Методическая статья

Доступная процедура герметизации силиконового чипа с мембраной для гибкого и надёжного соединения

829 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/69980

⸱

20 марта 2026 г.

 ,  ,  , 
1Department of Pathology and Medical Biology, EXPIRE Lab, University of Groningen, University Medical Center Groningen, 2GRIAC Research Institute, University of Groningen, University Medical Center Groningen, 3Department of Biomaterials and Biomedical Technology, University Medical Center Groningen, University of Groningen, 4Tissue Engineering and Cells Therapy Group (GITTC), School of Medicine, University of Antioquia, Alma Mater Hospital of Antioquia, 5Department of Pulmonary Diseases, University Medical Center Groningen, University of Groningen

В этой статье

Краткое содержание

Новый протокол герметизации для производства водонепроницаемых силиконовых уплотнений мембран устройств с чипами полидиметилсилоксана (PDMS). Предназначен для лабораторных установок моделей чипов и разработки малых платформ для микросхем. Мы демонстрируем протокол с использованием пластических и натуральных тканевых мембран. Для этой процедуры требуется только PDMS, толуол, плесень, мембрана и вакуумная камера.

Аннотация

Платформы Organ on-Chip — это быстро развивающаяся направление биомедицинских исследований. Расширение этой области привело к появлению различных материалов и методологий их конструкции и применения. Хотя количество различных устройств — как коммерческих, так и разработанных в академической среде — продолжает расти, обычно предстоит сделать большой шаг для новых исследователей, входящих в область орган-на-чипе. Одной из ключевых задач как в новых, так и в текущих технологиях чипов остаётся обеспечение безопасной и безопасной герметизации устройств с чипами. В этой статье мы предлагаем новый путь к разработке микросхем, представляя рабочий процесс герметизации чипов, который обеспечивает надёжные водонепроницаемые соединения между силиконавыми чипами и тремя культурными мембранами разных материалов. Представленная процедура доступна для разработки новых микросхем с ограниченным входным материалом и обеспечивает интерфейс воздух-жидкость (ALI) Organ-on-Chip. Эти чипы предназначены для культивирования клеток, которые подаются через пористую мембрану и подвергаются воздействию воздуха, например, в кишечнике, коже или, как в приведённом здесь случае, дыхательных путей на чипе. Мы предлагаем два различных дизайна 3D-форм для чипов, демонстрируя их связывание с коммерчески доступными пластиковыми мембранами, а также с каркасами свиной внеклеточной матрицы (ECM). Этот Airway on-Chip может производиться внутри компании; здесь представлены различные препятствия, с которыми можно столкнуться, а также демонстрация их прежнего использования в качестве воздушных путей на чипе. Эта новая процедура герметизации включает пылесос раствора с толуолом, разбавленной полидиметилсилоксаном (PDMS), чтобы удалять толуол, что приводит к тонкому и прочному силиконовому слою, встраиваемому в пористый пластик или нативную мембрану ECM. Вторая новшества этой процедуры — затвердевание раствора PDMS при комнатной температуре, чтобы предотвратить нарушение работы мембран из-за различного теплового расширения в материалах, которые герметично соединяются. Это приводит к широко применимой технике связывания тестируемых материалов — получению многокамерных PDMS-чипов с внутренними культурными мембранами.

Введение

Устройства «орган-на-чипе» становятся краеугольным камнем биомедицинских исследований, при этом в лабораторияхпо всему миру разрабатываются широкий спектр коммерческих и открытых моделей. По мере того как эти модели становятся ключевой частью исследований, продолжая заменять традиционные статичные пластиковые и животные модели 2,3, становится всё более важно, чтобы их модели были легко доступны и доступны исследователям с разным миром. В центре этого является доступность индивидуальной разработки малыми партиями, независимо от затрат на ресурсыи производство 4, особенно в некоммерческих или академическихмоделях 1.

Одна из главных задач в технологиях на чипе — это обеспечение надёжной герметизации чипов без утечек во время протока. Недавний обзор тестирования на утечку в чиповых устройствах выявил утечку между камерами или в окружающую среду как верхний режим для неисправности моделей и экспериментов, как в промышленности, так и вакадемической среде 5,6. Существует ряд причин неуспешного уплотнения: малые размеры устройств, приложенный поток и давление, а главное — то, что они состоят из разных материалов, запечатанных слоями и объединённых разнымипроцессами 6. Ассортимент различных материалов, используемых в качестве культурных мембран в чиповых платформах, столь же широк, как и их применение, включая полиэтилентерефталат (ПЭТ), поликарбонат (ПК), ПДМС и мембраныЭКМ. В результате существует множество различных процедур и методов соединения этих материалов с готовыми устройствами. К этим процедурам относятся сжатие с помощью клея/PDMS, плазменно-опосредованную химию силана, химическую функционализацию структур, электроспиннинг и парящее соединение растворителями, в зависимости от материалов, используемых в модели7. Тот факт, что эти процессы требуют разных навыков и лабораторных условий, накладывает некоторые ограничения на академическую доступность исследований на чипе. Было установлено, что хотя затраты и ограничения использования коммерческих систем ограничивают доступ к академическим данным, длительные многоступенчатые процессы создания чипов и необходимого оборудования ограничивают их самостоятельное академическое развитие 1,8,9. На переднем крае этого исследования одна из актуальных проблем — стандартизация и валидация моделей по ихвоспроизводимости 10,11. Однако существует пробел в достижении этого момента для многих лабораторий, пытающихся начать разработку микросхем, чтобы ответить на конкретные исследовательские вопросы, заменить работы на животных и работать с более биологически значимымимоделями 12.

В этой статье мы представляем рабочий процесс герметизации чипов, который требует только навыков и оборудования, доступных большинству исследовательских сред. Эта процедура обеспечивает водонепроницаемые интерфейсы чип-мембрана PDMS для трёх различных мембранных материалов. Процесс требует ограниченного активного времени работы, может использоваться в лабораторных условиях вне микросхем и масштабироваться от малых до средних пакетных производств чипов.

