$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
Эксперименты на животных проводились с одобрения Комитета по исследованиям и этике животных Медицинского исследовательского института Хэбэй Илин (номер одобрения: N2024082). Ознакомьтесь с Таблицей материалов для изучения экспериментальных материалов и инструментов, использованных в этом исследовании. Персонал должен строго носить соответствующие средства индивидуальной защиты (СИЗ) при работе с опасными реагентами, такими как TRIzol (раздражитель кожи/глаз, содержит фенол) и ингибиторы протеазы (потенциальные респираторные/кожные сенсибилизаторы). Разделять биологические и жидкие отходы в автоклавируемые пакеты и опасные химические отходы в специализированные контейнеры для институциональной утилизации. Дезинфицируйте расходники перед утилизацией.
Моделирование мышей с диабетической нефропатией
Самцы мышей db/db и db/m (12 недель) содержались в специфических условиях без патогенов (SPF) при температуре 22 ± 2 °C и влажности 56% ± 5% с 12-часовым циклами света и темноты, а также с постепенным доступом к пище/воде. После 1-недельного периода акклиматизации мышам случайным образом присваивались числовые идентификаторы и распределялись по экспериментальным группам. Мыши с db/db получали пищу с высоким содержанием белка в течение 6 недель для установления DKD. Успешное моделирование было подтверждено значительно повышенным соотношением альбумина к креатинину в моче (UACR) по сравнению с контролями в дб/м, при этом UACR >30 мг/г служит основным функциональным биомаркером раннегоDKD 12.
Моделирование эндотелиальных клеток с высоким содержанием глюкозы
Эндотелиальные клетки почечных клубочков человека (HRGEC) были подготовлены в стандартизированных условиях. HRGEC культивировались либо в нормальной глюкозе (NG, 5,5 мМ D-глюкозы), либо в среде с высоким содержанием глюкозы (HG, 30 мМ D-глюкозы) и содержались в увлажнённом инкубаторе при 37 °C с 5%CO2. Клетки либо подвергались непрерывному воздействию ГГ, либо выращивались в контрольных условиях в течение 24 часов перед следующим анализом. Следует включить осмотический контроль (ГМ, содержащий 5,5 мМ D-глюкозы с 24,5 мМ маннитола). Все состояния должны соответствовать строгим критериям клеточной приспособленности: жизнеспособность оставалась ≥85%, уровни апоптоза оставались ниже 15%, рост РОС по сравнению с ГМ не превышал 20%, а выброс ЛНГ оставался ниже 10%, что подтверждало целостность клеток до дальнейших анализов.
Коллекция условных носителей
Кондиционированные среды (КМ) собирались с использованием стандартизированного протокола анализасекретомов 13 с модификациями. После 24 часов стимуляции высокого уровня глюкозы (30 мМ Д-глюкозы), нормальной глюкозы (5,5 мМ Д-глюкозы) или осмотического контроля (5,5 мМ Д-глюкозы + 24,5 мМ маннитола), HRGEC промывали стерильным фосфатно-буферным физиологическим раствором (PBS) для удаления остаточных белков сыворотки. Клетки пополнялись базальной эндотелиальной средой без сыворотки и без фенолов, без красного цвета, и инкубировали в течение 12 часов при 37 °C с 5% CO₂ для накопления секретируемых факторов.
CM собирался с помощью предварительно охлаждённых центрифугных трубок. Последовательно обработка выборки проводилась как описано ниже.
Основное уточнение: CM был перемещён в конические трубки без РНаз/DNазы и центрифугирован при 3000 x g в течение 10 минут при 4 °C. Осколки были выброшены.
Ингибирование протеаз: В течение 2 минут после первичного уточнения был добавлен ингредиент с ингибитором протеаз, свободный от ЭДТА, в 1x конечную концентрацию (1:50), содержащий 1x ингибиторы фосфатазы.
Концентрация: Supernatant немедленно загружали в предварительно промываемые центробежные фильтры PBS (3 кДа MWCO) и центрифугировали при 4000 x g в течение 90 минут при 4 °C для достижения концентрации в 10 раз.
Второстепенное уточнение: Концентрат перемещался в предварительно охлаждённые микроцентрифугные трубки и центрифугировался при 12 000 x g в течение 15 минут при 4 °C. Супернатант собирался, избегая гранулированных заполнителей.
Хранение: Аликвоты объёмом 50 мкл были получены в стерильных криовальных с низким уровнем связывания белка. Флаконы были мгновенно замораживаны в жидком азоте в течение 30 минут после завершения сбора урожая. Флаконы хранились при -80 °C (без циклов замораживания-оттаивания).
