2. Стерилизуйте все инструменты в течение 24 часов в дезинфицирующем растворе (0,5% хлоргексидин биглюконат в 70% этаноле).
  3. Анестезия крыс с помощью внутримышечной инъекции смесью тилетамина 15 мг/кг и золазепама 15 мг/кг + гидрохлорида ксилазина 10 мг/кг (согласно утверждённым институциональными протоколами).
  4. Убедитесь, что хирургическая стадия анестезии выполнена: коснитесь уголка глаза животного, зажмите кончик хвоста.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Животное считается анестезиированным, если после этих манипуляций не наблюдается рефлексов.
  5. Выщипьте рабочее поле на вентральной области шеи.
  6. Закрепите животное на хирургическом столе, закрепив конечности и верхние резцы мягкими жгутами.
  7. Разрежьте полиэтиленовые трубки диаметром 0,8 мм на трубки длиной 10 см, затем скрутите стабилизирующую спираль шириной около 5 мм на кончике, пронизывая кончик полиэтиленовой трубки на металлическую трубку и окунув её в горячую воду (90 °C). Наполните трубку гепарином (50 ME). Запечатайте противоположный конец спирали пробкой, сделанной из рыболовной лески.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Катетер изготовлен из медицинских полиэтиленовых трубок. Избегайте сгибания и защемления катетера при работе.

2. Катетеризация сонной артерии

  1. Сделайте разрез длиной около 5 мм на вентральной стороне шеи животного.
  2. Вскрытие мышцы шеи с помощью щипцов. Откройте область, где сонная артерия ветвится на внешнюю и внутреннюю сонные артерии.
  3. Найдите артерию, проходящую вдоль трахеи. Аккуратно освободите его щипцами из соединительной ткани, не касаясь блуждающего нерва, проходящего вдоль артерии.
  4. Используйте щипцы, чтобы изолировать участок наружной сонной артерии.
  5. Разместите временную связку 3-5 мм хвостовик к бифуркации на общей сонной артерии.
  6. Поставьте две лигатуры на наружную сонную артерию: одну сразу после бифуркации, другую в дистальном 4 мм от бифуркации.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Введение катетера будет выполнено между этими двумя лигатурами. Лигатура, установленная сразу после бифуркации, фиксирует катетер в сосуде.
  7. На внутреннюю сонную артерию разместите одну временную лигатурную черепную артерию к бифуркации общей сонной артерии.
  8. После бифуркации наложите лигатуру на артерию птеригопалатины.
    ПРИМЕЧАНИЕ: При наложении лигатур на этапах 2.7 и 2.8 кровотечение может возникнуть из-за наличия коллатеральных веществ, скрытых за основным стволом общей сонной артерии. В этом случае их следует перевязать.
  9. Сделайте разрез на внешней сонной артерии между лигатурами с помощью ножниц. Вставьте подготовленный катетер (шаг 1.7) в отверстие, образовавшееся в сосуде, направляя его к общей сонной артерии.
  10. Освободите дистальную связку и протолкните катетер ниже по сосуду, пока он не войдёт в общую сонную артерию. Аккуратно завяжите две лигатуры на участке наружной сонной артерии с катетером внутри. Поставьте третью лигатуру перед катетером и тоже завяжите её.
    1. Закрепите катетер с помощью лигатур на амортирующем кольце. Удалите лигатуры из сонной и наружной сонной артерий.
      ПРИМЕЧАНИЕ: При нажатии катетера из сосуда может вытекать кровь.
  11. В случае утечки крови из сосуды разместите дублирующие лигатуры между отверстием в сосуде и третьей связкой.
  12. Направляйте фиксированный катетер к холкам с помощью игольчатого директора.
  13. Зашивайте вентральную рану швом 4.0. Используйте непрерывный шов.
  14. Зашвите дорсальную сторону кожи материалом 4.0 плотно вокруг катетера. Используйте непрерывный шов. Прикрепите кусок лепящего пластыря к внешней части катетера и прикрепите его к шву для более надёжной фиксации.
  15. Вводите антибиотик ципрофлоксацин в дозе 5 мг/кг внутримышечно.

