Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Непрерывный мониторинг артериального давления у грызунов, находящихся в сознании, с использованием имплантируемой телеметрии и сравнения с методом хвостовой манжеты

980 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/69652

⸱

14 ноября 2025 г.

 ,  ,  , 
1Advanced Institute for Medical Sciences, Dalian Medical University, 2School of Basic Medical Sciences, Xi'an Jiaotong University, 3East China Normal University Health Science Center

В этой статье

Краткое содержание

Этот протокол подробно описывает применение имплантируемой телеметрии для непрерывного и надежного мониторинга артериального давления у грызунов, находящихся в сознании, включая хирургическую имплантацию, послеоперационный уход, сбор данных и сравнение с методом хвостовой манжеты.

Аннотация

Радиотелеметрия обеспечивает надежный, непрерывный мониторинг артериального давления (АД) у грызунов, находящихся в сознании, в физиологических условиях, сводя к минимуму артефакты, связанные с оператором. Имплантируемый трансмиттер включает в себя катетер, чувствительный к давлению, а процедура имплантации варьируется в зависимости от используемого вида и цели исследования. У грызунов наиболее распространенными подходами являются имплантация через сонную артерию или брюшную аорту. Доступ к сонной артерии часто предпочитают из-за ее прямого пути к дуге аорты, что способствует точному измерению центрального давления, в то время как доступ к брюшной аорте также широко используется для хронических исследований. По сравнению с неинвазивными методами, такими как хвостовая манжета, имплантируемая телеметрия обеспечивает более точные и последовательные измерения, что делает ее особенно полезной для исследований гипертензии, требующих точного долгосрочного мониторинга АД. В этом протоколе подробно описывается анестезия, методы хирургической имплантации и послеоперационный уход, а также процедуры сбора и анализа гемодинамических параметров — систолического, диастолического, среднего артериального давления и частоты сердечных сокращений (ЧСС) — вместе со сравнительной оценкой с измерениями хвостовой манжеты.

Введение

Точный и непрерывный мониторинг артериального давления (АД) у грызунов, находящихся в сознании, имеет важное значение для сердечно-сосудистых исследований, особенно в исследованиях гипертензии, где динамические гемодинамические изменения требуют точного измерения 1,2,3. Традиционные неинвазивные методы, такие как метод хвостовой манжеты, широко используются, но ограничены прерывистым отбором проб, артефактами, связанными со стрессом, и невозможностью захвата циркадных вариаций АД 4,5. Эти проблемы ставят под угрозу точность и воспроизводимость, ограничивая их использование в долгосрочных гемодинамических исследованиях6.

Радиотелеметрические системы обеспечивают более точные и согласованные измерения АД. Он обеспечивает непрерывный, высококачественный мониторинг АД у свободно движущихся животных, устраняя изменчивость при обращении оператора и стресс, вызванный ограничением 7,8,9,10. Этот подход особенно полезен в исследованиях гипертонии, где важно зафиксировать начало, величину и стабильность повышения АД, а также циркадные паттерны 11,12,13. Кроме того, непрерывная телеметрия позволяет обнаруживать преходящие колебания во время прогрессирования заболевания и обеспечивает детальную оценку фармакологических вмешательств, преимуществ, которые традиционные методы «хвостовой манжеты» не могут предложить.

В радиотелеметрической системе используется имплантируемый передатчик с чувствительным к давлению катетером, который хирургическим путем размещается в анатомических участках, выбранных в зависимости от вида и дизайна исследования. У мышей катетер обычно вводится через сонную артерию в дугу аорты для обеспечения стабильных сигналов9. Для некоторых экспериментов, таких как долгосрочные исследования на старых или более тяжелых мышах, размещение в брюшной аорте может быть предпочтительным. У крыс брюшная аорта является стандартным местом для надежной долговременной регистрации15. Эти стратегии имплантации позволяют точно измерять систолическое, диастолическое и среднее артериальное давление, а также частоту сердечных сокращений (ЧСС), что делает телеметрическую систему ценным инструментом для фенотипирования гипертензивных моделей и оценкитерапевтических вмешательств.

В этом протоколе подробно описаны процедуры анестезии, хирургической имплантации (включая варианты установки катетера), послеоперационного ухода, сбора и анализа данных, а также сравнительная оценка с использованием метода хвостовой манжеты.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все экспериментальные процедуры были одобрены Комитетом по институциональному уходу за животными и их использованию (IACUC) Сианьского университета Цзяотун (No. XJTUAE2025-2784) и проводились в соответствии с институциональными и национальными рекомендациями по уходу за лабораторными животными и их использованию. В экспериментах использовались восьминедельные самцы спонтанно гипертензивных крыс (SHR) и мыши C57BL/6.