Партии CM проходили тестирование на эндотоксины (<0,25 EU/mL). Протокол инкубации без сыворотки не выявил индукции стресса (подтверждено иммуноботами HSP70/CHOP). Доход белка CM нормализовался до жизнеспособного количества клеток/содержания ДНК при сборе. Строгость обработки сохраняется: стерильная техника на всех этапах; ≤30 минут от сбора до заморозки; Уравновесление температуры ротора подтверждено.
CCK-8 анализ кондиционированных клеток почечных труб
Для оценки функционального влияния эндотелиального секретома на жизнеспособность тубулярных клеток почки был проведён анализ CCK-8 на проксимальной трубочной эпителиальной линии HK-2 человека, обработанной КМ, полученным из эндотелиальных клеток почек почек (HRGEC), в соответствии с установленными протоколами. Клетки HK-2 были культивированы в среде DMEM с дополнением 10% плодовой бычьей сыворотки (FBS). Для анализа ячейки засеивались в пластины с 96 лунками с плотностью 5 x 10³ ячеек на каждую скважину. Сывороточное голодание клеток проводилось в течение 12 часов в среде с содержанием 0,5% FBS непосредственно перед лечением КМ.
CM применялся с равной общей нормированной массой белка. Замороженные аликвоты CM размораживались при 37 °C в сухой ванне (<5 мин) и очищались центрифугированием при 10 000 x g в течение 5 минут при 4 °C. Клетки HK-2 (100 мкл/скважины) обрабатывались HG-cm, ng-cm или HM-CM, нормализовав с соответствующим содержанием белка и ДНК. Всего было подготовлено по 3 биологических репликации на каждое состояние (по 3 технических реплики каждого). Образцы инкубировали при 37 °C с 5% CO₂ в течение 24 часов. Жизнеспособность клеток оценивалась с помощью Cell Counting Kit-8. Для этого в каждую скважину добавляли 10 мкл раствора CCK-8 и инкубировали 1–4 часа при 37 °C. Поглощение измерялось при 450 нм с помощью считывателя микропластин. Жизнеспособность рассчитывалась следующим образом:
Жизнеспособность (%) = [(A_sample - A_blank) / (A_baseline_control - A_blank)] x 100
Обнаружение окислительного стресса
Уровни клеточного малондиалдегида (MDA) были количественно измерены — одним из основных конечных продуктов перекисления липидов мембраны — с помощью TBA-анализа. Клеточные лизаты (1 x 107 клеток) очищались путём центрифугирования при 10 000 x г в течение 15 минут, после чего 0,02 мл супернатант был аликотирован в пробирки вместе с 0,02 мл стандарта MDA. К аликвоту добавляли 0,02 мл ясного вещества и 0,6 мл кислотного реагента. Образцы/стандарты обработаны 0,2 мл хромогенного агента (контрольные пробирки: добавлено 0,2 мл 50% уксусной кислоты). После герметизации, смешивания и инкубации при 100 °C в течение 40 минут образцы охлаждались и центрифугировали при 9569 x г в течение 10 минут. Супернатант переносился на микропластины при 250 мкл для измерения OD₅₃₂.
Транскриптомическое профилирование
Общая РНК была выделена с помощью реагента TRIzol согласно протоколу производителя. Количество и чистота РНК оценивались с помощью спектрофотометра и фрагментоанализатора соответственно. Только высококачественные образцы РНК использовались с числом целостности РНК (RIN) > 7.0 для построения библиотеки секвенирования.
Полиаденилированная (поли(A)+) мРНК обогащалась двумя раундами отбора на основе магнитных шариков на основе олиго(dT). Очищенная мРНК была фрагментирована до 200-300 нуклеотидов с помощью набора для фрагментации на основе магния при температуре 94 °C в течение 5-7 минут. Синтез кДНК первой цепи осуществлялся с помощью обратной транскриптазы, затем синтез кДНК второй цепи с использованием полимеразы E. coli ДНК I и RNase H в присутствии dUTP (для обеспечения специфичности цепочек). Последующие этапы включали ремонт концов, A-хвост, перевязку адаптеров и выбор размера с помощью магнитных шариков. До амплификации ПЦР вторая цепь, инкорпорированная в dUTP, переваривалась с помощью фермента UDG.