3. Моделирование фокальной церебральной ишемии у животных группы CAE

  1. Через двадцать четыре часа после катетеризации крысы поместите животное в бодрствовающее состояние в иммобилайзере лабораторного животного, чтобы можно было получить доступ к катетеру, установленному на холке.
  2. Введите шприц, наполненный раствором физиологического раствора 0,5 мл (0,9% NaCl) с иглой на 30 г в насос.
  3. Подключите иглу шприца к пустому полиэтиленовому катетеру (ёмкость 100 мкл). Подключите другой конец полиэтиленового катетера к имплантированному катетеру с помощью адаптера.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Правильная имплантация катетера и отсутствие тромба доказываются, когда гепарин из имплантированного катетера переносится в катетер с воздухом, вызывая лёгкое сжатие воздуха. Причина в том, что давление крысы превышает давление воздуха в соединённом катетере.
  4. Установите скорость впрыска на инфукционный насос на 10 мкл/мин. Установите объём инъекции на инфузионном насосе на 120 мкл.
  5. Запускайте насос для инфузии. Введите 100 мкл воздуха из полиэтиленового катетера и 20 мкл физиологического раствора (0,9% NaCl).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Инъекция занимает 10 минут. В этот момент наблюдайте за животным. Во время инъекции животное может издавать звуки, грызть или копать иммобилайзер.
  6. Вынимите животное из иммобилайзера.
  7. Немедленно оценивайте неврологическое состояние животного по шкале от 0 до 5 баллов: 0 = отсутствие неврологического дефицита, 1 = неспособность полностью выпрямить переднюю конечность, 2 = вращение, 3 = потеря поддержки конечностей, 4 = отсутствие спонтанной ходьбы с подавленным уровнем сознания, и 5 = смерть.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для более подробного описания см. источник15. Возможно, что у животного не проявится неврологическое нарушение сразу после подачи воздуха. Это указывает на то, что окклюзия не произошла из-за анатомических особенностей животного или повышенного артериального давления.
  8. Исключить животное из эксперимента при отсутствии неврологических симптомов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: У крыс с КАЭ по шкале неврологического дефицита 1-4 балла. Чаще всего это потеря поддержки конечностей или отсутствие спонтанной ходьбы с подавленным уровнем сознания.
  9. Вводите антибиотик ципрофлоксацин в дозе 5 мг/кг внутримышечно.