1. Подготовка животных

  1. Условия содержания: Размещайте всех животных в помещениях с контролируемой окружающей средой. Поддерживайте температуру окружающей среды 21 °C и относительную влажность воздуха 60%. Установите цикл 12 часов света/12 часов темноты. Предоставляйте стандартную лабораторную пищу и воду в неограниченном количестве.
  2. Рекомендуемый вес для имплантации телеметрии: Выберите мышей весом 20-35 г, чтобы обеспечить достаточную длину катетерной имплантации и приспособиться к размеру телеметрического передатчика (HD-X11: 33 x 33 x 14 мм; HD-S10: 42 x 42 x 18 мм). Для катетеризации сонной артерии выбирайте мышей весом 20 г и более и используйте мышей весом около 30 г для имплантации брюшной аорты. Для крыс выбирайте животных весом ≥ 170 г, чтобы обеспечить надлежащую посадку и свести к минимуму хирургические осложнения. Используйте подход к имплантации брюшной аорты у крыс.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Этот диапазон веса сочетает в себе хирургическую целесообразность с соображениями благополучия животных для хронического телеметрического мониторинга.

2. Предоперационная подготовка

  1. Проверка модели телеметрического имплантата: для мышей используйте передатчик HD-X11. Для борьбы с крысами используйте передатчик HD-S10. Подтвердите номер модели и кодировку на передатчиках (рисунок 1).
  2. Хирургическая асептическая подготовка: Перед операцией тщательно продезинфицируйте операционную область и простерилизуйте все инструменты путем автоклавирования при 121 °C в течение 20 минут (дополнительный рисунок 1A). Приготовьте стерильные простыни, хирургический раствор и необходимые реактивы (Таблица материалов). Наденьте соответствующие средства индивидуальной защиты (перчатки, маску и шапочку) и разложите инструменты на стерильном лотке, подтверждая показатели стерильности перед использованием. Соблюдайте строгую асептическую технику на протяжении всей процедуры. После операции обеспечьте надлежащую утилизацию загрязненных материалов и оперативную повторную стерилизацию многоразовых инструментов.
  3. Предварительная обработка передатчиков
    1. Снимите белую крышку упаковки с прозрачного пластикового лотка, чтобы открыть стерильную упаковку.
    2. Поднимите прозрачную крышку лотка, заполните канал катетера стерильным физиологическим раствором и немедленно установите крышку на место. Избегайте контакта с передатчиком или внутренним лотком для поддержания стерильности.
    3. Отложите упаковку в сторону и дайте катетеру увлажниться в течение 15 минут, прежде чем перенести его в стерильное поле. Убедитесь, что кончик катетера выглядит равномерно полупрозрачным и заполненным гелем. Определите все непрозрачные или белые кончики как недостаточно увлажненные и восстановите водный баланс, прежде чем продолжить.
    4. Сохраните белую крышку (содержит данные калибровки) и стерильную упаковку (для возможного возврата).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Обеспечьте надлежащую гидратацию катетера из-за его гидрофильных свойств. Имплантация в негидратированном состоянии приводит к тому, что катетер поглощает воду из крови, что приводит к расширению. Это расширение приводит к рецессии геля и образованию пустот на кончике катетера, тем самым увеличивая риск образования тромбов.
  4. Индукция анестетиком
    1. Ингаляционная анестезия: поместите животное в индукционную камеру и обезболите 5% изофлураном в кислороде со скоростью потока 0,5 л/мин. После утраты корректирующего рефлекса перенесите животное на хирургическую платформу с регулируемой температурой (37 °C) и поддерживайте анестезию с помощью носового конуса, доставляющего 2% изофлуран с потоком кислорода 0,5 л/мин на протяжениивсей процедуры.
    2. Инъекционная анестезия: обезболивание мышей путем внутримышечного введения смеси золетил-ксилазина (1:2 об/об.) в дозе 20 мкл на 20 г массы тела18.
    3. Используйте ветеринарную мазь для глаз, чтобы предотвратить сухость во время анестезии.
  5. Подготовка места операции: Зафиксируйте конечности лентой и удалите волосы на шее с помощью крема для депиляции, затем протрите эту область. Продезинфицируйте место разреза бромидом бензалкония с помощью трех круговых скрабов, а затем два скраба с повидон-йодом после наложения стерильной простыни.

3. Имплантация хирургического телеметрического передатчика

ПРИМЕЧАНИЕ: Выполните хирургическую имплантацию либо через сонную артерию, либо через катетеризацию брюшной аорты (Рисунок 2).