Представленная процедура герметизации может выполняться с помощью пористых пластиковых или ЭБМ-мембран; Примеры предоставленных чипов созданы с этой процедурой для применения в качестве устройства с воздушным контактом с воздействием воздуха. Эта процедура может применяться и для других аналогичных устройств, при условии, что мембраны содержат поры, которые необходимы для процедуры. Основное применение предоставленных чипов — для культуры ALI и эпителиальных клеток дыхательных путей, но могут использоваться и для других приложений и совместных моделей с мезенхимальными или кишечными клетками, например, 8,13. Первый чип представляет собой стандартный дыхательные пути на чипе с крупномасштабной зоной культуры (92мм²) с двумя камерами для культивирования, включая апикальную камеру для воздействия воздуха, отделённую пористой мембраной от базальной камеры, содержащей среду, и, по необходимости, другой погружённый тип культивируемых клеток (например, фибробласты, эндотелиальные клетки). Для применения ALI крайне важно, чтобы апикально засеянные ячейки могли поддерживать плотный барьер, чтобы предотвратить утечку среды в верхний канал. Второй чип имеет такую же конструкцию, как и первый, с двумя дополнительными камерами по обе стороны мембраны, здесь с использованием свиного ЭКМ, чтобы облегчить растяжение культивирующей мембраны за счёт применения отрицательного давления, имитируя растяжение естественного дыхательного пути.

Наш процесс герметизации объединяет несколько элементов из области разработки PDMS-чипов с добавлением новых условий, которые являются двойными. Во-первых, быстрое применение вакуума к раствору PDMS, разбавленной толуолом, что предотвращает химическое воздействие толуола на мембраны, способствует проникновению силикона в поры или поверхностные элементы мембраны и приводит к тонкой поверхности, устойчивой к смещению. Толуол вызывает вздутие и деформацию на твёрдых поверхностях PDMS, но при высоких концентрациях действует как растворитель, поэтому используется для разбавления жидких PDMS в этой процедуре. Для пластмасс, таких как PC и PET-мембраны, используемые здесь, толуол вызывает искажения и трещины под напряжением, если его не удалять быстро. Крайне важно, чтобы при ручном нанесении раствора наносили его только поверх стенки готовой половины щепа и никогда не попадали в область культуры, так как это блокирует поры мембран культуры и приводит к образованию участков PDMS, которые вызывают нарушения и изменения возможностей клеточного культурирования. Во-вторых, отверждение раствора PDMS при комнатной температуре (RT) в течение 72 часов предотвращает смещение мембраны как с околочной половины, так и с раствора, что может происходить при сжатии материалов в разной степени после теплового расширения.

Мы предлагаем два дизайна форм для чипов, которые можно изготовить с помощью 3D-принтера или микрофрезера (как описано в Дополнительном файле 1, Дополнительном файле 2), а также метод создания тонкого раствора из PDMS итолуола 14. Использование этого метода позволяет герметизировать коммерческие пластиковые мембраны (PET, PC) внутри устройства. Кроме того, мы проверили диапазон применимости этого процесса, создав тот же чип с нативной свиньей мембраной ECM для получения биологического чипа с возможностью циклического растяжения. Поскольку орган-на-чипе предназначены для воспроизведения физиологических свойств среды in vivo , дыхательные пути на чипах, способные создавать механические силы, испытываемые в теле при дыхании, такие как сдвиговые напряжения от потока воздуха и механический ландшафт сужающихся дыхательных путей, имеют большое биологическоезначение 16. Используемая мембрана состоит из базальной мембраны, пластинки проприи, а также коллагена, ламинина и других окружающих матриксных белков. Насколько нам известно, это первый нативный чип на базальной мембране и первый с возможностью растяжения, что облегчает имитация механического напряжения, например, дыхания, на несиликоновой мембранеECM 15. Это новое применение подчеркивает функцию нашей процедуры герметизации пластика и РЭБ. Наконец, мы представляем применение этой процедуры герметизации чипов и мембран в виде дыхательных путей на чипе, который может применяться для культуры клетокALI 8.

Протокол

Это исследование было освобождено от одобрения этическим советом в соответствии с Законом об экспериментах над животными, так как материалы были получены посмертно, и ни одно животное не приносилось в жертву для научных целей (Wet op de dierproeven). Протокол изоляции первичных эпителиальных клеток дыхательных путей человека соответствовал исследовательскому кодексу Университетского медицинского центра Гронингена (доступ https://umcgresearch.org/w/research-code-umcg 14 января 2025 года) и национальных и этических профессиональных рекомендаций по использованию материала для человеческого тела (доступ https://www.coreon.org/wp-content/uploads/2020/04/coreon-code-of-conduct-english.pdf 14 января 2025 года). Это исследование было освобождено от требования одобрения этическим советом, так как трахеобронхиальная ткань осталась после трансплантаций и полностью анонимизирована в соответствии с Гражданским кодексом Нидерландов и законом о донорстве (Wet op de orgaandonatie).

1. Подготовка половины чипа и мембраны

  1. Производство микросхем
    1. Скачать . Файлы дизайна STL для верхней и нижней частей чипа из Дополнительного файла 1 и Дополнительного файла 2 данной статьи. Верхняя форма образует половину щепа глубиной 5 мм, нижняя — 3 мм глубиной; Обе половины чипа имеют камеры для культивирования глубиной 1 мм. Или же разработать дизайн чипа с использованием соответствующего CAD-программного обеспечения.
    2. Подготовьте либо нарезную пилку для 3D-печати, либо путь для микрофрезера форм для микрофрезера. Микрофрезерные формы будут готовы к использованию; Формы на смоле потребуют двух промывок этанола по 24 часа 99,9% до ультрафиолетового сшивания, чтобы правильно подготовить их к использованию в качестве формы PDMS.
  2. Производство половины чипа PDMS (рисунок 1)
    1. Тщательно смешайте жидкую PDMS-основу с отверждающим агентом в соотношении 10:1 и дегазируйте в вакуумной камере, пока не будут удалены все воздушные пузырьки.
    2. Заполняйте формы широким сопловым шприцем, дегазируйте в вакуумной камере ~10 минут, пока не удалите все пузырьки. Поместите формы в сухую духовку до затвердевания на 2 часа при 65 °C.
    3. Скальпелем удалите сплошные щепки из форм и срежьте прошивку по краям. Добавьте четыре входа к верхней половине на каждом конце камеры и два соседних кольца, указывающих расположение входов нижней камеры, с помощью биопсийного пунша.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для представленных результатов был использован биопсий диаметром 2 мм, а силиконовая трубка диаметром 2 мм была установлена для циркуляции среды и воздуха во время посева. Входы диаметром 1 мм и 2 мм способствуют посеву клеток с помощью пипетки, соответствующей размеру кончиков 200 и 1000 мкм соответственно. Другие размеры пуансона могут использоваться для различных систем труб или насосов.
  3. Подготовка мембраны (рисунок 2)
    1. Скачать . Файлы дизайна STL для мембранного трафарета из дополнительного файла 3 в этой статье. Подготовьте трафарет с помощью 3D-печати или аналогичного метода изготовления, чтобы обеспечить единообразную форму мембраны.
    2. Наместите трафарет поверх ПЭТ или ПК-мембраны, крепко удерживая её, пока мембрана вырезается скальпелем.
      ПРИМЕЧАНИЕ: На этом этапе мембраны могут быть покрыты матричными белками для культивирования клеток в чашке Петри без нарушения связывания мембран. Это обеспечит функционализацию только мембраны для роста клеток, оставив стенки PDMS свободными, как было описановыше 8.