4. Оценка физиологических параметров

  1. Через час после САЭ оценивайте неврологическое состояние животного по шкале от 0 до 5 баллов: 0 = отсутствие неврологического дефицита, 1 = неспособность полностью выпрямить переднюю конечность, 2 = вращение, 3 = потеря поддержки конечностей, 4 = отсутствие спонтанной ходьбы с подавленным уровнем сознания, и 5 =смерть 15.
    ПРИМЕЧАНИЕ: После 1 часа у животного может не быть симптомов из-за быстрого всасывания воздушного пузыря, что указывает на недостаточную артериальную эмболизацию.
  2. Исключить животное из эксперимента при отсутствии неврологических симптомов через 1 час после КАЭ (крысы с 0 баллами по шкале неврологическогодефицита 15).
  3. Вводите антибиотик ципрофлоксацин в дозе 5 мг/кг внутримышечно через 24 часа и 48 часов после САЭ.
  4. Рандомизировать животных из фиктивной группы и CAE группы для оценки физиологических параметров.
  5. Взвешивать животных непосредственно перед CAE, а также через 3 часа, 24 часа, 4 и 7 дней после CAE по шкале Сарториуса с точностью в грамм.
  6. Измерьте ректальную температуру крыс непосредственно перед CAE, а также через 3 часа, 24 часа, 4 и 7 дней после CAE с помощью цифрового термометра с рабочим диапазоном от 32 °C до 42 °C.
  7. Измеряйте систолическое артериальное давление и сердечный ритм неинвазивно непосредственно перед CAE, а также через 3 часа, 24 часа, 4 и 7 дней после CAE с помощью хвостовой манжеты на компьютеризированной системе для записи артериального давления и параметров дыхания.
    1. Включите грелку и нагрейте её до 40 °C.
    2. Поместите животное в иммобилайзер и положите его на грелку. Дайте животному успокоиться 3-5 минут.
    3. Затем наденьте манжету с датчиком для измерения сердечно-сосудистых параметров на хвост животного, в 2-3 см от основания хвоста.
    4. Отрегулировать расположение датчика непосредственно под вентральной хвостовой артерией.
    5. Убедитесь, что сигнал стабилен и пульс отображается в программе. Начинайте записывать сигнал.
    6. Включите накопление давления в манжетах.
    7. Записывайте пульс и систолическое давление, пока давление в манжете полностью не ослабеет.
    8. Убедитесь, что сигнал восстановления сердечного ритма животного чётко отображается.
    9. Повторяйте шаги 4.4.3-4.4.5. Ещё два раза — и выпустить животное из иммобилайзера.
    10. Рассчитайте средний пульс и систолическое артериальное давление по трём измерениям.
  8. Измеряйте частоту дыхания и объём дыхания непосредственно перед CAE, а также через 3 часа, 24 часа, 4 и 7 дней после CAE с помощью компьютеризированной системы для записи артериального давления и параметров дыхания.
    1. Закрепите животное в одной руке в естественном положении для животного.
    2. Наденьте маску с трубкой, соединённой с носом животного.
      ПРИМЕЧАНИЕ: животному потребуется время, чтобы привыкнуть дышать в маску.
    3. Убедитесь, что животное успокоено.
    4. Фиксируйте объём дыхания и частоту дыхания в течение 10 секунд.
    5. Убедитесь, что животное не вздыхало и не глотало во время записи.
    6. Повторите шаги 4.5.2-4.5.3 ещё два раза.
    7. Рассчитайте средний объём дыхания и частоту дыхания по трём измерениям.
    8. Вычислите минутный объем дыхания по формуле:
      Минутный объём дыхания = частота дыхания × объём дыхания.

5. Оценка функциональных и поведенческих параметров

  1. Оценивайте неврологическое состояние животного по шкале от 0 до 5 баллов: 0 = отсутствие неврологического дефицита, 1 = неспособность полностью выпрямить переднюю конечность, 2 = вращение, 3 = потеря поддержки конечностей, 4 = отсутствие спонтанной ходьбы с подавленным уровнем сознания, и 5 =смерть 15.
  2. Оценивайте моторную функцию и координацию на Rota-Rod непосредственно перед CAE и через 3 часа, 24 часа, 4 и 7 дней после CAE.
    1. Обучайте животных для тестирования на устройстве Rota Rod.
      1. Посадите животное на стационарный прут на 5-30 секунд.
      2. Животные, способные удержаться за неподвижный удок не менее 10 секунд, заставляют их бегать на удочке, вращающейся с минимальным ускорением, примерно 30 секунд.
      3. Продолжайте тренировать животных, пока они не смогут свободно стоять на удочке, вращаясь с соответствующим ускорением.
    2. Поместите животных на вращающийся горизонтальный стержень диаметром 7 см с минимальной скоростью 1 об/мин.
    3. Начинайте ускорение с 1 об/мин каждые 10 секунд до максимальной скорости 60 об/мин.
    4. Запишите время, когда крыса находилась на вращающейся удочке.
  3. Оценивайте локомоторную активность крыс непосредственно перед CAE и через 3 часа, 24 часа, 4 и 7 дней после CAE с помощью компьютерной системы.
    1. Поставьте животное в центр открытого поля и запишите за 5 минут пройденное расстояние и время активности крысы.
  4. Оценивайте силу хвата передних конечностей через 3, 24 часа, 4 и 7 дней после CAE по шкале силы захвата.
    1. Держите животное за хвост и позвольте ему схватить прутья передними конечностями.
    2. Тяните животное параллельно решётке, пока крыса не отпустит решётку.
    3. Сделайте три попытки и выберите наивысший результат.