Была создана специализированная библиотека с средним размером вставка 400 ± 50 bp с использованием ПЦР при следующих условиях: начальная денатурация при 98 °C в течение 1 минуты; 14 циклов денатурации при 98 °C в течение 10 с, отжига при 60 °C 30 с и удлинения при 72 °C в течение 30 с; и финальное удлинение при 72 °C в течение 5 минут. Парное секвенирование с частотой 150 bp проводилось на платформе Illumina с глубиной секвенирования ≥40 миллионов чтений на образец (Q30 > 85%).
Биоинформатический анализ транскриптомических данных
Проверка качества исходных считываний проводилась с помощью FastQC (v0.11.8), а выравнивание с референсным геномом GRCh38.p13 с помощью HISAT2 (v2.2.1). Количественная оценка транскриптов и сборка транскрипта по выборке выполнялись с помощью StringTie (v2.1.6) с параметрами по умолчанию. Все собранные транскриптомы объединялись из отдельных образцов для восстановления комплексного транскриптома с помощью программного обеспечения gffcompare (версия 0.12.6; gffcompare — это отдельный инструмент, не входит в состав StringTie, и его версия скорректирована на общий стабильный релиз). Дифференциальный анализ экспрессии проводился с помощью DESeq2 (v1.38.3) с использованием порогов |log2 fold change (FC)| > 1 и коэффициент ложного обнаружения (FDR) < 0,05. Пакетные эффекты корректировались с помощью пакета variancePartition.
Секретомный протеомный анализ
КМ был собран из HRGEC, культивируемых в условиях контроля NG, HG или HM с использованием ранее описанногометода 13 с модификациями для секретомного анализа. Клетки промывались PBS после стимуляции и инкубировали в безсывороточной среде в течение 12 часов. СМ собирали и центрифугировали при 3 000 x g в течение 10 минут (4 °C).
Равные количества пептида из каждого образца смешивались, затем разбавлялись растворителем A (5% ACN, pH 9,8) и вводили в колонку. Фракционирование пептидной смеси проводилось с использованием колонки размером 3,5 мкм 4,6 x 150 300Extend-C18 на системе двойного быстрого разделения. Градиентная элюция проводилась при расходе 0,3 мл/мин: от 5% до 21% растворителя B (97% ACN, pH 9,8) за 38 минут, 21,5–40% растворителя B за 20 минут, 40–90% растворителя B за 2 минуты, 90% растворителя B в течение 3 минут и 5% растворителя B в уравновешенном состоянии 10 минут. Пики элюции отслеживались на 214 нм, а фракции собирались каждую минуту. Фракции комбинировались по хроматограммам пиков элюирования. Всего было собрано 10 фраций, которые затем были залимированы.
Были подготовлены подвижные фазы A (100% вода, 0,1% муравиная кислота) и B (80% ацетонитрил), а высушенные образцы пептида восстанавливались с 0,1% муравьиной кислоты и центрифугированы при 20 000 x g в течение 10 минут. Разделение осуществлялось с помощью жидкофазовой системы UHPLC. Образцы подавались на столбец ES906 HPLC (150 мм) с градиентом 8 минут при 2,5 мкл/мин и разделялись по следующему эффективному градиенту: 0-4 мин, 4% подвижной фазы B с линейным ростом до 25%; 4-6,9 мин, мобильная фаза B линейно увеличивается с 25% до 35%; 6,9–7,3 мин, мобильная фаза B линейно увеличивается с 35% до 99%; 7,3-8,0 мин, поддерживал мобильную фазу B на 99%. Пептиды, разделённые в жидкой фазе, передавались на масс-спектрометр для обнаружения в режиме DIA. Основные параметры были установлены следующим образом: нормализованная энергия столкновения 25%, стандартное состояние заряда 2, разрешение 240 000, сканирование каждые 0,6 с, диапазон сканирования 380-980 м/з, масс-спектрометрия AGC 500%. Фрагментационные ионные сканирования записывались с максимальным временем сканирования 3 мс и использовали 300 2-х окон сканирования со скоростью от 380 до 980 м/ц.
DIA-NN (https://www.nature.com/articles/s41592-019-0638-x, версия 1.9.1) использовался для анализа данных DIA методом без библиотеки. Данные MS/MS были проанализированы по белковым последовательностям, которые скачивались из базы данных Uniprot со следующими настройками: фермент: трипсин/P; Максимальное количество пропущенных декольте: 2; фиксированная модификация: карбамидометил (C); переменные модификации: окисление (M) и ацетил (белок N-терм); толерантность к массе предшественников: 20 ppm; Толерантность к массе осколков: 0,05Да. Результаты были отфильтрованы по 1% FDR, и в дальнейшем анализе использовались только те белковые группы, которые соответствовали этому критерию.