  1. Имплантация сонной артерии
    1. Сделайте разрез 1-1,5 см по средней линии кожи ниже подбородка и создайте двусторонние подкожные пространства с помощью тупого рассечения.
    2. Аккуратно втяните околоушные и подчелюстные железы с помощью тупых инструментов, чтобы обнажить мышцы трахеи. Определите левую сонную артерию, прилегающую к трахее, с помощью тупой диссекции (рис. 3A).
    3. Освободите сонную артерию от окружающих тканей. Осторожно рассеките сопутствующий блуждающий нерв, характерную белую прядь, в сторону от артериальной стенки на сегменте 10 мм, чтобы обнажить раздвоение.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Осторожно рассекайте блуждающий нерв без вытяжения, чтобы избежать функциональных нарушений, так как это необходимо для вегетативной регуляции.
    4. Проведите три пропитанных физиологическим раствором, нерассасывающихся швов 6-0 под изолированным сегментом сонной артерии и расположите их в краниальном, каудальном и среднем местах соответственно (рис. 3B). Осторожно приподнимайте сосуд, чтобы избежать повреждения сосудов.
    5. Наложите более передний шов рядом с бифуркацией сонной артерии, а затем надежно перевяжите сосуд постоянным узлом. Каудальный шов обеспечивает временную окклюзию сосудов, в то время как средний шов образует свободную петлю для стабилизации катетера после введения. Поднимите оба конца швов с помощью сосудистых зажимов, чтобы растянуть сосуд (Рисунок 3C).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Бифуркация внутренних и наружных сонных артерий служит важным ориентиром для определения подходящей длины введения имплантированного катетера.
    6. Согните кончик иглы шприца объемом 1 мл примерно на 100° и осторожно проколите стенку артерии рядом с черепной лигатурой. Используйте иглу в качестве ориентира для продвижения катетера в артерию, осторожно скользя им по сосуду с помощью щипцов, удерживающих катетер (дополнительный рисунок 1B-C).
    7. Извлеките иглу твердой рукой и замените ее тонкими щипцами, чтобы аккуратно продвинуть катетер вглубь сосуда. Следите за маркерами глубины на катетере, прекратите введение катетера, как только будет достигнуто заданное положение (дополнительный рисунок 2A-B). Затяните средний шов, чтобы зафиксировать катетер на месте. Плотно завяжите дистальный шов для дополнительной фиксации. Оберните проксимальный шов вокруг наружной части катетера и переложите его, чтобы предотвратить смещение. Обрежьте концы швов как можно короче (Рисунок 3D).
    8. Подтвердите глубину катетера с помощью маркера и убедитесь, что он достигает дуги аорты. Проверьте наличие утечки крови или пузырей в месте прокола или вокруг катетера. Немедленно примените корректирующие действия в случае утечки. Осторожно потяните за катетер, чтобы убедиться, что он надежно остается на месте с помощью швов или клея.
    9. С помощью тупых щипцов создайте подкожный карман от разреза к левому боку живота. Введите 200 мкл предварительно подогретого (37 °C) физиологического раствора, чтобы расширить пространство, затем вставьте телеметрический передатчик в карман и расположите его подкожно в левой брюшной области (рис. 4A-C).
    10. Дополнительно: Выполните этот шаг при использовании имплантатов с отведениями ЭКГ (HD-X11). Расположите бесцветный провод ЭКГ подкожно над правой грудной мышцей и закрепите красный провод в левом нижнем подкожном пространстве живота. Закройте разрез прерывистыми швами, чтобы предотвратить расхождение раны (рисунок 4D-E).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Показанная процедура была выполнена на усыпленном животном. Все операции по выживанию проводились в строгих асептических условиях со стерильной драпировкой, чтобы обеспечить благополучие животных и успех экспериментов.
    11. Содержите закрытый разрез в чистоте и порядке. Проверьте наличие активных подкожных кровотечений, таких как быстрый отек, образование гематомы или кровь, просачивающаяся через линию шва.
  2. Имплантация брюшной аорты
    1. Расположите животное в положении лежа на спине так, чтобы голова была направлена в сторону от хирурга.
    2. Сделайте разрез кожи живота по средней линии в 3-4 см с последующим тупым рассечением между кожей и брюшной стенкой.
    3. Надрежьте белую линию по средней линии и аккуратно втяните кишечник влажной марлей, чтобы обнажить забрюшинное пространство.
    4. Определите пульсирующую брюшную аорту, прилегающую к нижней полой вене, затем тщательно рассеките окружающую жировую/соединительную ткань ватными тампонами, чтобы обнажить сегмент аорты от левой почечной вены (сверху) до бифуркации подвздошной кости (снизу), очистив всю вентральную поверхность ткани (рис. 5A).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Левая почечная вена, пересекающая вентральную поверхность аорты, служит критическим ориентиром для проксимальной мобилизации аорты.
    5. Проведите два смоченных солевым раствором нерассасывающихся швов 4-0 под изолированной брюшной аортой. Наложите черепной шов на пересечении левой почечной вены и аорты, а каудальный шов на бифуркации подвздошной кости. Временно затяните оба шва, чтобы перекрыть кровоток (Рисунок 5B).
    6. Согните кончик иглы шприца объемом 5 мл примерно на 100°, затем осторожно проколите стенку аорты чуть ниже каудальной брыжеечной артерии. Используя иглу в качестве ориентира, продвигайте катетер в аорту через место входа с помощью специализированных катетер-удерживающих щипцов, аккуратно проводя его рострально вдоль сосуда.
    7. Извлеките иглу и осторожно продвигайте катетер краниально до тех пор, пока его дистальный конец не столкнется с небольшим сопротивлением в месте наложения переднего окклюзионного шва (Рисунок 5C и Дополнительный рисунок 2C-D).
    8. Нанесите одну каплю тканевого клея на место входа катетера и дайте ему затвердеть в течение 30 секунд. Постепенно освобождайте каудальный тракционный шов, внимательно следя за кровотечением в месте введения (дополнительный рисунок 3A). Убедитесь, что кончик катетера расположен краниально к левой почечной вене.
    9. Подготовьте пластырь из фиброзной оболочки размером 5 мм x 3 мм и расположите его над местом введения катетера (дополнительный рисунок 3B), затем закрепите его биосовместимым клеем для стабилизации катетера (рисунок 5D).
    10. Под четкой визуализацией проверьте наличие активной утечки крови из места прокола или вокруг катетера. Немедленно прекратите движение в случае образования пузырей или просачивания и примите корректирующие меры. Осторожно потяните за катетер, чтобы убедиться, что он надежно закреплен на месте с помощью швов и/или клея.
      ПРИМЕЧАНИЕ: При проведении процедур на животных с гипертонией начинайте с атравматичных зажимов. Восстанавливайте давление постепенно, используя протокол поэтапного отпускания: сначала отпустите дистальный зажим, чтобы проверить уплотнение при низком давлении, затем отпустите проксимальный зажим только после подтверждения гемостаза.
    11. Снимите всю брюшную марлю и аккуратно переместите кишечник. Промойте брюшную полость предварительно подогретым (37 °C) физиологическим раствором, а затем подтвердите гемостаз в месте входа в катетер.
    12. Поместите трансмиттер внутрибрюшно между петлями кишечника и закрепите его на теменной брюшине с помощью 6-0 нерассасывающихся швов (рис. 6A).
    13. Дополнительно: Выполните этот шаг при использовании имплантатов с отведениями ЭКГ (HD-X11). Введите иглу 18 G через брюшную стенку возле правого бокового разреза (правой стороны животного) в брюшную полость, избегая внутренних органов. Проденьте отрицательный провод (прозрачный катетер) через иглу и выведите его наружу из брюшной полости. Извлеките иглу, сохраняя положение свинца. Повторите процедуру на противоположной стороне, чтобы вывести положительное заключение (красный катетер) (рисунок 6B-C).
    14. Закрытие брюшной стенки: Сшивайте брюшную стенку с помощью простого прерывистого рисунка 5-0 или 6-0 нерассасывающихся швов.
    15. Подготовка и установка поводка: Обрежьте лишнюю длину провода, оставив небольшую катушку; Удалите ~1 см клеммного силикона, чтобы обнажить провода, и закрепите трубку швами 5-0/6-0. Туннельируйте положительный провод к левому каудальному ребру, а отрицательный провод к правой грудной мышце, закрепив каждый из них швами (Рисунок 6D).
    16. Закройте разрез прерывистыми швами, чтобы предотвратить расхождение раны (Рисунок 6E).
      ПРИМЕЧАНИЕ: В этом исследовании проводится процедура на усыпленном животном для демонстрации. Проводите все операции по выживанию в строгих асептических условиях со стерильной драпировкой, чтобы обеспечить благополучие животных и успех процедуры.