6. Оценка уровня кальций-связывающего белка B (S100b) S100

  1. Измеряйте уровни S100b в сыворотке у крыс до моделирования CAE, через 24 часа и через 7 дней после CAE.
    1. Поместите животное в иммобилайзер лабораторного животного.
    2. Включите грелку и нагрейте её до 40 °C.
    3. Поместите животное в иммобилайзер лабораторного животного на грелку. Подождите 5 минут, чтобы животное успокоилось.
    4. Положите животное на бок.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Хвостовая вена должна быть видна на хвосте.
    5. Введите внутривенный катетер в каудальную вену.
    6. Возьмите 1 мл крови в трубку длиной 1,5 мл.
    7. Дайте крови постоять при комнатной температуре в течение 40 минут.
    8. Центрифугуйте образец крови при 4 °C в течение 15 минут при 1500 x g.
    9. Собирайте сыворотку автоматической пипеткой в отдельную трубку объёмом 1,5 мл.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Сыворотка должна быть прозрачной и прозрачной, без красных примесей эритроцитов.
    10. Проанализируйте сыворотку с помощью ферментно-связанного иммуносорбентного анализа (ELISA) с использованием соответствующего комплекта для ИФС.

7. Удаление катетера

  1. Проведите процедуру удаления катетера через 24 часа после CAE, после обследований на этапе 5.
    1. Поместить животных в ингаляционную камеру с подключённой системой газовой анестезии и кислородным концентратором на 1-2 минуты с подачей изофлурана в камеру при объёме 2,5%-3,5% при подаче кислорода 3 л/мин.
    2. Переместите животное на грелку (37,5 °C) с подачей масочных газов в режиме дозировки изофлурана 2%-3% с расходом кислорода 1,0-2,0 л/мин.
    3. Разрежьте флаг, не перерезая шов раны и не повреждая катетер.
    4. Очистите внешний конец катетера и обработайте дезинфекционным раствором (0,5% хлоргексидин биглюконат в 70% этаноле).
    5. Удалите шов после предыдущей операции с вентральной стороны шеи. Через разрез используйте пинцет, чтобы аккуратно изолировать спираль катетера.
    6. Вытащите длинный конец катетера через вентральный разрез.
    7. Поставьте лигатуру с узлом, не затягивая, на наружную сонную артерию между бифуркацией и местом установки катетера.
    8. Аккуратно разрежьте узлы, связывающие катетер, вытащите катетер щипцем, затяните узел на сосуде и перевяжите.
    9. Обрежьте концы связки и зашивайте рану. Используйте непрерывный шов.

8. Оценка окрашивания хлорида трифенилтетразолия

  1. Через 24 часа после окклюзии назначить 6 животных из фальшивой группы и 6 животных из группы CAE через 24 часа после окклюзии, а также 6 животным из фиктивной группы и 10 животных из CAE на 7-й день после CAE с помощью внутримышечной инъекции тилетамина 15 мг/кг и золазепама 15 мг/кг + ксилазингидрохлорида 10 мг/кг.
  2. Проверьте, что хирургическая стадия анестезии выполнена, как описано в шаге 1.3.
  3. Проведите полный анализ крови из хвостовой вены с помощью шприца объёмом 2 мл и иглы 24 G.
  4. Откройте спинной свод черепа, не повреждая мозговую ткань.
  5. Изучите твердую твердую мозговую опухлину.
  6. Разрежьте мозг клинком микротома на лобные срезы толщиной 2 мм, начиная с лобной долы.
  7. Разместите срезы на стекле для микроскопа.
  8. Поместите срезы в раствор хлорида трифенилтетразолия (TTC) с 1% и поместите их в термостат при 37 °C на 10-12 минут.
  9. Проверьте все участки мозга. Обратите внимание на изменение цвета окрашиваний TTC.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Неповреждённая ткань окрашивает ярко-розовый, а ткань с поражениями — бледно-розовый.
  10. Сфотографируйте ломтики с обеих сторон.
  11. Зафиксируйте срезы в 10% нейтральном буферизованном растворе формалина.
  12. Оценить площадь очагового поражения в программном обеспечении для научного анализа изображений.

