Все процедуры, связанные с человеческими тканями, соответствовали институциональным рекомендациям и Хельсинкской декларации и были утверждены Институциональным обзорным советом Фуцзянского медицинского университета (Одобрение No 2021KYB089). Письменное информированное согласие было получено от всех участников до забора тканей.
Экспрессия генов и анализ выживаемости
Данные секвенирования РНК и соответствующая клиническая информация были получены из нескольких публичных баз данных. 1) Когорта TCGA: данные RNA-seq (FPKM) для 175 образцов глиобластомы многоформной (GBM) и 534 образцов низкой степени глиомы (LGG) были загружены из Атласа геномов рака (https://portal.gdc.cancer.gov/); 2) Нормальная контрольная группа: Профили экспрессии 211 нормальных мозговых тканей и 662 тканей глиомы были скачаны из базы данных UCSC Xena (https://xenabrowser.net/datapages/); 3) Внешняя валидация: данные из когорт CGGA693 и CGGA325 были получены из китайского атласа геномов глиомы (http://www.cgga.org.cn); 4) Набор данных GEO: Набор данных GSE43378, содержащий экспрессию и клинические данные для 50 образцов глиомы, был загружен из Gene Expression Omnibus (https://www.ncbi.nlm.nih.gov/geo/). Все исходные данные подсчёта были преобразованы в транскрипты на миллион (TPM) и преобразованы вlog 2. Для уже нормализованных наборов данных анализировались матрицы экспрессии для обеспечения сопоставимых распределений. Гены с TPM < 1 в более чем 80% выборок были исключены. Отсутствующая клиническая информация (возраст, статус IDH, коделяция 1p/19q, метилирование MGMT) была удалена с помощью полной фильтрации. Пакетные эффекты между наборами данных корректировались с помощью алгоритма ComBat, реализованного в пакете R sva. Значения выражения стандартизировались с помощью z-скорл преобразования в каждом наборе данных. Анализ выживаемости проводился с использованием R-пакетов Survival и Survminer. Пациентов дихотомизировали на группы с высокой и низкой экспрессией в зависимости от медианного уровня экспрессии IRAIN. Были сгенерированы кривые выживаемости Каплана-Мейера, а статистическая значимость оценивалась с помощью логарифмического теста. Коэффициенты риска (HR) и 95% доверительные интервалы (CI) оценивались с помощью моделей регрессии пропорциональных опасностей по Коксу.
Определение наборов иммунных и метаболических генов
Гены, связанные с иммунитетом (IRG, n = 2 483) были получены из базы данных ImmPort (https://www.immport.org/shared/), а гены, связанные с метаболизмом (MRGs, n = 948) — из базы данных молекулярных подписей (MSigDB, https://www.gsea-msigdb.org/). Объединённый набор этих генов был определен как иммунометаболически связанные гены (IMRG). Эти списки генов служили справочниками для последующих анализов дифференциальной экспрессии и сетевого анализа.
Анализ дифференциальной экспрессии и взвешенных сетей коэкспрессии генов
Дифференцированно экспрессированные гены (DEG) между нормальными тканями мозга и глиомы были выявлены с помощью лиммы пакета R. Данные выражения оснащались линейной моделью, за которой следовала эмпирическая байесовская модерация. Гены с изменением складки |log₂| > 1,5 и коэффициент ложного обнаружения (FDR) < 0,05 считались значительно дифференцированными. Взвешенный анализ коэкспрессии генов (WGCNA) проводился с использованием пакета R WGCNA. Выброшные выборки исключались посредством иерархической кластеризации. Степень мягкого порога была установлена на β = 8 для достижения индекса соответствия топологии без масштаба (R2 ≥ 0,85) при сохранении достаточной средней связности. Были построены топологические матрицы перекрытия (TOM), а гены сгруппированы в модули с минимальным размером 50 с использованием алгоритма динамического вырезания деревьев. Собственные генгены модуля коррелировали с клиническими признаками, и был выбран модуль, наиболее сильно ассоциированный с глиомой (R> Pearson 0.7, P < 1×10-10), для идентификации генов хаба.
