Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Трансляционная хирургическая модель свинины для послеоперационного формирования внутрибрюшной адгезии

761 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/70377

⸱

13 марта 2026 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Stanford University School of Medicine, 2Hagey Laboratory for Pediatric Regenerative Medicine, Division of Plastic and Reconstructive Surgery, Stanford University School of Medicine, 3Department of Bioengineering, Stanford University, 4Department of Material Science and Engineering, Stanford University, 5Sarafan ChEM-H, Stanford University, 6Department of Pediatrics (Endocrinology), Stanford University School of Medicine, 7Woods Institute for the Environment, Stanford University

В этой статье

Краткое содержание

Этот протокол описывает модель послеоперационного формирования внутрибрюшной адгезии у свинок с использованием мини-свинок из Юкатана, проходящих открытую абдоминальную операцию с резекцией кишечника. Этот подход надёжно вызывает внутрибрюшные спайки и предоставляет платформу для оценки их развития и тестирования антиадгезийных стратегий.

Аннотация

Была создана модель послеоперационного внутрибрюшного спайки у свиней с использованием мини-свинок Юкатана. Протокол сочетает в себе лапаротомию по средней линии, резекцию тонкого кишечника с двухслойным первичным анастомозом и одностороннюю теменную перитонеальную абразию в виде открытой абдоминальной хирургической процедуры. Формирование спаек оценивалось через четыре недели после операции с использованием установленных критериев общего и гистологического оценивания, при этом оценки проводились слепыми наблюдателями. Спайки развивались у всех животных по этой модели и были многоочковыми — включали петли кишечника между стенкой кишечника и брюшной поверхности, затрачивающие брюшин, расположенный над другими органами живота (например, печень), а также места операции, с разной степенью тяжести. Гистологический анализ через четыре недели показал спайки, состоящие преимущественно из внеклеточного матрикса, фибробластов и кровеносных сосудов, что соответствует фенотипу ткани заживления раны в фазе ремоделирования. Эта модель актуальна для изучения биологии фиброза абдоминальной адгезии и/или трансляционной оценки кандидатов на антиадгезионные препараты. Интегрируя клинически значимую кишечную хирургическую процедуру с определённой перитонеальной травмой и стандартизированной стратегией оценки, этот протокол обеспечивает воспроизводимый подход к индуцированию и оценке послеоперационных внутрибрюшных спаек в крупных животных.

Введение

Послеоперационные спайки являются основным источником заболеваемости после операций на брюшной полости и тазе, развиваясь у до 93%пациентов 1,2, при этом примерно 20% нуждаются в госпитализации в течение пяти лет из-за осложнений, связанных сспаями, 3,4. Травма брюшины возникает в результате хирургических вмешательств на брюшной полости, а также внутрибрюшного раздражения (инфекции или химического воздействия) или хронических воспалительных состояний, таких как воспалительные заболевания кишечника. Возникающие спайки могут привести к широкому спектру клинических последствий, включая рецидивирующие кишечные непроходимости, иногда требующие дополнительных операций, или вызывающие бесплодие и хроническуюболь 5,6,7. Образование спаек может быть особенно тяжёлым после многовисцеральных резекций при злокачественных заболеваниях, таких как циторредуктивные операции, хроническое воспаление или перфорация кишечника, когда обширное повреждение брюшины усиливает фиброзный ответ. Кроме того, адгезивная болезнь может значительно усложнять последующие хирургические вмешательства, часто делая невозможным применение минимально инвазивного подхода или вызывая непреднамеренное ятрогенное повреждение кишечника или других органов.

Несмотря на клиническую значимость, разработка эффективных антиадгезионных стратегий ограничена — вероятно, частично затруднена ограничениями в доклинических моделях, которые воспроизводят анатомию, физиологию и реакции на заживление ран, наблюдаемые у людей8. Модели грызунов широко используются благодаря их доступности, экспериментальной обработанности и надёжному сцеплению 9,10,11. Однако их маленькая брюшная полость, тонкая брыжейка и отдельная воспалительная среда могут ограничить трансляционнуюзначимость 8,12. Такие модели способствовали разработке антиадгезионных подходов, которые продемонстрировали надёжную эффективность в исследованиях на животных, но при этом показали ограниченную или контекстно-зависимую клиническую пользу у людей 8,13,14,15,16,17. Кроме того, хирургические процедуры, сопоставимые с человеком, такие как резекция кишечника и анастомоз, трудно моделировать с трансляционной значимостью у грызунов, а видоспецифические различия в метаболизме лекарств дополнительно ограничивают клиническуюэкстраполяцию 18.