9. Оценка окрашивания гематоксилином и эозином

  1. Обезвоженный фиксированный мозг разрезает растущую батарею этанола (70%, 80%, 100%).
  2. Замочите сушеные ломтики в парафине и сделайте ломтики толщиной 7 мм.
  3. Покрасьте срезы гематоксилином и эозином.
  4. Проведите микроскопический анализ срезов с помощью микроскопа с пропускаемым светом.

10. Статистический анализ

  1. Проводите статистический анализ в статистической программе.
  2. Применяйте описательные статистические данные (вычислите среднее ± стандартную ошибку среднего) и создайте графики для визуализации результатов.
  3. После проверки нормальности каждой группы выполните несколько сравнений по критерию ранга Дункана.
  4. Определите различия на уровне значимости 5%.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Выживаемость и общее состояние
Сразу после введения воздушного пузыря у всех крыс наблюдалось нарушенное состояние и выраженный тремор в течение нескольких секунд, после чего следовало прекращение всей моторной активности и потеря сознания на 1–2 минуты. Некоторые животные теряли опору на лапах на 10-15 минут после прихода в сознание.

Выживаемость животных через 3 часа после КАЭ составляла 100%, но через 24 часа выживаемость снизилась до 80...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

MCAO — это распространённый метод моделирования фокального ишемического инсульта у крыс, который достигается за счёт образования тромба, локального спазма средней церебральной артерии и временной окклюзиифиламентом 2. Цель таких моделей — (1) достичь фокального апоптоза нейронной тканимозга 16 со стандартизированным объёмом поражения иобластью 17, (2) мониторинг неврологического дефицита животных в течение 2-7 дней

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Это исследование было поддержано Российским научным фондом, проект No 25-15-00037.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
3-компонентный шприц с иглой объёмом 2 мл  ЛЕЙКО52322223G
Одноинфузионный насос AladdinWorld Precision InstrumentsAL-1000
ЦипрофлоксацинPharmavet38977445% раствор ципрофлоксацина
Компьютеризированная система PowerLab 8/35 Дополнительные элементы3508-1090
ДезинApteka.ru0,5% хлоргексидин биглюконат в 70% этаноле
Цифровой термометрB.Well Swiss AGЛОТ 0413
Измеритель силы захвата на электронном динамометреBioMed Easy Technologies007231024415MC01
Набор ELISA для кальций-связывающего белка B с S100 (S100B)CLOUD-CLONE CORP. (CCC)SEA567Ra48T
Рыболовная лескаДиаметр 0,9 мм
Система газовой анестезииUGO BASILE 21100
Статистическое программное обеспечение GraphPadПризмаv.10
Режиссёр с канавкойFisher ScientificКаталог No 11-0012,7 см
ГепаринЭндофарм. Московский эндокринологический завод30122
ImageJНациональные институты здравоохранения и Лаборатория оптических и вычислительных приборов
Инсулиновый шприцПродукция больницы SFM1603030,5 мл, U-100, 30G
Внутривенный катетерKD MedicalG24
Изофлуран (Изофлурин)Vetpharma100 мл, 1000 мг/кг
Иммобилайзер для лабораторных животныхОткрытая наукаAE1001-R1
Световой микроскопZEISSAxio Scope.A1
Слайды для световой микроскопииThermo Scientific15442933
Медицинские полиэтиленовые микротрубкиScientific Commodities Inc.BB31695-PE/4Внутренний диаметр 0,76 мм
Медицинские стерильные марлевые салфеткиНовая жизнь 45x29 см
МикротрубкаSARSEDT AG & Рота KGS0443781,5 мл
Микропипетка Eppendorf Research plusЭппендорф200 и микро; L
Микроскопические стеклиFisher Scientific11562203
Микрохирургические щипцы (изогнутые)Казанский завод медицинских инструментовF0106
Микрохирургические щипцы (прямые)RWD Life ScienceF11029-11
Клинки микротомовThermo Scientific3052835MX35 Premier+
Система многообусловливающихСистемы TSE131202-10
Нейтральный буферизованный формалинхм1072024pH 6,8-7,2 
Хирургический шовный лавсан с неотасасывающимисяLintex2022-01
Офтальмологические ножницы для иридектомииCM InstrumenteAJ-410-05
Кислородный концентраторВооружённыйYYT327009607F-3L
Фосфатный буферAMRESCO2120C462
Наконечники пипттаServicebio200 и микро; L
Крысыполучено в питомнике лабораторных животных» Пушкино» (www.spf-animals.ru), Институт биоорганической химии имени Шемякина-Овчинникова Российской академии наук.
Холодильная лабораторная многофункциональная центрифугаЭппендорф5804 R
Rota-Rod Rotamex-5 COLUMBUS INSTRUMENTS210426
Ножницы METZENBAUM Medstandart-InstrumentMT-H-256
Хирургический материал для шваОТМЕНЕНО114/0042011124Kaproag 4/0
Хирургический столVetKormTorgВЕТБОТ STL-1, TD00472
ТелазолЗоетис67291350 мг/мл тилетамина и 50 мг/мл золазепама в 5 мл
Трифенилтетразолий хлоридDia-MTTC1809
КсилазинНИТА-ФЕРМА1512% гидрохлорида ксилазина в 50 мл