Построение прогностической модели на основе машинного обучения
Для построения и оценки прогностических моделей была применена комплексная кросс-валидация (LOOCV), интегрирующая десять алгоритмов машинного обучения. Всего было реализовано 101 комбинаторный рабочий процесс с использованием когорты TCGA в качестве обучающего набора данных. Иммунометаболические гены, связанные с прогнозом (IMRG), впервые были идентифицированы с помощью одномерной регрессии Кокса (P < 0,05). Оптимальная модель определялась путём максимизации среднего индекса согласованности Харрелла (C-индекс) по трём валидационным наборам данных (CGGA693, CGGA325 и GSE43378). Полученная модель RSF-Enet (α = 0,3) показала наивысшую предсказательную эффективность и сохранила устойчивую обобщимость среди независимыхкогорт 22.
ТМЭ и иммунная инфильтрация
Для всесторонней характеристики иммуногеномного ландшафта мы применили многоуровневый аналитический подход. Во-первых, уровни иммунной и стромальной инфильтрации были количественно измерены с помощью алгоритмаESTIMATE 23. Дифференциальная экспрессия ключевых молекул иммунных контрольных точек, включая PDCD1, CTLA4 и LAG3, затем оценивалась с помощью анализа на основе лиммы, а корреляции между генами контрольных точек визуализировались с помощью корреляционных матриц. Профили соматических мутаций из 903 образцов глиомы в когорте TCGA использовались для расчёта баллов по мутационной нагрузке опухолей (TMB), микросателлитной нестабильности (MSI) и иммунной дисфункции и исключения опухоли (TIDE) с целью прогнозирования возможных ответов на иммунотерапию. Пациентов затем стратифицировали на четыре прогностические группы в зависимости от совокупного статуса TMB (высокий/низкий) и баллов риска (высокие/низкие), а результаты выживаемости сравнивались с помощью анализа Каплана-Мейера.
Анализ функционального обогащения
Анализ обогащения путей генной онтологии (GO) и Kyoto Encyclopedia of Ges and Genomes (KEGG) проводился с использованием кластера Profiler пакета R. Результаты обогащения с скорректированными значениями P < 0,05 считались статистически значимыми. Чрезмерно представленные биологические процессы, клеточные компоненты и молекулярные функции визуализировались с помощью точечных и барных графиков. Сети взаимодействия белков и белков (PPI) были построены с использованием базы данных STRING (≥ 0.4) и визуализированы в Cytoscape. Функциональные модули в сети PPI были идентифицированы с помощью алгоритма MCODE. Взаимодействие ген-ген и коэкспрессионные сети были дополнительно проанализированы с помощью GeneMANIA (https://string-db.org; доверительный балл ≥ 0,4) и визуализированы в Cytoscape. Функциональные модули в сети PPI были идентифицированы с помощью алгоритма MCODE. Взаимодействие ген-ген и коэкспрессионные сети были дополнительно проанализированы с помощью GeneMANIA (https://genemania.org), который интегрирует информацию о физических и генетических взаимодействиях, общих путях и паттернах коэкспрессии для вывода потенциальных функциональных ассоциаций.
Клинические образцы
Свежие ткани глиомы (n = 6) и смежные неопухолевые ткани мозга (n = 6; расположены не менее 3 см от края опухоли и гистологически подтверждены как свободные от опухоли) были собраны у пациентов, проходящих первичную резекцию глиомы в Чжанчжоуской больнице Фуцзянского медицинского университета. Ни один из пациентов не проходил химиотерапию или лучевую терапию до операции. Все патологические диагнозы были независимо подтверждены двумя невропатологами согласно классификации опухолей центральной нервной системы Всемирной организации здравоохранения (ВОЗ) 2021 года. Сразу после хирургического удаления образцы тканей промывались ледяным фосфатно-буферным физиологическим раствором (PBS) для удаления остатков крови, быстро замораживались в жидком азоте (-196 °C) и хранили при -80 °C до извлечения РНК.
Клеточные линии и культура клеток
Линии клеток человеческой глиобластомы SHG44, U251, A172 и T98G, а также нормальные человеческие глиальные клетки (HEB), были получены из аутентифицированных хранилищ и подтверждены как свободные от микоплазмы до использования. Клетки содержались в модифицированной среде Eagle's Medium (DMEM, с высоким уровнем глюкозы) от Dulbecco's с добавлением 10% плодовой бычьей сыворотки (FBS), 2 мМ L-глутамин и 1% пенициллин-стрептомицина при 37 °C в увлажнённом инкубаторе с 5% CO₂. Клетки проходили каждые 4-5 дней, достигнув слияния 80-90%. Для установления линий с переэкспрессией IRAIN и контроля клетки трансдуцировали с лентивирусными векторами, несущими полноразмерный транскрипт IRAIN или пустой вектор в качестве контроля. Стабильные клоны были отобраны с использованием пуромицина (2 мкг/мл) в течение 14 дней. Эффективность гиперэкспрессии была подтверждена количественным ПЦР с обратной транскрипцией (qRT-PCR) перед последующим анализом.