Крупные животные модели, особенно свиней, широко используются для изучения абдоминальных процессов благодаря анатомическому и физиологическому сходству с человеком и сопоставимому хирургическому обращению, предоставляя платформу для изучения как образования спайок, так и для тестирования терапевтическихвмешательств 19,20,21,22 . Существующие модели спайки у свиней дали важные выводы, однако многие из них сосредоточены на формировании спайок, специфичных для процедуры, и часто не имеют стандартизированных процедур, ограничивающих их применимость, особенно для тяжёлых спайок, возникающих после операции на открытомкишечнике 23,24,25,26,27.

Чтобы устранить эти ограничения, мы разработали модель послеоперационных внутрибрюшных спайок, включающую лапаротомию по средней линии, резекцию тонкого кишечника и одностороннюю теменную брюшинную абразию. Эта мультифокальная перитонеальная стратегия повторяет нарушения, способствующие спайкам, часто встречающиеся во время абдоминальных хирургических процедур, и вызывает спайки различной степени и расположения на четырёхнедельном этапе с гарантированными спаями на боку живота, где проводится направленная теменная абразия, а также стохастические спайки по всему животу. Включая клинически значимую кишечную хирургическую процедуру с определённым и воспроизводимым травмой брюшины, эта модель преодолевает ключевые ограничения предыдущих свиноводных систем и предоставляет последовательную платформу для изучения послеоперационного образования спайок и оценки антиадгезионных вмешательств.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Этическое заявление

Все исследования на свиньях проводились по протоколам, утверждённым Институциональным комитетом по уходу и использованию животных Стэнфордского университета (IACUC) протоколом #34052, как описано ранее28.

1. Животноводство

  1. Приобретите мини-свинок Yucatan (рекомендуется весом от 9 до 12 кг, возраст от 7 до 9 недель) у проверенного продавца. Мы рекомендуем n = 4 свиньи на когорту. Домашние животные парами в комнатах с контролем света и температуры.
  2. Предлагайте стандартную свинину ad libitum. Животные должны иметь доступ к постоянному запасу воды, чтобы избежать обезвоживания.
  3. Контролировать и фиксировать вес тела и общее состояние здоровья на регулярных интервалах в соответствии с институциональными стандартами.

2. Анестезия и предоперационная подготовка

  1. Успокойте свиней в их домашних вольерах с помощью внутримышечного ксилазина и кетамина. Аккуратно транспортируйте животных в операционную, когда седация будет адекватна ветеринаром.
  2. Оказавшись в операционной, закрепите дыхательные пути животного с помощью эндотрахеальной интубации. Поддерживайте анестезию на протяжении всей процедуры с применением изофлурана под наблюдением лицензированного ветеринара.
  3. Вводите внутривенные жидкости, вазоконстриующие препараты и инотропы по необходимости для лечения внутриоперационной гипотензии, чтобы избежать гипоперфузии кишечника и потенциального риска анастомоцитной утечки.
  4. Нанесите глазную мазь для смазки глаз и предотвращения ссадин роговицы. Введите цефазолин или эквивалентный антибиотик за 1 час до разреза, чтобы предотвратить инфекцию раны.