4. Хирургическое восстановление

  1. Окончание анестезии: Прекратите газовую анестезию и снимите аппарат для доставки. Переложите животное на грелку с температурой 37 °C, чтобы поддерживать нормотермию до полного возобновления спонтанных движений. Не оставляйте животное без присмотра до тех пор, пока оно не придет в сознание, достаточное для поддержания лежачего положения на грудине.
  2. Послеоперационная обезболивание: Подкожно вводите мелоксикам в дозе 5 мг/кг массы тела для облегчения послеоперационной боли 19,20,21,22.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для упреждающей профилактики боли перед операцией может быть назначена упреждающая анальгезия.
  3. Мониторинг восстановления: Систематически наблюдайте за мышами на предмет боли и инфекции после операции. Оценивайте спонтанную боль с помощью шкалы гримасы мыши (MGS) путем оценки сужения орбиты, выпячивания носа, выпячивания щек, положения ушей и изменения усов. Записывайте ежедневные клинические наблюдения, включая потерю веса, сокращение потребления пищи или воды, сгорбленную осанку, пилоэрекцию, снижение активности и социальную изоляцию. Ежедневно осматривайте место операции на предмет покраснения, отека, жара или выделений (Дополнительная таблица 1). Введите анальгетики или проконсультируйтесь с ветеринаром в соответствии с заранее определенными гуманными конечными точками, если наблюдается аномальное поведение или внешний вид 23,24,25,26,27. После полного выздоровления (обычно через 10 дней после операции) мыши по отдельности помещаются в стандартные клетки на планшетах приемника телеметрии для непрерывного сбора данных.