2. Мембранная связь

  1. Подготовка миномётов PDMS
    1. Смешайте жидкий PDMS (шаг 1.2.1) с толуолом в соотношении 7:5 и тщательно перемешайте, используя шприц с широким соплом, как описановыше 14. Для каждой чипа требуется всего 8 капель; Рекомендуется 1,4 мл PDMS с 1 мл толуола на одну партию раствора, что достаточно для 8 чипов такого масштаба. Регулярное смешивание раствора важно для надёжного сцепления мембран.
      ВНИМАНИЕ: Толуол летучий и крайне воспламеняющийся. Воздействие может повредить нервную и дыхательные системы. Используйте исключительно в вытяжке, вдали от источника возгорания, и устраняйте проливы с помощью впитывающего материала и вентиляции. Во время обращения носите защитные очки для защиты от брызг и непроницаемых (нитриловых) перчаток. Оставьте все лабораторные материалы (наконечники пипеток, контейнеры и т.д.) 24 часа в выхлопной вытяжке, после чего толуол испарится, и все материалы можно будет утилизировать в одобренные, маркированные контейнеры через специализированные службы по уборке отходов. Никогда не выбрасывайте толуол в раковину. Обратитесь к Сертификату безопасности (SDS) для получения дополнительной информации.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Подготовьте раствор в месте использования, чтобы предотвратить преждевременное испарение толуолом и загрязнение пластиком, в нестеклянной ёмкости, желательно одноразовой, и выбросьте сразу после использования. PDMS отверждает поверхность стекла и частично не снимается; Толуол растворяет и повреждает большинство пластиков, часто используемых в лаборатории.
  2. Крепление мембраны ПЭТ/ПК (рисунок 2)
    1. Быстро нанесите раствор на поверхность PDMS-чип-половины, где мембрана будет размещена с помощью пипетки.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Вся область под мембраной должна быть влажна раствором. Для получения максимально тонкого слоя нужно нанести крепкий захват кончиком. Микроскопия показывает, что слои имеют размер от 3 до 5 мкм.
    2. Удержите подготовленную мембрану (шаг 1.3) на одном конце чистыми щипцами, положите кончик на влажный раствор в нужном месте для щепы и дайте мембране встать на место.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Не позволяйте мембране смещаться после этого момента; влажный PDMS, поступающий в камеру, приводит к образованию нерегулярных, непригодных для использования стенок мембраны. Если происходит сдвиг, силикон покроет область культуры, что нарушит потенциал клеточной культуры по обе стороны от мембраны, отбрасывает мембрану и повторяет предыдущий этап.
    3. Аккуратно удержите мембрану на месте щипцами и снова нанесите PDMS-раствор поверх мембраны, аккуратно отходя от камеры с каждым движением, чтобы удалить пузырьки и закрепить мембрану, не перемещая её с исходного положения.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Будьте осторожны, чтобы не применять PDMS во внутреннюю культурную область мембраны; Это крайне важно, так как силикон предотвращает склеивание клеток и нарушает естественную поверхность культивирующей мембраны.
    4. Сразу после прикрепления влажного раствора поместите половинки щепы с мембранами в вакуумную камеру и отверждайте их при комнатной температуре при вакууме 25 мБар в течение 72 часов.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Половинки чипа с прикреплёнными мембранами должны быть затвердеваны при комнатной температуре. ПЭТ/ПК и ПДМС испытывают разную степень теплового расширения, и тепловое отверждение приводит к расширению силикона и уменьшению при охлаждении, образуя раздутую мембрану (рисунок 3).
  3. Полная конструкция чипа
    1. Мембранно связанные половины чипа теперь могут быть прикреплены ко второй половине чипа. Для наиболее стабильных результатов подвергите обе половины обработке плазмойO2 (320 мБар, 30 с) и быстро сжимайте их вручную под лёгким давлением.
      ВНИМАНИЕ: Кислородные плазменные печи создают насыщенную кислородом среду, опасные оксиды, такие как озон, и интенсивное ультрафиолетовое излучение. Духовки следует устанавливать в хорошо проветриваемом помещении или в вытяжке. Окно духовки должно блокировать все ультрафиолетовые излучения, но рекомендуется использовать очки. Горючие материалы и металлы следует держать вне кислородной плазмы, чтобы предотвратить ускоренное горение или выброс токсичных паров. Обращение к документу кислородной плазмы SDS необходимо для использования с любым материалом, отличным от тех, что указаны в этом протоколе.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Если плазменная печь отсутствует, аналогичное соединение можно добиться с помощью плазменной палочки или нанеся раствор PDMS во вторую половину и затвердев половины при комнатной температуре при сжатии лёгкого сжатия в течение 72ч 13. Хотя они менее эффективны по сравнению с полноценной плазменной печьюO2 , эти варианты могут использоваться, когда печи недоступны.

Результаты

Тест на целостность мембранного уплотнения
Для проверки целостности герметичного чипа верхняя камера заполняется деми-водой с синим красителем, а дно — чистой деми-водой. Щепы оставляют на ночь для оценки возможной утечки синего красителя из верхней камеры вокруг мембраны в нижнюю.