3- (4,5-диметилтиазол-2-ил)-2,5-дифенилтетразолий бромид (MTT) клеток пролиферации
Клетки были засеяны в пластинах с 96 лунками при плотности 1 ×10 4 клеток на колодец в 100 мкл полной культурной среды. Через 24, 48 и 72 часа после посева в каждую скважину добавляли 20 мкл раствора MTT (5 мг/мл в фосфатно-буферном физиологическом растворе) и инкубировали в течение 4 часов при 37 °C. Затем супернатант был удалён, и для растворения кристаллов формазана добавили 150 мкл диметилсульфоксида (DMSO). Пластину аккуратно перемешивали в течение 10 минут для полной растворительности. Поглощение измерялось на 490 нм с помощью микропластинчатого спектрофотометра. Фоновые показания из пустых скважин были вычитаны. Жизнеспособность клеток рассчитывалась относительно 24-часовой группы или контрольной группы (установленная как 1.0). Все эксперименты проводились с использованием шести технических репликат и трех независимых биологических репликат. Данные выражаются в виде среднего ± стандартного отклонения (SD), а статистическая значимость определялась с помощью двухстороннего t-теста.
Проточная цитометрия для апоптоза (Annexin V - FITC/PI окрашивание)
Клетки были засеяны при слиянии 60-70% и обработаны в течение 24 часов при указанных условиях. Плавающие и прилипшие клетки собирались с использованием трипсина, не содержащего ЭДТА, комбинированы и дважды промывались ледяным PBS. Клеточные гранулы были повторно суспендированы в буфере связывания Annexin V (10 мМ HEPES pH 7,4, 140 мМ NaCl, 2,5 мМ CaCl2) при 1 ×10 6 клеток/мл. Для каждого образца инкубировалось 100 мкл суспензии с 5 мкл Annexin V-FITC и 5 мкл йодида пропидия (PI; 50 мкг/мл) в темноте в течение 15 минут при комнатной температуре. После добавления 400 мкл буфера связывания образцы хранились на льду и анализировались в течение 1 часа на потоковом цитометре (возбуждение 488 нм; 530/30 нм для FITC и >585 нм для PI). Для компенсации были включены соответствующие контроли с одиночным окрашиванием и флуоресценцией минус один. В каждом выборке было зафиксировано не менее 10 000 событий. Данные анализировались по квадрантному гейтингу: живые (Annexin V⁻/PI⁻), раннеапоптотические (Annexin V⁺/PI⁻), позднеапоптотические (Annexin V⁺/PI⁺) и некротические (Annexin V⁻/PI⁺) популяции. Были отмечены проценты ранних + поздних апоптотических клеток (среднее ± SD, n = 3).
Количественное ПЦР в реальном времени (qRT-PCR)
Общая РНК была выделена с помощью кислотного реагента фенол-гуанидиний согласно протоколу производителя. Чистота РНК проверялась спектрофотометрией (A₂₆₀/A₂₈₀ = 1,8-2,1), а целостность подтверждалась гель-электрофорезом (число целостности РНК ≥ 7). Один микрограмм полной РНК был обработан ДНКазой I и обратно транскрибирован в реакции объёмом 20 мкл с использованием случайных гексамеров и олиго(dT) праймеров. Реакция проводилась при 25 °C в течение 10 минут, при 50 °C 30 минут и при 85 °C в течение 5 минут. Количественная ПЦР проводилась в системе объёмом 10 мкл, содержащей 5 мкл 2× SYBR Green Master Mix, по 0,3 мкм каждого праймера и 1 мкл кДНК (≈ эквивалент 20 нг РНК). Условия термического циклирования включали 95 °C в течение 5 минут, затем 40 циклов по 95 °C в течение 15 с и 60 °C в течение 30 секунд, затем анализ кривой расплавления от 65 °C до 95 °C с шагом 0,3 °C. Все реакции проводились в трёх экземплярах, включая контрольные тесты без шаблона и минус RT. Значения CT > 35 или техническое повторение SD > 0,5 были исключены. Относительная экспрессия рассчитывалась с использованием метода 2⁻ΔΔCt, при этом GAPDH был внутренним контролем. Средние значения ± SD были представлены от трёх независимых биологических репликат, а различия в группах анализировались с помощью двухстороннего t-теста.