Ссылки

  1. Søyland, M. H., Tveiten, A., Eltoft, A., Øygarden, H., Varmdal, T., Indredavik, B., et al. Wake-up stroke and unknown-onset stroke: Occurrence and characteristics from the nationwide Norwegian Stroke Register. Eur Stroke J. 7 (2), 143-150 (2022).
  2. Li, Y., Zhang, J. Animal models of stroke. Animal Model Exp Med. 4 (3), 204-219 (2021).
  3. Brunner, C., Korostelev, M., Raja, S., Montaldo, G., Urban, A., Baron, J. C. Evidence from functional ultrasound imaging of enhanced contralesional microvascular response to somatosensory stimulation in acute middle cerebral artery occlusion/reperfusion in rats: A marker of ultra-early network reorganization. J Cereb Blood Flow Metab. 38 (10), 1690-1700 (2018).
  4. Buetefisch, C. M., Wei, L., Gu, X., Epstein, C. M., Yu, S. P. Neuroprotection of low-frequency repetitive transcranial magnetic stimulation after ischemic stroke in rats. Ann Neurol. 93 (2), 336-347 (2023).
  5. Jin, R., Zhu, X., Li, G. Embolic middle cerebral artery occlusion (MCAO) for ischemic stroke with homologous blood clots in rats. J Vis Exp. (91), e51956(2014).
  6. Shpetko, Y. Y., Filippenkov, I. B., Denisova, A. E., Stavchansky, V. V., Gubsky, L. V., Limborska, S. A., et al. Isoflurane anesthesia's impact on gene expression patterns of rat brains in an ischemic stroke model. Genes. 14 (7), 1448(2023).
  7. Toung, T. J. K., Mehr, N., Mirski, M., Koehler, R. C. Embolic occlusion of internal carotid artery in conscious rats: Immediate effects of cerebral ischemia. Physiol Rep. 11 (4), e15613(2023).
  8. Yan, J., Liu, Y., Zheng, F., Lv, D., Jin, D. Environmental enrichment enhanced neurogenesis and behavioral recovery after stroke in aged rats. Aging-US. 15 (18), 9453-9463 (2023).
  9. Jin, X., Morais, A., Imai, T., Lamb, J., Nagarkatti, K., Boisserand, L. Determinants of outcome after endovascular middle cerebral artery occlusion in rats in the SPAN trial. Stroke. 56 (9), 2734-2747 (2025).
  10. Feng, Y., et al. Activation of testosterone-androgen receptor mediates cerebrovascular protection by photobiomodulation treatment in photothrombosis-induced stroke rats. CNS Neurosci Ther. 30 (2), e14574(2024).
  11. Gubskiy, I. L., et al. MRI guiding of the middle cerebral artery occlusion in rats aimed to improve stroke modeling. Transl Stroke Res. 9 (4), 417-425 (2018).
  12. Gupta, S., Sharma, U., Jagannathan, N. R., Gupta, Y. K. Neuroprotective effect of lercanidipine in middle cerebral artery occlusion model of stroke in rats. Exp Neurol. 288, 25-37 (2017).
  13. Gupta, Y. K., Sinha, K., Chaudhary, G. Transient focal ischemia induces motor deficit but does not impair the cognitive function in middle cerebral artery occlusion model of stroke in rats. J Neurol Sci. 203-204, 267-271 (2002).
  14. Shukla, P. K., et al. Neuroprotective effect of Acorus calamus against middle cerebral artery occlusion-induced ischaemia in rat. Hum Exp Toxicol. 25 (4), 187-194 (2006).