Полностью изготовленные силиконовые чипы, приготовленные нашим методом, могут деформироваться вдоль до 35° без нарушения целостности мембраны, теперь они заключены и связаны с верхней половиной с помощью гибкого раствора PDMS с обеих сторон. Деформация PDMS-чипов — это нормальная часть использования, например, когда половинки или чипсы прилипают к чашке Петри.

Чипы подключались к двунаправленной системе шприцового насоса для проверки их работы при давлении, вызванном потоком. Чипы с мембранами ПЭТ и ПК могут работать без утечки между камерами или разрыва чипов до и включая 30 кПа (максимальное давление, предоставляемое насосами). В предыдущих исследованиях чипы стандартно работают при 150 мкл/ч, что создаёт давление 0,7 Па на камеры каждого устройства8.

Визуализация связывания мембраны
Для визуализации проникновения жидкого раствора PDMS в поры мембраны диаметром 0,4 мкм под микроскопом в результате вакуумной герметизации RT раствор PDMS был окрашён в Nile Red. Nile Red был выбран так как это гидрофобный краситель, который хорошо смешивается с PDMS в жидком виде. Окраска была подготовлена путём тщательного смешивания 1% Nile Red в жидкой PDMS для получения красного цвета под световой микроскопией. Процедура отверждения РТ была повторена, как описано выше. Мембраны с окрашенным раствором встраивались в парафин и разделялись с помощью микротома. Мембранные срезы монтировались на стеклянные стекла и снимались с помощью светового микроскопа (рисунок 4). Для подтверждения необходимости как разбавливать PDMS в раствор с толуолом, так и применять вакуум для проникновения PDMS в поры мембраны, сравнивать мембраны с этими методами и без них можно увидеть на дополнительном рисунке 3.

Тест на жизнеспособность клетки
В предыдущем исследовании была проверена потенциальная химическая токсичность при использовании толуола при изготовлении устройств. Чипы были приготовлены с толуолом и без него в ступе PDMS, эпителиальные клетки аденокарциномы лёгких Calu-3 выращивались до слияния в течение 2 дней и культивировались в чипах в течение 1 дня, как описаноранее, 8. Гибель клеток оценивался с помощью окрашивания в синий цвет трипана, удаления всех клеток из устройства и подсчёта мёртвых клеток (синих) по сравнению с неокрашенными жизнеспособными клетками. Пролиферация оценивалась путём инкубации реагентов в микросреде перед проведением анализа AlamarBlue, считывающего флуоресцентное поглощение через считыватель пластин, что отражает пролиферацию (рисунок 5)8.

Прикрепление базальной мембраны РЭБ
Чтобы показать общую применимость этой процедуры для получения прочного и гибкого связывания с различными мембранами, протокол был повторён с полностью внеклеточной матрицей (ЭКМ) мембраной (рисунок 6). Базальная мембрана, содержащая каркасы ECM, были получены из мочевого пузыря свинины, как описаноранее, 17. Кратко: свиные мочевые пузырьки самок возрастом от 4 до 8 месяцев были получены на местной бойне (Kroon Vlees b.v., Гронинген, Нидерланды) и обработаны в течение 3 часов после сбора. Соединительная ткань и жир были удалены из мочевого пузыря, мочевой пузырь перевернули наизнанку, а эпителиальный слой был тупо вскрыт, при этом ткань в PBS оставалась при комнатной температуре. Каркасы ЭБУ были обезвожены для процедуры креплениямембраны 17. Подготовленные каркасы были разрезаны и связаны с половинами чипа PDMS, как описано в протоколе выше. Была создана новая форма с дополнительными камерами для натяжения мембраны внутри устройства, чтобы показать, что вакуумные силиконовые связи также выдерживают горизонтальное механическое напряжение (Дополнительный файл 2).

Тест на целостность мембраны РЭБ
Тест на целостность мембраны был проведён как выше. Далее стрейч-чип был подключён к шприцовым насосам, которые создавали вакуум в боковых камерах устройства, создавая 1 мм горизонтального растяжения мембраны ECM за ночь (рисунок 7).

Дифференцировка эпителиальных клеток и кокультуры фибробластов в стандартном дыхательных путях на чипе с мембраной ПЭТ
Для подтверждения эффективности предоставленного чипа как дыхательных путей на чипе для клеток ALI, в предыдущемисследовании 8 были выращены клетки аденокарциномы лёгких Calu-3 (ATCC, Манассас, Вирджиния, США) для слияния и воздействия воздуха в устройстве. После 10 дней воздействия апикального воздуха эпителиальные клетки Calu-3 дифференцируются в клетки, производящие слизу, что подтверждается образованием слизи, измеренным окрашиванием Alcian blue (рисунок 8)8.

Для подтверждения нашей процедуры длительного течения без протечек и совместного культивирования можно привести пример из предыдущей публикации; Для полной методологии клеточной культуры см. этустатью 8. Эпителиальные клетки дыхательных путей человека культивировались в апикальной культурной камере чипа при постоянном воздушном потоке в течение 21 дня, при этом первичные фибробласты дыхательных путей культивировались вверх ногами на противоположной стороне мембраны. Короче говоря, первичные эпителиальные клетки дыхательных путей были выделены методом обработки протеазой (0,2 мг/мл при HBSS, 2 часа, 37 °C), соскабливания клеток и криоконсервации клеток, извлечённых из оставшейся трахеобронхиальной ткани у 3 здоровых доноров легких, о которых дополнительной информации не было. Фибробласты дыхательных путей человека (ФП) были выделены аналогичным образом из бронхиальной ткани трансплантированной ткани лёгких при ХОБЛ от одного донора.

На рисунке 9 можно увидеть изображение чипа и того, как вышеупомянутые ячейки проявляются как через камеры, так и вдоль камер устройства.