Омикс-анализ функционального обогащения (GO, KEGG и GSEA)
Анализы функционального обогащения проводились на фильтрованных наборах дифференциально экспрессируемых генов (транскриптомика) и белков (протеомики секретома) по установленным биоинформатическим конвейерам. Идентификаторы отображались с помощью Org.Hs.eg.db. Обогащение ГО (биологические процессы, молекулярные функции, клеточные компоненты) осуществлялось с помощью clusterProfiler. Скорректированное p-значение Бенджамини-Хохберга < 0,05, а для конденсирования терминов применялось уменьшение семантического сходства (срез=0,7). Анализ путей KEGG проводился с использованием KEGG REST API (HAS, релиз 2023 года). Использовалось гипергеометрическое тестирование с коррекцией Екутиели ФДР. Визуализация топологии путей была выполнена с помощью Pathview. GSEA применялась с использованием рангового подхода с ранжированием генов сигнал/шум. Было проведено тестирование на основе коллекций MSigDB (HALLMARK, C2, C5; v2023.2) и кураторских диабетических эндотелиальных сигнатур. Значимость оценивалась после 1000 перестановок фенотипов (FDR < 25%).
Анализ сетей взаимодействия белков и белков
Для выявления основных молекулярных регуляторов в патогенном кандидатском пуле были проведены построение сети ИПП и топологический анализ с использованием интегрированного вычислительного рабочего процесса. 278 кандидатных генов были отправлены в базу данных STRING (v12.0; Homo sapiens; Источники доказательств включали экспериментальные, коэкспрессионные и кураторские базы данных; порог доверия взаимодействия (комбинированный балл) >0,7 для рёбер с высокой уверенностью; и никакой дополнительной инфляции интеракторов. Результаты импортировались в Cytoscape (v3.9.1), а анализ топологии сети проводился с помощью плагинов MCODE (v1.5.2) и CytoHubba (v0.4.1). Впоследствии сеть была визуально оптимизирована в зависимости от степени соединения узлов, так что узлы с высокой связностью были темнее по цвету, крупнее по размеру и более выражены по метке.
Разработка набора генов-таргетов для диабетического заболевания почек
Критерии ко-апергуляционных мРНК/белков были определены следующим образом: транскриптом (FDR < 0,05 и |log2FC| > 1) и секретом (FDR < 0,01 и |log2FC| > 1,5). Имена белков и генов нормализовались с помощью UniProt и конвертировались в единый формат (Gene Symbol). Набор целевых генов для диабетических заболеваний почек был создан путём интеграции генов, связанных с заболеваниями, из нескольких публичных баз данных, включая GeneCards (версия 5.25, запрос: Diabetic Nephropathies, дата доступа июль 2025), Comparative Toxicogenomics Database (CTD; https://ctdbase.org/, запрос: Diabetic Nephropathies, дата доступа июль 2025) и Open Targets Platform (https://platform.opentargets.org/, версия 0.13.8, запрос: Diabetic Nephropathies, дата доступа июль 2025) 13,14,15. Этот набор был обозначен как комплексный эталонный набор диабетических заболеваний почек. Для дальнейших анализов было выявлено пересечение между ко-регулируемыми мРНК/белками и этим набором генов.
Обнаружение белков CCL2
Для количественной оценки CCL2 пластина с 96 лунками была покрыта захватным антителом (100 мкл/скважина) и инкубирована при 4 °C ночью. На следующий день пластину промыли двухкратным буфером и заблокировали разбавителем ELISA (200 мкл/скважину) на 1 час при RT. 7-точечная стандартная кривая была подготовлена путём двукратного последовательного разведения стандарта S1, затем образцы (100 мкл/скважины) добавлялись и инкубировались в течение 2 часов при 400 об/мин. После 5-кратной промывки добавлялось обнаружение антител (100 мкл/скважину), которое инкубировалось в течение 1 часа при 400 об/мин, затем добавляли раствор фермента (100 мкл/скважину) и инкубировали в течение 30 минут при 400 об/мин. Образцы были получены с использованием субстрата TMB (15-30 мин, RT). Реакция остановилась с кислотой (100 мкл/скважины), а поглощение измерялось на 450 нм (опционально 620 мкм эталон). Ключевые шаги включают строгую промывку, инкубации по времени и стандартизированные разведения для обеспечения воспроизводимости.