Вестерн-блот анализ
Клетки лизировались на льду в буфере RIPA (50 мМ Tris-HCl, pH 7,4, 150 мМ NaCl, 1% NP-40, 0,5% дезоксихолата натрия, 0,1% SDS) с дополнением ингибиторов протеазы и фосфатазы. Лизаты инкубировали 30 минут на льду с периодическим вихрем и очищались центрифугой при 12 000 × г в течение 15 минут при 4 °C. Концентрации белка измерялись с помощью BCA-анализа, скорректировали до 1-2 мкг/мкл и смешивались в соотношении 1:3 с буфером 4× Леммли (последний 1× буфер с 100 мМ ДТТ). Образцы денатурировали при 95 °C в течение 5 минут. Равные количества белка (50 мкг) были разложены с помощью 12 % SDS-PAGE при 100 В в течение 90 минут и электропереноса в мембраны PVDF при 250 мА в течение 90 минут. Мембраны блокировались 5% обезжиренным молоком в TBST (0,1 % Tween-20) в течение 1 часа при комнатной температуре (или 5 % BSA для фосфопротеинов) и инкубировали ночью при 4 °C с первичными антителами против IGF1, IGF1R, JAK2, p-JAK2 (Y1007/1008), STAT3, p-STAT3 (Y705), BIRC5 и β-актина (типичное разбавление 1:1000, β-актин 1:5000). После трёх 10-минутных промываний в TBST мембраны инкубировали с HRP-конъюгированным вторичным антителом (1:5000) в течение 1 часа при комнатной температуре, затем снова промывались и проявлялись с использованием хемилюминесцентного субстрата. Интенсивность полос была количественно измерена с помощью ImageJ, нормализована до β-актина или полного белка и экспрессирована в среднем ± SD в трёх независимых экспериментах.
Иммуноцитохимия
Клетки, выращенные на стерильных стеклянных накладках, дважды промывались PBS и фиксировали в 4% параформальдегиде в течение 15 минут при комнатной температуре. После трёх промывок с PBS клетки проницались с 0,2% Triton X-100 в течение 10 минут, блокировались 5% бычьей сывороткой альбумина (BSA) в течение 1 часа и инкубировали ночью при 4 °C с первичным антителом против CD31 (разбавление 1:200 при 1% BSA). После трёх промываний PBS клетки инкубировали вторичным антителом, конъюгированным с Alexa Fluor (разбавление 1:500) в течение 1 часа в темноте, контрокрашивались DAPI (1 мкг/мл, 5 мин) и устанавливались в антифейдной среде. Изображения были сделаны с помощью флуоресцентного микроскопа при одинаковых настройках экспозиции и усиления. Процент CD31-положительной области был количественно измерен в пяти случайно выбранных непересекающихся полях на выборку с помощью программного обеспечения ImageJ. Этот анализ проводился в клеточных моделях, а не на срезах ткани.
Статистический анализ
Статистический анализ проводился с использованием версии R 4.3.0 вместе с соответствующими пакетами. Для сравнения категориальных переменных использовался тест хи-квадрат, а непрерывные переменные оценивались либо с помощью теста ранга Уилкоксона, либо теста T. Оценка непрерывных переменных осуществлялась с помощью коэффициента корреляции Пирсона. Анализы выживаемости проводились с использованием пакета выживания, который включал моделирование пропорциональных опасностей Кокса и генерацию кривых Каплана–Мейера, при этом оптимальные пороги стратификации были установлены пакетом survminer и формулой Riskscore =
. Пакет CompareC использовался для оценки C-индексов различных переменных. Кривая операционной характеристики приёмника (ROC), предназначенная для прогнозирования бинарных категориальных переменных, была сгенерирована с помощью пакета pROC. Кроме того, временно-зависимая область под кривой ROC (AUC) для метрик выживаемости была проанализирована с помощью пакета timeROC. Все статистические тесты проводились в двустороннем подходе. Уровень значимости P < 0,05 считался статистически значимым.