Культура эпителиальных клеток в совместной культуре с фибробластами на мембране ECM
Каркас, содержащий базальную мембрану, способствует культуре эпителиальных и мезенхимальных клеток. Увековеченные человеческие кератиноциты (HaCaT-клетки) были засеяны с плотностью 60 x 103 клеток/см² на внутренней стороне мембраны, а жизнеспособность составляла 95% после 24 часов по сравнению с 91% в пластиковой колбе для культуры клеток (рисунок 10A). Далее нормальные фибробласты MRC-5 лёгких человека были засеяны плотностью 60 x 103 клетки/см² на стромальную (внешнюю) сторону и выращивались в кокультуре с клетками HaCat в течение 14 дней для оценки долгосрочной жизнеспособности эпителиально-мезенхимальной системы для совместного культивирования на родной мембране ECM (рисунок 10D). Эпителиальные клетки образовывали слияющийся монослой на внутренней стороне мембраны, тогда как фибробласты распределялись менее плотно по внешней поверхности мембраны ECM, но сохранили свою характерную веретенообразную морфологию (рисунок 10C). Видео с 3D-реконструкцией можно посмотреть в дополнительном файле 417.

Текущее исследование представило усовершенствованную процедуру герметизации мембраны, которая обеспечивает прочное соединение PDMS с мембраной, способное противостоять нарушениям, вызванным ручным обращением с чипом, и обеспечивать долгосрочное культурирование под течением при давлении до 0,7 Па. Мы показали, что эти мембраны связаны силиконом, который проник в мембраны культуры через их поры, что способствует формированию ковалентных силановых связей между двумя половинами чипа и вакуумным раствором PDMS. Кроме того, представленная процедура не вызывает цитотоксичности, при правильном нанесении раствора. Кроме того, полученные чипы способствовали долгосрочным эпителиальным моно- и эпителиально-мезенхимным кокультурам. Хотя эта процедура применима только к пористым мембранам, она остаётся малозатратной процедурой для производства надёжных и готовых к культивированию клеток ALI-чипов.

figure-results-1
Рисунок 1. Графика производства половины чипа PDMS и подготовки мембран . Для производства PDMS-половины чипа (шаг 1.2) формы для чипов заполняются жидким PDMS с широким сопловым шприцем: 4,4 мл в верхней форме и 2,4 мл в нижней. Половины PDMS отверждают 2 часа при 65 °C, после чего 4 входа в верхней части щепа пробиваются на концах камеры и точках, указанных в форме. Для подготовки мембраны (шаг 1.3) печатный трафарет плотно прижимается к поверхности мембраны. С помощью нового лезвия разрезают трафарет и удаляют мембрану скола из окружающего материала. Мембраны могут быть покрыты для культивирования клеток или использованы непосредственно на втором этапе. Создано в BioRender. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

figure-results-2
Рисунок 2. Процедура связывания мембраны. Раствор PDMS смешивается, как описано выше, непосредственно перед использованием. Раствор капает на четыре угла вокруг камеры и аккуратно распределяется вокруг места связывания мембраны с помощью наклонного конца пипетки. Один конец мембраны кладется на раствор, а затем, выровнявшись с камерой культуры, аккуратно даётся встать на место. Раствор наносится капельно и закрашивается по краям мембраны с большой осторожностью, чтобы силикон не коснулся поверхности мембраны внутри зоны культуры. Мембраны с половиной чипа немедленно помещаются в вакуумную камеру для удаления микропузырьков, обеспечения проникновения силикона в поверхность и поры, а также удаления толуола для минимизации химического воздействия на мембрану. Создано в BioRender. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

figure-results-3
Рисунок 3. Примеры размещения мембран.(A) Успешное размещение мембраны, отверждение на RT. (B) Связывание мембраны затвердело в печи (65 °C вместо RT), мембрана раздулась в камеру из-за сжатия силикона после нагрева. (C) Комплектные чипы с правильным размещением мембран ПЭТ и ПК. (D) Неправильное расположение мембран приведёт к изменению объёма каждой стороны чипа с её движением, что приводит к переменному потоку и созданию напряжения как для ячеек внутри чипа, так и на насосы, прикреплённые к микросхеме. Создано в BioRender. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры. 

figure-results-4
Рисунок 4. Световые микроскопические изображения разрезанных и установленных мембран ПЭТ и ПК. Показано проникновение силикона в поры мембран в результате нашей процедуры вакуумного RT-отверждения. (A) Изображения той же мембраны без PDMS, видны прозрачные поры, а также чистая поверхность на поляризованном изображении. (B) Раствор PDMS был окрашён Nile Red, а силикон в мадженте успешно проник в поры и тонко покрыл поверхность вакуумом. Выделено белыми/пурпурными формами. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

figure-results-5
Рисунок 5. Жизнеспособность клеток в чиповых устройствах не изменялась при наличии или без толуола в растворе PDMS . Клетки Calu-3 были засеяны по 6,5 × 104 клеток на чип и, достигнув слияния, инкубировались в течение ночи, после чего на супернатанте проводился анализ AlamarBlue и TrypanBlue на клетках. Различия между группами (n=4), подготовленные с толуолом и без него, были проверены с помощью теста Стьюдента без пары, p > 0,05 = ns (не значимо)8. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

figure-results-6
Рисунок 6. Чипы базальных мембран. (A) Целостность мембраны была нарушена, так как раствор PDMS/толуола не был достаточно быстро удалён; Это повредило матричные белки и нарушило герметизацию чипов. (B) Герметизация мембран и сколов удалась, но мембрана запечатана в рыхлом состоянии. (C) Успешное герметизация мембраны и сколов — чип работает для обеспечения потока и растяжения. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

figure-results-7
Рисунок 7. Два изображения чипа ECM под растяжением. (A) Откол в состоянии покоя. (B) Скол менее 1,2 мм горизонтального растяжения. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

figure-results-8
Рисунок 8. Alcian Blue (ядра в мадженте, слизистая в синем) окрашивание эпителиальных клеток Calu-3 в лёгких человека, выращенных в чипах после воздействия воздуха в устройстве. Клетки Calu-3 выращивались до слияния и культивировались в течение 10 дней при непрерывном расходе 150 мкл/ч в базальном компартменте и с апикальной стороной средней или воздушной экспозиции. Поток осуществлялся с помощью перистальтического насоса внутри инкубатора при 37 °C и 5%CO2. В конце культивирования мембраны удалялись и окрашивались. Поперечный вид окрашивания Alcian Blue клеток Calu-3, выращиваемых в течение 10 дней под водой (A) и воздушным (B)8. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