5. Регистрация и анализ данных

  1. Имплантация и эксплуатация передатчика: Управляйте имплантируемым передатчиком с помощью сильного магнита для его включения или выключения. Подтвердите успешную активацию, проверив наличие звукового сигнала на находящемся поблизости FM-радиоприемнике.
  2. Конфигурация передатчика и сбор данных
    1. Получение данных с помощью программного обеспечения (Ponemah v5.00). Параметры конфигурации см. в дополнительном файле 1 .
    2. Откройте Ponemah v5.00, создайте новый эксперимент или откройте существующий. Перейдите в раздел «Конфигурация > оборудование » и нажмите «Редактировать конфигурацию APR », чтобы выбрать пустой приемник.
    3. Откройте аппаратное обеспечение > Edit MX2 Configuration, чтобы подключить имплантат. Выберите приемник, связанный с имплантатом, и настройте следующие параметры: имя, модель имплантата, тип сигнала, частоту дискретизации и серийный номер.
    4. Нажмите «Поиск имплантата HD». Активируйте имплантат с помощью магнита и поместите его на специальную пластину обнаружения до тех пор, пока система не распознает сигнал. Нажмите «Сохранить » для подтверждения.
    5. Настройте сведения о субъекте, указав имя, пол и вид объекта, а затем выберите элементы обнаружения, соответствующие типу имплантата.
    6. Выберите целевой передатчик(и), нажмите и выберите кнопку воспроизведения (начальный символ треугольника), чтобы начать захват сигнала. Нажмите OK для подтверждения.
    7. Нажмите кнопку «Пауза», чтобы завершить запись.
    8. Для сбора экспериментальных данных осуществляется отбор образцов в соответствии с экспериментальными требованиями.
  3. Анализ данных
    1. Загрузка данных телеметрии. В программном обеспечении перейдите в раздел «Файл» > «Загрузить данные». Выберите Целевые параметры. Выберите «Передатчики» в списке форм и установите временной интервал анализа в соответствии с записанным временем начала/остановки.
    2. Определение смещения АД: Извлечение данных за 30-минутный период, предшествующий окончанию отбора проб. Расчет и составление отчета по значениям как среднее значение ± SEM.
    3. Экспортируйте сердечно-сосудистые параметры, включая пульсовое давление, систолическое АД (САД), диастолическое АД (ДАД), среднее артериальное давление (MAP), ЧСС и количество активности (рис. 7A). Используйте метод 5,6,28 (Дополнительный файл 2) для измерения АД у мышей по принципу регистрации объемного давления (VPR) и построения кривых давления для анализа (Рисунок 7B).
    4. Статистический анализ: выражение данных в виде среднего значения ± SEM. Проведение статистического анализа с помощью GraphPad Prism 8.0. Оцените различия между групповыми средними с помощью непарного t-критерия Стьюдента и проанализируйте 24-часовые непрерывные данные с помощью двустороннего ANOVA с последующим апостериорным критерием Бонферрони. Считается, что p-значение < 0,05 указывает на статистическую значимость.

6. Извлечение передатчиков

  1. Усыпят животное с помощью стандартных методик. Не используйте вывих шейки матки, так как он может повредить катетер.
  2. Разрежьте подкожный карман, в котором находится трансмиттер, тонкими хирургическими ножницами. Начните с каудального конца кармана и удлините разрез краниально, избегая контакта с катетером. Извлеките передатчик из кармана и продолжайте разрез краниально по направлению к вентральной области шеи, стараясь не повредить катетер.
  3. Освободите катетер от всей соединительной ткани. Осторожно поднимите передатчик и поместите его на операционное поле рядом с головой животного, чтобы предотвратить случайное пересечение катетера.
  4. Сделайте разрез по средней линии живота тонкими хирургическими ножницами и растяните его краниально, чтобы разрезать диафрагму и грудину. Создавайте двусторонние разрезы через латеральную грудную клетку, чтобы полностью обнажить грудную полость.
  5. Определите сердце. Тщательно рассеките и удалите вилочковую железу, которая выглядит как белая ткань, чтобы визуализировать дугу аорты. Во время рассечения захватывайте только вилочковую железу, чтобы не повредить нижележащие сосуды, так как катетер находится в дуге аорты под тимусом.
  6. Локализуйте дугу аорты после удаления тимуса. Аккуратно изолируйте его от окружающих тканей и поместите щипцы с тонким наконечником под дугу, чтобы найти кончик катетера. Разрежьте дугу аорты в этом месте, чтобы обнажить кончик катетера, стараясь не повредить катетер.
  7. Проведите по кончику катетера и осторожно разрежьте аорту ретроградно по направлению к общей сонной артерии до места наложения шва. Аккуратно разрежьте шовный узел, чтобы обнажить точку введения и извлечь весь катетер.