  15. Schäbitz, W. R., et al. Synergistic effects of a combination of low-dose basic fibroblast growth factor and citicoline after temporary experimental focal ischemia. Stroke. 30 (2), 427-432 (1999).
  16. Tang, H., et al. Delayed recanalization after MCAO ameliorates ischemic stroke by inhibiting apoptosis via HGF/c-Met/STAT3/Bcl-2 pathway in rats. Exp Neurol. 330, 113359(2020).
  17. Lee, K. Y., Bae, O. N., Weinstock, S., Kassab, M., Majid, A. K. Neuroprotective effect of asiatic acid in rat model of focal embolic stroke. Biol Pharm Bull. 37 (8), 1397-1401 (2014).
  18. Li, L., Rong, W., Ke, W., Hu, Z., Yip, S. P., Tong, K. Y. Muscle activation changes during body weight support treadmill training after focal cortical ischemia: A rat hindlimb model. J Electromyogr Kinesiol. 21 (2), 318-326 (2011).
  19. Palikov, V. A., et al. Experimental model of cerebral arterial air embolism in conscious rats. Bull Exp Biol Med. 177 (5), 668-672 (2024).
  20. Kusuda, K., Ibayashi, S., Sadoshima, S., Ishitsuka, T., Fujishima, M. Brain ischemia following bilateral carotid occlusion during development of hypertension in young spontaneously hypertensive rats--importance of morphologic changes of the arteries of the circle of Willis. Angiology. 47 (5), 455-465 (1996).
  21. Webster, J., Osborne, S., Rickard, C. M., Marsh, N. Clinically-indicated replacement versus routine replacement of peripheral venous catheters. Cochrane Database Syst Rev. 1 (1), CD007798(2019).
  22. Okuyama, S., et al. The arterial circle of Willis of the mouse helps to decipher secrets of cerebral vascular accidents in the human. Med Hypotheses. 63 (6), 997-1009 (2004).
  23. Mamo, Y. A. Cerebrovascular effects of vasoactive drugs: in vitro, in vivo and clinical investigations. Medicine. , 73874537(2015).
  24. Stangeland, H., Orgeta, V., Bell, V. Poststroke psychosis: A systematic review. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 89 (8), 879-885 (2018).
  25. Mercier, E., et al. Predictive value of S-100β protein for prognosis in patients with moderate and severe traumatic brain injury: Systematic review and meta-analysis. Br Med J (Clin Res Ed). 346, f1757(2013).
  26. Baig, M. U., Bodle, J. Thrombolytic Therapy. , StatPearls Publishing. Treasure Island (FL). (2025).
  27. Murphy, R. P., Donnellan, J. A High-pressure solution for a high-pressure situation: Management of cerebral air embolism with hyperbaric oxygen therapy. Cureus. 11 (9), e5559(2019).
  28. Heinrichs, S. C., Koob, G. F. Application of experimental stressors in laboratory rodents. Curr Proto. Neurosci. Chapter 8 (Unit 8.4), (2006).
  29. Emms, H., Lewis, G. P. Sex and hormonal influences on platelet sensitivity and coagulation in the rat. Br J Pharmacol. 86 (3), 557-563 (1985).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Газовая эмболиямодель инсультагибель нейроновповеденческий дефицитвегетативные нарушениягистопатологические изменениядоклинические исследования
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.