figure-results-9
Рисунок 9. Визуализация первичных эпителиальных клеток и фибробластов человека в расширенной кокультуре внутри устройства. Фибробласты дыхательных путей были засеяны в устройство и оставляли прикрепиться на ночь, после чего устройство инвертировали и засевали эпителиальные клетки на другой стороне мембраны. Клетки выращивались до слияния, подвергались воздействию воздуха и культивировали в течение 21 дня при непрерывном расходе 150 мкл/ч, создаваемом перистальтическим насосом в инкубаторе при температуре 37 °C и 5%CO2. Мембраны удалялись после культуры, фиксировали, встраивались и крепили на стекли перед окрашиванием. Эпителиальные клетки были окрашены на Mucin 5AC (MUC5AC)18, компонент слизи, и белок forkhead box J1 (FOXJ1)19, транскрипционный фактор, участвующий в передаче сигналов для образования реснички. Фибробласты были окрашены агглютинином зародыша пшеницы (WGA) для визуализации клеточных фосфолипидных бислоев. Клетки инкубировали с 5 мкг/мл в HBSS в течение 15 минут и трижды промывались с помощью PBS перед визуализацией. Все ядра клеток визуализировались с помощью DAPI. (A) Обзор поперечного сечения: создаётся на основе Z-стековой проекции изображений (B) и (C). (B) Эпителиальная окраска MUC5AC/FOXJ1/DAPI на мембране чипа. (C) Полная внешняя структура слоя фибробластов в базальнойкамере 8. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

figure-results-10
Рисунок 10. Жизнеспособность клеток и кокультура на каркасе базальной мембраны. (a) жизнеспособность HaCaT-клеток, засеянных на эпителиальной стороне, были протестированы 3 независимых образца, из каждого образца взяты 3 случайных поля (n = 3). Был проведён обычный односторонний тест ANOVA с коррекцией Тьюки. График показывает среднее значение со стандартным отклонением. Кокультура (B) HaCaT-клеток на эпителиальной стороне и (C) лёгких фибробластов MRC-5 на стромальной стороне каркасов с базальной мембраной, окружённой коллагеновыми волокнами; полосы масштаба имеют размер 50 мкм. (D) 3D-вид кокультуры с изометрических сверху и снизу, масштабные полосы 100 мкм, анимированная визуализация показана на дополнительном рисунке 4. (E) Толщина каркасов базальной мембраны до и после децеллюляризации измерялись 14 слизистых, из которых 6 (представленных треугольниками) были взяты для децеллюляризации. В каждой из выборок было отсканировано три случайных поля, и не менее 10 точек на поле былиизмерены 17. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

Дополнительный рисунок 1. Дизайны форм для верхней и нижней половин стандартного чипа PET/PC. (A) Изображение нижней формы чипа, которую можно получить из . STL в дополнительном файле 1. (B) Изображение верхней формы чипа, которую можно получить из . STL в дополнительном файле 2. (C) Изображение трафарета мембраны для резки мембран для чипа, который можно получить из . STL в дополнительном файле 3. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы скачать этот файл.

Дополнительный рисунок 2. Дизайны форм для форм для верхней и нижней половин мембранного чипа с растяжённой ECM. (A) Изображение нижней формы чипа, которую можно получить из . STL в дополнительном файле 4. (B) Изображение верхней формы чипа, которую можно получить из . STL в дополнительном файле 5. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы скачать этот файл.

Дополнительный рисунок 3. Валидация процедуры герметизации: сравнение проникновения PDMS в поры без толуола для снижения вязкости раствора и затвердевших при RT без вакуума. Все состояния связаны с ПЭТ-мембранами (поры 0,4 мкм), после обработки ПДМС (Nile Red 1%) мембраны встраивались в парафин перед установкой и световой микроскопической визуализацией. (A) Неразбавленный PDMS, пропылесосённый на ПЭТ-мембрану. На поверхности мембраны можно заметить толстый слой PDMS, при этом PDMS не проникли в поры (выделено белыми рамками). (B) Разбавленный раствор PDMS, пропылесосённый на ПЭТ-мембрану. На поверхности мембраны можно увидеть слой PDMS, при этом PDMS не наблюдается как проник в поры (выделено белыми рамками). (C) Разбавленный раствор PDMS, пропылесосённый на ПЭТ-мембрану. Тонкий слой PDMS можно увидеть на поверхности мембраны, а также проникание в поры вдоль мембраны (выделено белыми рамками). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы скачать этот файл.

Дополнительный рисунок 4. 3D визуализацию ко-культивируемых клеток HaCat (эпителиальных) и MRC-5 (стром) на каркасе свиньей ECM. Анимированный 3D-вид кокультуры с изометрических сверху и снизу, изображения которого видны на рисунке 10D, масштабные полосы имеют размер 100 мкм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы скачать этот файл.

Дополнительный файл 1. 3D. STL-файл нижней формы. Форма может использоваться для производства нижней части стандартного чипа с помощью 3D-печати или аналогичного метода изготовления. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы скачать этот файл.

Дополнительный файл 2. 3D. STL-файл верхней формы. Форма может использоваться для производства верхней половины стандартного чипа с помощью 3D-печати или аналогичного метода изготовления. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы скачать этот файл.

Дополнительный файл 3. 3D. STL-файл трафарета мембраны. Трафарет может использоваться для создания мембран нужного размера для предоставленного чипа и может быть изготовлен методом 3D-печати или аналогичным методом изготовления. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы скачать этот файл.

Дополнительный файл 4. 3D. STL-файл нижней формы стрейч-чипа. Форма может использоваться для создания нижней половины стрейч-чипа с помощью 3D-печати или аналогичного метода изготовления. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы скачать этот файл.

Дополнительный файл 5. 3D. STL-файл верхней формы стрейч-чипа. Форма может использоваться для получения верхней половины стрейч-чипа с помощью 3D-печати или аналогичного метода изготовления. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы скачать этот файл.