7. Очистка и повторная стерилизация передатчиков на месте

  1. Удаление тканей и остатков: Приготовьте 1% раствор Тергазима. Замочите трансмиттер в растворе на 24 часа, чтобы удалить кровь, сывороточные белки и остатки тканей. Тщательно промойте под проточной водой.
  2. Обеззараживание: Работайте под вытяжным шкафом. Погрузите трансмиттер в глутаральдегид в герметичную центрифужную пробирку объемом 50 мл на 24 часа. Тщательно смойте стерильным физиологическим раствором и храните в стерильной упаковке.

8. Подготовка шприца Regel и наполнение катетера

  1. Надевайте чистые перчатки. Продуйте воздух из шприца, сцедив небольшое количество геля с кончика иглы.
  2. Для HD-S10 введите наконечник иглы в катетер, не касаясь его краев. Продвигайте его ниже поверхности любого остаточного материала. Вводите гель под легким давлением, медленно извлекая иглу, пока наконечник полностью не заполнится и не освободится от пузырьков или мусора.
  3. При использовании HD-X11 избегайте введения иглой. Поместите небольшую капельку геля на стерильную поверхность. Осторожно сожмите колбу катетера, чтобы вывести воздух или тромбы. Соприкоснитесь с отверстием с каплей геля. Отпустите для ретроградного наполнения за счет капиллярного действия и отрицательного давления.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Непрерывная телеметрическая регистрация АД и ЧСС у мышей C57BL/6
Восьминедельные самцы мышей C57BL/6 были рандомизированы для имплантации трансмиттера методом канюляции сонной артерии (CAC) или канюляции брюшной аорты (AAC). Через 10 дней восстановления было зафиксировано исходное АД. Непрерывный мониторинг в течение 24 часов подтвердил стабильные и надежные сигналы с ожидаемым циркадным ритмом, показав несколько более высокие ночные значения, чем суточные. По сравнению с ККА, ААС приводила к более вы...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Критические шаги в рамках протокола
Имплантируемая телеметрия широко признана золотым стандартом непрерывного, высокоточного сердечно-сосудистого мониторинга у находящихся в сознании, свободно движущихся грызунов31,32. Важным этапом является выбор места имплантации катетера, будь то сонная артерия или брюшная аорта, на основе экспериментальных целей. Имплантация сонной артерии обеспечивает техническую простоту...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Работа выполнена при поддержке Фонда естественных наук Китая (грант 82230012, 81830015 Н. Вану, грант 91939108, 82570478 Л. Сяо).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Эталонное давление окружающей среды APR-1Data Sciences International (DSI)APR-1 Ambient Pressure Reference является обязательным компонентом каждой системы телеметрии DSI, где отслеживаются измерения давления для динамической компенсации изменения барометрического давления на абсолютные (относительно вакуумных) измерений, проводимые телеметрическими имплантатами
Набор для пластыря целлюлозыData Sciences International (DSI)370-0036-001
ГлутаральдегидMetriCide89132-856
Грефе с изогнутыми щипцами и зубцамиData Sciences International (DSI)11054-10
Имплант (HD-S10)Data Sciences International (DSI)825969
Имплант (HD-S10)Data Sciences International (DSI)910265
Имплант (HD-X11)Data Sciences International (DSI)1315981
Имплант (HD-X11)Data Sciences International (DSI)1315986
изофлуранRWD Life ScienceR510-22-10
Lexar-Baby Scissors-прямо, 10 смData Sciences International (DSI)14078-10
Матрица 2.0 (MX2) Data Sciences International (DSI)Matrix 2.0 (MX2) управляет коммуникацией между телеметрийными имплантатами PhysioTel и PhysioTel HD и компьютером приобретения.
Корпус прибора МорияData Sciences International (DSI)20311-21
Обычный физиологический растворKelong PharmaceuticalC1250213B1
Держатель для игл Olsen-Hegar — очень деликатныйData Sciences International (DSI)12002-12
Пентобарбитал натрийСигма-ОлдричP3761
Приёмники RPC-1Data Sciences International (DSI)34668Приёмник RPC-1 чаще всего используется для наблюдения за животными, содержащимися в пластиковых клетках, которые можно размещать поверх ствольника. Приёмник RPC-1 обеспечивает надёжный приём данных, передаваемых через цифровую телеметрию, и имеет две приёмные антенны, ориентированные под прямым углом, чтобы минимизировать прорывы данных из-за направленности диаграммы передачи.
Приёмники RPC-1Data Sciences International (DSI)34669
ТергазимСигма-ОлдричZ273287
Пинцеты для каннуляции сосудов, длиной 11 смData Sciences International (DSI)00608-11
Dilator Vessel — наклон 45 градусов, длина 13,5 смData Sciences International (DSI)00276-13
Тканевой клей VetbondMinnesota Mining and Manufacturing Company (3M)1469SB
Ксилазин 20Сигма-ОлдричX1251
Золетиль 50Лаборатории Virbac

