$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
Протокол исследования на животных был утверждён Институциональным комитетом по уходу и использованию животных Чунцинского медицинского университета (IACUC-CQMU-2025-10073).
Подготовка фракции сесквитерпена, обогащённой лактоном (SLEL)
Сушёные лекарственные материалы Eupatorium lindleyanum DC. были измельчены и подвергнуты экстракции рефлюкса дважды с 70% (V/V) этанолом при пониженном давлении. Каждое извлечение проводилось с соотношением растворителя к материалу 10:1 (v/w) в течение 2 часа. Комбинированные экстракты были фильтрованы, концентрированы под пониженным давлением при ≤60 °C, а затем вакуумно высушены для получения порошка сырого этанола.
Высушенный экстракт полностью растворялся в дистиллированной воде (окончательная концентрация: 100 мг/мл) и последовательно подвергался полиамидной хроматографии смолы, а затем применялась макропористая адсорбционная хроматография D101 для обогащения сесквитерпеновых лактонов. После достижения равновесия адсорбции смола D101 промывалась дистиллированной водой для удаления полярных примесей, а затем элюировалась безводным этанолом. После этаноловой элапиляции собранная фракция концентрировалась под пониженным давлением и подвергалась сублимационной сушке для получения SLEL-фракции, которая хранилась при −20 °C до использования.
Разделение осуществлялось на платформе UPLC с использованием двойной мобильной фазы ацетонитрила и 0,1% (v/v) муравьиной кислоты в воде. Программа градиента включала начальную 25-минутную изократическую задержку при низком содержании органа, короткий линейный шаг до 70% ацетонитрила, фазу высокоорганического уровня с 90% ацетонитрила и финальный этап уравновесия с возвращением к исходным условиям. Система работала при давлении 0,25 мл·мин⁻1 при температуре колонки 35 °C и объёме впрыска 0,1 мкл (дополнительный рисунок S1).
Животные
В этом исследовании использовали всего 36 самцов крыс типа Спраг–Доули (200 ± 20 г) и 36 самцов мышей BALB/c (20 ± 2 г). Животных содержали в стандартизированных условиях (22 ± 2 °C, влажность 55 ± 5%, цикл света и темноты 12 часов) с свободным доступом к корму и воде. Животных акклиматизировали в течение 7 дней перед экспериментами и ежедневно контролировали общее состояние здоровья. Все процедуры проводились с целью минимизации страданий животных, а анестезия применялась перед забором крови и тканями.
Отёк уха, вызванный ксилолом у мышей
Модель отёка мышиных ушей была установлена как описановыше 9. После акклиматизации мыши были случайным образом распределены на шесть групп (n = 6 на группу): контрольные (CG), модельные (MG), дексаметазон (DEX, 10 мг/кг) и SLEL с низкой дозой (75 мг/кг), средней дозой (150 мг/кг) и с высокими дозами (300 мг/кг). Все процедуры проводились перорально гаваж один раз в день в течение 7 дней подряд (итоговый объем дозировки: 10 мл/кг). Через 1,5 часа после окончательного введения воспаление вызывалось равномерным нанесением 30 мкл ксилола на обе поверхности правого уха, за исключением контрольной группы. Через тридцать минут мыши были анестезиированы, взяты образцы крови и получены 8-мм круглые удары по ушам из одинаковых анатомических положений обоих ушей.
Отёк лап, вызванный Каррагинаном у крыс
Модель отёка крысиных лапок была установлена с использованием каррагинана, как описаноранее 10. Крысы были случайным образом распределены по шести группам (n = 6 на группу): CG, MG, DEX (5 мг/кг) и SLEL с низкой дозой (50 мг/кг), средней дозе (100 мг/кг) и с высокими дозами (200 мг/кг). Лечение вводилось перорально один раз в день в течение 7 дней (10 мл/кг). Исходный объём лапы измерялся перед окончательной дозировкой. Через тридцать минут после последнего применения подкожно ввели 0,1 мл раствора каррагинана 1% (w/v) в подкожную поверхность правой задней лапы. Объём лап измерялся через 1, 2, 3 и 4 часа после инъекции с помощью плетизометра. Отёк лап рассчитывался следующим образом:
Отёк лап (%) = (Vt − V0) / V0 × 100%
Гистологическое исследование
Ткани ушей и лапы были собраны сразу после функциональных оценок. Ткани фиксировались в 10% нейтральном буферном формалине в течение 72 часов при комнатной температуре, вставлялись в парафин, секцировались (5 мкм) и окрашивались H&E согласно стандартнымпротоколам 11.
Ферментно-связанный иммуносорбентный анализ (ELISA)
Образцы сыворотки были получены методом центрифугирования при 3 000 × г в течение 10 минут при 4 °C. Уровни TNF-α, IL-6 и IL-1β были количественно измерены с помощью коммерчески доступных наборов ELISA согласно стандартным протоколам.
Вестерн-блот анализ
Полные экстракты белка были получены из тканей ушей и лап с использованием буфера лизиса RIPA с дополнением ингибиторами протеазы и фосфатазы. Концентрации белков были количественно измерены с помощью анализа BCA, а равные количества белка (30 мкг на образец) были выделены SDS-PAGE и перенесены на мембраны PVDF. Мембраны блокировались 5% обезжиренным молоком в течение 1 часа при комнатной температуре, затем инкубировали первичными антителами при 4 °C ночью и вторичными антителами, конъюгированными с HRP, в течение 1 часа при комнатной температуре. Иммунореактивные полосы были выявлены с помощью усиленной хемилюминесценции и количественно измерены с помощью программного обеспечения ImageJ.
Количественное ПЦР в реальном времени (qRT-PCR)
Общая РНК была выделена из тканей ушей и лап с помощью реагента для экстракции РНК, указанного в Таблице материалов. Один микрограмм полной РНК был обратно транскрипирован в кДНК с помощью коммерческого комплекта обратной транскрипции согласно инструкциям производителя. Количественная ПЦР проводилась с использованием химии SYBR Green с геноспецифическими праймерами (Таблица 1) в реакционном объёме 10 мкл по двухступенчатому протоколу амплификации. Подробные условия обратной транскрипции и параметры циклирования ПЦР приведены в разделе «Протокол». Относительные уровни транскриптов рассчитывались с помощью метода 2⁻ΔΔCT , при этом Gapdh использовался в качестве внутреннего эталонного гена.
Данные и статистический анализ
Данные выражаются в среднем ± SD. Статистические сравнения между двумя группами проводились с помощью непарного t-теста Студента, тогда как односторонний ANOVA применялся для анализов с более чем двумя группами. Статистическая значимость была определена как p < 0,05. Значимость обозначается как # p < 0,05 и ## p < 0,01 по сравнению с контрольной группой (CG), а * p < 0,05 и ** p < 0,01 по сравнению с модельной группой (MG).