Обсуждение

Протокол герметизации чипов, который мы предлагаем здесь, представляет собой новый способ производства водонепроницаемых PDMS-мембранных уплотнений чипов, которые пригодны для длительного выращивания под течением, могут производиться с ограниченным оборудованием и не требуют специализированных навыков. Мы показываем процедуру производства чиповых пластин с мембранами (PET, PC, ECM), привязанными к поверхности силиконовым раствором, и показывает, что быстрое применение вакуума способствует проникновению PDMS в поры и поверхность пластиковых мембран. Мы также показали, что полученные чипы хорошо герметично запечатаны и способны на широкий спектр применений в культуре.

Существует несколько различных подходов к PDMS-пластическому связыванию, распространённой стратегии связывания благодаря полезным свойствам для клеточной культуры PDMS, таким как газопроницаемость или паттернируемость, а также пластиковые мембраны для жизнеспособности их клеточнойкультуры 7. К ним относятся поверхностная активация с помощью плазмыO2 , обработка короной или озона, что способствует образованию ковалентных связей между силиконом илистеклом-20. В противном случае методы химического склеивания с использованием органосиланов, таких как APTES ((3-аминопропил)триэтоксисилан) или MPTMS ((3-меркаптопропил)триметоксисилан), чтобы функционализировать поверхность двух материалов путём добавления реактивныхгрупп 21. В качестве альтернативы PDMS и пластиковые подложки можно склеивать методом с использованием эпоксидки или другихклеев 22. Мы представляем гибрид между поверхностной активацией и химическим склеиванием с использованием пористых мембран и вакуума для создания физического соединения через мембрану, которое можно связать только с помощью O2 плазменной активации. Разбавляя PDMS толуолом, мы позволяем проникновению PDMS через поры мембраны под вакуумом, что позволяет разным мембранам ковалентно связываться через связи PDMS-PDMS между половинами чипа и мембраной, встроенной в раствор. Создавая физическую силиконовую сеть через эти поры, мы избегаем необходимости химической обработки поверхности или тепла и давления, обеспечиваемых машиной горячего тиснения, что часто помогает этимметодам 23.

В текущем исследовании предоставляется крупномасштабный двухкамерный чип (Дополнительный файл 1), который может выполнять различные функции. Во-вторых, чип, способный к циклическому горизонтальному растяжению (Дополнительный файл 2). Эти устройства работают как Airway-on-Chip, а модель также может использоваться как gut-on-chip, как показановыше в 13. В первую очередь предоставляется пошаговое руководство с рядом различных вариантов производства формы, подготовки мембран и конструкции микросхем, которые можно применить к новым платформам чипов в зависимости от желаемого применения исследователей. Рекомендуется использовать плазменную печьO2 для окончательного запечатывания. Тем не менее, портативное плазменное устройство или ручное сжатие с помощью раствора PDMS также оказались успешными для этогоэтапа 24. В этом протоколе процедуры герметизации на каждом этапе выделены ключевые препятствия и спецификации. К ним относятся возможность предварительного покрытия мембран, важность немедленного применения раствора PDMS/толуол, важность того, чтобы раствор не попадал в культурную зону, а также важно, чтобы мембрана не двигалась после соединения с раствором.

Воспроизведение этой процедуры герметизации неоднократно проводилось следователями с письменным протоколом; Для успешного герметизации во второй попытке потребовались только следующие уточнения. При появлении протечек во время стресс-тестирования или длительной культуры клеток можно рассмотреть несколько вариантов. Во-первых, исследователь должен убедиться, что раствор свежий из жидкости PDMS, которая ещё не начала затвердевать, и тщательно смешан с толуолом. Низкая вязкость раствора позволяет создавать тонкий, гладкий слой, который может проникать в поры мембраны при вакууме воздуха. Во-вторых, необходимо нанести достаточно раствора, чтобы покрыть всю нижнюю и верхнюю части мембраны; если слишком много раствора приведёт к попаданию раствора в область сжатия, а слишком мало оставит щели, которые создадут путь для межкамерной протечки. В-третьих, мембраны должны быть плоскими до и во время крепления. Наконец, несмотря на ручные усилия, чипы должны оставаться в основном чистыми от грязи для полного окончательного склеивания, поэтому быстрая и чистая работа крайне важна.

Хотя в этой статье мы показали прикрепление трёх различных типов пористых мембран, функция этого метода для других мембран предсказана невозможно. Это связано с тем, что различные химические свойства устойчивости к толуолу, а также другие плотности и размеры пор влияют на результат процедуры герметизации. Однако мы показываем первое полностью растянутое мембранное связывание на основе ECM, что свидетельствует о высокой универсальности протокола. Тем не менее, стабильность растяжения не была надёжно проверена, так как разные области базальных мембран, органы и источники вызывают механические различия. Кроме того, жизнеспособность клеточной культуры мембран ЭКМ также склонна к изменениям со временем, как в культуре, так и вхранении 19. Хотя эта процедура работает для разных мембран и чипов, для эффективности требуется ручная покраска раствора, что требует относительно немного времени, но чаще будет успешным с более крупномасштабными моделями, такими как те, что мы предлагаем. Наконец, хотя процесс связывания мембраной требует только PDMS, толуола, мембраны и вакуумной камеры, окончательное герметизация чипа зависит от применения плазмыO2 , которая не всегда доступна.

Несмотря на ограничения, предоставленный протокол является новым и не требует специализированных навыков. Насколько нам известно, производство силиконовых сетей через поры мембраны путем вакуума низковязкого раствора PDMS является первым в своём роде. В отличие от других химических или механических функциональных мостов между различными материалами, лежащими в основе функционального чипа, это решение возможно в большинстве лабораторных условий.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта интересов.