Ссылки

  1. Van Vliet, B. N., Chafe, L. L., Montani, J. P. Characteristics of 24 h telemetered blood pressure in enos-knockout and c57bl/6j control mice. J Physiol. 549 (Pt 1), 313-325 (2003).
  2. Braga, V. A., Prabhakar, N. R. Refinement of telemetry for measuring blood pressure in conscious rats. J Am Assoc Lab Anim Sci. 48 (3), 268-271 (2009).
  3. Morgan, T. O., et al. Cardiac hypertrophy depends upon sleep blood pressure: A study in rats. J Hypertens. 18 (4), 445-451 (2000).
  4. Kurtz, T. W., Griffin, K. A., Bidani, A. K., Davisson, R. L., Hall, J. E. Recommendations for blood pressure measurement in animals. Arteriosclerosis Thrombosis Vasc Biol. 25 (3), 478-479 (2005).
  5. Wang, Y., Thatcher, S. E., Cassis, L. A. Measuring blood pressure using a noninvasive tail cuff method in mice. Methods Mol Biol. 1614, 69-73 (2017).
  6. Feng, M., et al. Validation of volume-pressure recording tail-cuff blood pressure measurements. Am J Hypertens. 21 (12), 1288-1291 (2008).
  7. Mancarella, S., Parks, C., Alam, M. A. Long-term blood pressure measurement in freely moving mice using telemetry. J Vis Exp. (111), e53991(2016).
  8. Butz, G. M., Davisson, R. L. Long-term telemetric measurement of cardiovascular parameters in awake mice: A physiological genomics tool. Physiol Genomics. 5 (2), 89-97 (2001).
  9. Mills, P. A., et al. A new method for measurement of blood pressure, heart rate, and activity in the mouse by radiotelemetry. J Appl Physiol (1985). 88 (5), 1537-1544 (2000).
  10. Huetteman, D. A., Bogie, H. Direct blood pressure monitoring in laboratory rodents via implantable radio telemetry. Methods Mol Biol. 573, 57-73 (2009).
  11. Popova, A., et al. Adaptation to a blood pressure telemetry system revealed by measures of activity, agility and operant learning in mice. J Pharmacol Toxicolog Methods. 85, 29-37 (2017).
  12. Lemmer, B., Mattes, A., Böhm, M., Ganten, D. Circadian blood pressure variation in transgenic hypertensive rats. Hypertension. 22 (1), 97-101 (1993).
  13. El-Mas, M. M., Abdel-Rahman, A. A. Longitudinal studies on the effect of hypertension on circadian hemodynamic and autonomic rhythms in telemetered rats. Life Sciences. 76 (8), 901-915 (2005).
  14. Anderson, N. H., et al. Telemetry for cardiovascular monitoring in a pharmacological study: New approaches to data analysis. Hypertension. 33 (1 Pt 2), 248-255 (1999).
  15. Kapsdorferová, V., Grešová, S., Švorc, P. Measurement of blood pressure in rats: Invasive or noninvasive methods. Physiol Rep. 12 (17), e70041(2024).
  16. Hilliard, L. M., et al. Gender differences in pressure-natriuresis and renal autoregulation. Hypertension. 57 (2), 275-282 (2011).
  17. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, part ii: Anesthetic considerations in preclinical imaging studies. Ilar J. 53 (1), E70-E81 (2012).
  18. Chang, M. Y., et al. A mice model of chlorhexidine gluconate-induced peritoneal damage. J Vis Exp. (182), e63903(2022).
  19. Carbone, E. T., Lindstrom, K. E., Diep, S., Carbone, L. Duration of action of sustained-release buprenorphine in 2 strains of mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51 (6), 815-819 (2012).
  20. Kuchinsky, S., Ascher, J. Postoperative multimodal pain management. Lab Animal. 44 (4), 132-134 (2015).
  21. Busch, U., et al. Pharmacokinetics of meloxicam in animals and the relevance to humans. Drug Metab Dispos. 26 (6), 576-584 (1998).
  22. Bourque, S. L., Adams, M. A., Nakatsu, K., Winterborn, A. Comparison of buprenorphine and meloxicam for postsurgical analgesia in rats: Effects on body weight, locomotor activity, and hemodynamic parameters. J Am Assoc Lab Anim Sci. 49 (5), 617-622 (2010).
  23. Oliver, V. L., Pang, D. S. J. Pain recognition in rodents. Vet Clin North Am Exot Anim Pract. 26 (1), 121-149 (2023).
  24. Matsumiya, L. C., et al. Using the mouse grimace scale to reevaluate the efficacy of postoperative analgesics in laboratory mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51 (1), 42-49 (2012).