Репозиционирование лекарств
Терапевтические соединения предсказывались с помощью следующей платформы: LINCS L1000 Character Direction Signatures Search Engine (L1000CDS2; https://maayanlab.cloud/L1000CDS2). Эта платформа использует метод MODZ и анализ характеристического направления для выявления малых молекул или соединений, способных обращать или имитировать входные сигнатуры экспрессиигенов 16. Кандидаты были определены как те, которые обращают дисрегуляцию дифференциально экспрессируемых почечных генов с помощью этой платформы. Соединения ранжировались на основе их показателей реверсии в линиях почечных клеток по выбранной почке в тканевой колонке, а лучшие кандидаты подвергались молекулярному докированию для оценки их связывающих аффинностей с ключевыми белковыми мишенями.
Скрининг корегуляторных транскрипционных факторов
База данных hTFtarget была запрошена на предмет ко-регуляторных TFs, связывающихся с геном. База данных hTFtarget была проанализирована для выявления взаимосвязей между человеческим транскрипционным фактором (TF) и геном-таргетом путём вычислительного анализа крупномасштабных наборов данных ChIP-Seq по различным клеткам, тканям и условиям. Интегративный конвейер сочетал пиковы сигналы ChIP-Seq с эпигенетическим контекстом для точного определения связывания TF в промоторах/энхансерах, явно учитывая пространственно-временную регуляторную динамику. Как показали Чжан и др., она служила многомерной платформой, позволяющей исследовать цели TF или регуляторы генов, визуализировать данные ChIP-Seq, исследовать кооперативность TF и предсказывать сайтысвязывания 17.
Вычислительный конвейер и анализ для стыковки малых молекул и белков
AutoDock Vina 1.2.018 использовался для проведения молекулярного стыковочного анализа взаимодействий связывания между активными ингредиентами и транскрипционными факторами BRD4, CTCF, EP300 и SPI1. Кристаллические структуры BRD4 (PDB ID: 7REK), CTCF (PDB ID: 5K5I), EP300 (PDB ID: 5NU5) и SPI1 (PDB ID: 8E3K) были получены из Protein Data Bank (https://www.rcsb.org/)19,20. Маломолекулярные структуры в формате SDF загружались из базы данных PubChem (https://pubchem.ncbi.nlm.nih.gov/ 21), конвертированы в формат MOL2 с помощью Open Babel 2.4.1 и минимизированы по энергии с помощью PyRx 0.8. Предварительная обработка белка осуществлялась путем удаления молекул воды, добавления атомов водорода, вычисления зарядов Гастейгера и их преобразования в формат PDBQT (необходимый для AutoDock Vina). Была использована полугибкая стратегия стыковки, определяющая позицию и размеры стыковочной сетки на основе сайтов связывания сокристаллизованных лигандов в каждом белке. MA9-086 служит положительным контролем для BRD4, а XDM-CBP — для EP300. Для CTCF и SPI1 (без известных положительных лигандов) потенциальные карманы связывания были выявлены с помощью структурного анализа с использованием онлайн-платформы Proteins Plus (https://proteins.plus/). Параметры стыковочной сетки были установлены следующим образом (координаты и размеры в Å вдоль осей x, y и z): центр BRD4 в (-11.907, -8.617, -3.973) с размером коробки (18.387, 18.387, 18.387); Центр CTCF в (15.165, 4.854, 6.388) и размер коробки (17.25, 20.25, 9.75); EP300 по центру (39.781, 5.326, 9.998) и размер коробки (16.516, 16.516, 16.516); Центр SPI1 в (3.155, -3.853, 0.668) и размер коробки (17.25, 25.5, 10.5). Во время стыковки диапазон энергии устанавливался на 3, параметр исчерпывающей — на 8, а расстояние между сетками — на 0,375 Å. Стабильность связывания оценивалась по энергии связывания, где более низкие значения указывали на более стабильные конформации и большую вероятность взаимодействия, с порогом <-5 ккал/моль, определяемым как сильная активностьсвязывания 22,23. Наконец, с помощью PyMOL были выявлены режимы взаимодействия между соединениями и рецепторами.
Статистический анализ
Данные представлены в виде среднего ± SEM. Статистические тесты выбирались на основе нормальности (Шапиро-Уилка) и однородности дисперсии (тест Левена). Для сравнения между группами использовались непарные t-тесты (две группы) или односторонний ANOVA с пост-хок тестами на ЛСД (≥3 группы). p < 0,05 определялся как порог значимости. Графы генерировались с помощью GraphPad Prism 9.0.