Благодарности

Эта работа была поддержана консорциумом Precision Medicine for More Oxygen (P 4O2), а также финансированием Stichting Proefdiervrij. Моя глубочайшая благодарность Исадоре Крагульяк за идею использовать краску Nile Red, так как он сочетается с PDMS для визуализации силиконовых сетей, а также Марьян Рейндерс-Луинге за её талантливое разрезание и монтаж мембран. Авторы выражают глубочайшую благодарность отделу фармацевтического анализа и Сабет Верпорт за предоставление доступа к их кислородной плазменной печи — без этого процесс был бы невозможен.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Шприц с широким носком объемом 2 млБД Эмерельд307727
2-мм биопсийный пуншМедицина KAIBP-20F
Клеточная линия Calu-3ATCCHTB-55RRID:  CVCL_0609
HBSS (Сбалансированный сольный раствор Хэнкса)Gibco14170112
O2 плазменная печьХаррик ПлазмаPDC-002
Травленные мембраны клеточной культуры PCipCELLCULTURE1000M25/620N403/47
Травленные мембраны клеточной культуры с помощью ПЭТ-дорожекipCELLCULTURE2000M23/610N403/47
Полидиметилсилоксан/Силгард 184 Силиконовый эластомерный основа и отверждающий агентDow CorningDOWC25100445
Полиметилметакрилат (8 мм)ColltecН/Д
Стандартная фотополимерная смола (серая) (1 кг)ElegooН/Д
ТолуолMerck 1,08,325
Вакуумная камераFisherScientific12080253

Ссылки

  1. Ugodnikov, A., Persson, H., Simmons, C. A. Bridging barriers: advances and challenges in modeling biological barriers and measuring barrier integrity in organ-on-chip systems. Lab Chip. 24 (13), 3199-3225 (2024).
  2. Singer, M., Akhtar, A. With What Should We Replace Nonhuman Animals in Biomedical Research Protocols. AMA J Ethics. 26 (9), E701-E708 (2024).
  3. Reardon, S. Beyond lab animals. Science. 389 (6761), 676-679 (2025).
  4. Qiu, J., Li, J., Guo, Z., Zhang, Y., Nie, B., Qi, G., et al. 3D Printing of Individualized Microfluidic Chips with DLP-Based Printer. Materials (Basel). 16 (21), 6984(2023).
  5. Survey on reliability of microfluidics-based devices and components. , The Microfluidics Association. https://microfluidics-association.org (2025).
  6. Silverio, V., Guha, S., Keiser, A., Natu, R., Reyes, D. R., van Heeren, H., et al. Overcoming technological barriers in microfluidics: Leakage testing. Front Bioeng Biotechnol. , (2022).
  7. Nahak, B. K., Mishra, A., Preetam, S., Tiwari, A. Advances in organ-on-a-chip materials and devices. ACS applied bio materials. 5 (8), 3576-3607 (2008).
  8. Rae, B., Vasse, G. F., Mosayebi, J., van den Berge, M., Pouwels, S. D., Heijink, I. H. Development of a Widely Accessible, Advanced Large-Scale Microfluidic Airway-on-Chip. Bioengineering (Basel). 12 (2), 182(2025).
  9. Nizamoglu, M., Joglekar, M. M., Almeida, C. R., Larsson Callerfelt, A. K., Dupin, I., et al. Innovative three-dimensional models for understanding mechanisms underlying lung diseases: powerful tools for translational research. Eur Respir Rev. 32 (169), 230042(2023).
  10. Piergiovanni, M., Leite, S. B., Corvi, R., Whelan, M. Standardisation needs for organ on chip devices. Lab Chip. 21 (15), 2857-2868 (2021).
  11. Silverio, V., Guha, S., Keiser, A., Natu, R., Reyes, D. R., van Heeren, H., et al. Overcoming technological barriers in microfluidics: Leakage testing. Front Bioeng Biotechnol. 10, 958582(2022).
  12. Cameron, T. C., Randhawa, A., Grist, S. M., Bennet, T., Hua, J., Alde, L. G., et al. PDMS Organ-On-Chip Design and Fabrication: Strategies for Improving Fluidic Integration and Chip Robustness of Rapidly Prototyped Microfluidic In Vitro Models. Micromachines (Basel). 13 (10), 1573(2022).
  13. Rae, B., Bood, V., Dijk, H. J., Vasse, G. F., Melgert, B. N., Nagelkerke, A., et al. Interorgan Communication Between Lung and Colorectal Epithelial Cells Studied Using a Novel Multi-Organ-On-Chip System. Compr Physiol. 15 (5), e70051(2025).
  14. van der Helm, M. W., Odijk, M., Frimat, J. P., van der Meer, A. D., Eijkel, J. C. T., van den Berg, A., et al. Fabrication and Validation of an Organ-on-chip System with Integrated Electrodes to Directly Quantify Transendothelial Electrical Resistance. J Vis Exp. (127), e56334(2017).
  15. Salimbeigi, G., Vrana, N. E., Ghaemmaghami, A. M., Huri, P. Y., McGuinness, G. B. Basement membrane properties and their recapitulation in organ-on-chip applications. Mater Today Bio. , (2022).
  16. Nawroth, J. C., et al. Breathing on chip: Dynamic flow and stretch accelerate mucociliary maturation of airway epithelium in vitro. Materials Today Bio. 21, 100713(2023).
  17. Ramirez, J. A., Estrada, S., Harmsen, M. C., Sharma, P. K. Development of an in vitro platform for epithelial-stromal interactions: A basement membrane-containing scaffold from decellularized porcine bladders. Matrix Biol Plus. 26, (2025).
  18. Bonser, L. R., Erle, D. J. Airway mucus and asthma: the role of MUC5AC and MUC5B. Journal of clinical medicine. 6 (12), 112(2017).
  19. Yu, X., et al. Foxj1 transcription factors are master regulators of the motile ciliogenic program. Nature genetics. 40 (12), 1445-1453 (2008).
  20. Lu, C. Surface modification of polyimide fibers for high-performance composite by using oxygen plasma and silane coupling agent treatment. Textile Research Journal. 92 (23-24), 4899-4911 (2022).
  21. Shakeri, A., Khan, S., Didar, T. F. Conventional and emerging strategies for the fabrication and functionalization of PDMS-based microfluidic devices. Lab on a Chip. 21 (16), 3053-3075 (2021).
  22. Borók, A., Kristóf, L., Attila, B. PDMS bonding technologies for microfluidic applications: A review. Biosensors. 11 (8), 292(2021).
  23. Tang, L., Nae, Y. L. A facile route for irreversible bonding of plastic-PDMS hybrid microdevices at room temperature. Lab on a Chip. 10, 1274-1280 (2010).
  24. Young, A. T., et al. Simple design for membrane-free microphysiological systems to model the blood-tissue barriers. Organs-on-a-Chip. 5, 100032(2023).

Перепечатки и разрешения

Теги

Доступная процедура герметизации силиконового чипа с мембраной для гибкого и надёжного соединения
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.