  25. Mogil, J. S., Pang, D. S. J., Silva Dutra, G. G., Chambers, C. T. The development and use of facial grimace scales for pain measurement in animals. Neurosci Biobehav Rev. 116, 480-493 (2020).
  26. Le Moëne, O., Larsson, M. A new tool for quantifying mouse facial expressions. eNeuro. 10 (2), (2023).
  27. Jacobsen, K. R., Kalliokoski, O., Teilmann, A. C., Hau, J., Abelson, K. S. Postsurgical food and water consumption, fecal corticosterone metabolites, and behavior assessment as noninvasive measures of pain in vasectomized balb/c mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51 (1), 69-75 (2012).
  28. Daugherty, A., Rateri, D., Hong, L., Balakrishnan, A. Measuring blood pressure in mice using volume pressure recording, a tail-cuff method. J Vis Exp. (27), e1291(2009).
  29. Safar, M., Chamiot-Clerc, P., Dagher, G., Renaud, J. F. Pulse pressure, endothelium function, and arterial stiffness in spontaneously hypertensive rats. Hypertension. 38 (6), 1416-1421 (2001).
  30. Jama, H. A., et al. Rodent models of hypertension. Br J Pharmacol. 179 (5), 918-937 (2021).
  31. Pickering, T. G., et al. Recommendations for blood pressure measurement in humans and experimental animals: Part 1: Blood pressure measurement in humans: A statement for professionals from the subcommittee of professional and public education of the American Heart Association Council on High Blood Pressure Research. Circulation. 111 (5), 697-716 (2005).
  32. Gunasekaran, D., Turner, J. M. Current and developing technologies for bp monitoring. Curr Cardiol Rep. 25 (10), 1151-1156 (2023).
  33. Faraci, F. M., Heistad, D. D., Mayhan, W. G. Role of large arteries in regulation of blood flow to brain stem in cats. J Physiol. 387, 115-123 (1987).
  34. Santillan, A., et al. Cannulation of the internal carotid artery in mice: A novel technique for intra-arterial delivery of therapeutics. J Neurosci Methods. 222, 106-110 (2014).
  35. Sasaki, T., et al. A novel model of occlusive thrombus formation in mice. Lab Invest. 84 (11), 1526-1532 (2004).
  36. Flores Gerónimo, J., Corvera Poiré, E., Chowienczyk, P., Alastruey, J. Estimating central pulse pressure from blood flow by identifying the main physical determinants of pulse pressure amplification. Front Physiol. 12, 608098(2021).
  37. Rötzer, R. D., et al. Implantation of combined telemetric ecg and blood pressure transmitters to determine spontaneous baroreflex sensitivity in conscious mice. J Vis Exp. (168), e62101(2021).
  38. Mccormick, D., et al. Frequency response of implantable blood pressure telemetry systems. Clin Exp Pharmacol Physiol. 37 (8), 862-869 (2010).
  39. Wang, Y., Thatcher, S. E., Cassis, L. A. Blood pressure monitoring using radio telemetry method in mice. Methods Mol Biol. 1614, 75-85 (2017).
  40. Pichler, G., et al. Pulse pressure amplification and its determinants. Blood Press. 25 (1), 21-27 (2016).
  41. Mattson, D. L. Comparison of arterial blood pressure in different strains of mice. Am J Hypertens. 14 (5 Pt 1), 405-408 (2001).
  42. Westerhof, N., Lankhaar, J. W., Westerhof, B. E. The arterial windkessel. Med Biol Eng Comput. 47 (2), 131-141 (2009).
  43. Safar, M. E., et al. Central pulse pressure and mortality in end-stage renal disease. Hypertension. 39 (3), 735-738 (2002).
  44. Drüeke, T. B., Devuyst, O. Blood pressure measurement in mice: Tail-cuff or telemetry. Kidney Int. 96 (1), 36(2019).
  45. Cruz-López, E. O., Merkus, D., Danser, A. H. J. Blood pressure monitoring through radiotelemetry: Exploring the viability of its application in multihoused small laboratory animals. Hypertension. 81 (5), 947-950 (2024).
  46. Leung, C. C. Current role of the cardiomems device for management of patients with heart failure. Curr Cardiol Rep. 21 (9), 98(2019).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Измерение артериального давлениясонная артериябрюшная аортаисследования гипертензиигемодинамические параметрыхирургическая имплантация
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.