3. Хирургическая процедура

  1. Расположите животное на грелке, чтобы поддерживать нормотермию. Измеряйте насыщение кислородом (SpO 2) с помощью пульсоксиметра, пульс с помощью монитора сердечного ритма и температуру каждые 10 минут.
  2. Удалите волосы с живота с помощью электрической машинки, затем подготовьте кожу одним кругом спиртовых тампонов, а затем марлей, пропитанной повидон-йодом. Смойте лишки антисептика с брюшной полости стерильным полотенцем.
  3. Накройте живот стерильными полотенцами и хирургическими шторами для поддержания стерильности на протяжении всей процедуры. Инфильтруйте раствор лидокаина в брюшную стенку в запланированном месте разреза с помощью иглы 25 гейдж.
  4. Проведите лапаротомию по средней линии, сделав полный разрез по коже, подкожной ткани и мышцам брюшной стенки вдоль линии альба для входа в брюшинную полость с помощью скальпеля из 10 лопастей. Поставьте ретракторы на брюшную стенку и выпотрошите кишечник.
  5. Определите область кишечника на расстоянии ~10-15 см проксимально от илеоцекального клапана и с помощью ножниц удалите сегмент тонкой кишки диаметром 2,5 см (1 дюйм). Удаление связанной брыжейки с помощью электрокаутерия для гемостаза вентерических сосудов. Закройте два открытых конца кишечника с помощью прерывистых 3-0 шелковых швов для обеспечения водонепроницаемого закрытия. Проведите двухслойный, боковой первичный анастомоз (функционирует от конца до конца). Восстановите внутренний слой просвета синтетическим впитывающимся швом 3-0 бегом, а внешний слой — несасываемым швом 3-0. Старайтесь минимизировать разлив кишечника во время процедуры.
  6. Аккуратно оттирайте участок теменной брюшины размером 3 x 5 см вдоль правой брюшной стенки стерильной марлей или электрокоагуляторной подушечкой до тех пор, пока брюшиновая поверхность не станет изношенной или не появится субсерозальный отёк в брюшной стенке (10-15 ударов при среднем давлении). Левую брюшную боковую стенку можно оставить нетронутой для технического контроля, хотя по этой модели стохастические спайки формируются по всему брюшному полости аналогично человеческим заболеваниям.
  7. Переместите кишечник в брюшную полость и удалите ретракторы из брюшной стенки. Промыть брюшную полость 1 литром тёплого стерильного физиологического раствора, вывести всю жидкость и подтвердить гемостаз (отсутствие активного кровотечения) перед закрытием.
  8. Закройте фасцию ходящим впитывающимся швом с 0-0. Закройте кожу непрерывным швом 2-0 или 3-0 и накройте разрез стерильной повязкой. Средняя продолжительность процедуры составляла 1 час.
  9. Экстубировать животных после возвращения спонтанного дыхания. Регулярно контролировать жизненные показатели (пульс, насыщение кислородом, температуру, артериальное давление) до полного восстановления после наркоза.

4. Послеоперационный уход

  1. Вводите карпрофен (25–50 мг ПО) круглосуточно в первые 3 дня после операции, а затем по необходимости (PRN). Поддерживайте животных на жидкой диете с высоким содержанием белка (1,5 бутылки два раза в день) в течение первых трёх послеоперационных дней.
  2. Вводите амоксициллин (10 мг/кг) дважды в день внутрь в течение недели, затем PRN при признаках инфекции раны (покраснение, тепло, отёк с дренажем или без).
  3. Проверяйте животных два раза в день на аппетит, активность, функцию кишечника и целостность раны. Если беспокоятся о инфекции, обсудите дозировку и срок действия антибиотика с ветеринаром. Стерильную повязку следует оставлять на себе первые 3 дня после операции, чтобы минимизировать риск инфекции раны. Фиксируйте вес с интервалом в 2–3 дня, чтобы обеспечить поддержание веса после операции.
  4. Переход животных на твёрдую пищу начиная с 4-го дня после операции (POD4). Переключайте употребление твердой еды с дополнительной жидкой диетой с высоким содержанием белка, пока не начнёте переносить достаточные калории только из твердой еды.

5. Эвтаназия

  1. Эвтаназия животных через 4 недели под ветеринарным надзором с использованием раствора для эвтаназии согласно институциональным стандартам.
  2. Оценивайте спайки грубо. Немедленно соберите ткани и образцы крови для дальнейших анализов. Утилизируйте все биологические и фармацевтические отходы в соответствии с рекомендациями вашего учреждения по охране окружающей среды и безопасности.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Предлагаемая модель послеоперационной адгезии у свиней (рисунок 1) была объединена с адаптированной системой оценки для оценки спаек в реальномвремени 28. Оценка адгезии проводилась независимо тремя членами команды, ослепленными к экспериментальным условиям в течение 4 недель на репрезентативной когорте из n=4 свиней; баллы усреднялись для итогового балла спайки на животное (рисуно...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Предлагаемая модель спайки у свиней предоставляет клинически значимый и надёжный метод моделирования внутрибрюшных спаек. В отличие от моделей фокальных или одиночных травм, сочетание лапаротомии по средней линии, резекции тонкой кишки с анастомозом и стандартизированной теменной брюшиной была выбрана специально для повторения многофакторных перитонеальных повреждений, возникающих при открытых абдоминальных операциях. Контролируемое стирание теменной брюшины вдоль боковой стенки брюшной ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет соответствующих раскрытий.

Благодарности

Исследование, представленное в этой публикации, было поддержано программой SPARK Стэнфорда, грантом на улучшение хирургических спайок Американского колледжа хирургов, щедро поддержанным семьёй Карлино, а также кафедрой хирургии Стэнфордского университета. Мы хотели бы поблагодарить Стэнфордский ветеринарный сервисный центр и персонал Comparative Animal Pavillion. Все идеи, анализы, ссылки и цифры были созданы и проверены авторами. Инструменты ИИ использовались только для мелких языковых и грамматических изменений.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
<Сильные>Животные
Самки мини-свинок Юкатана, масса от 9 до 12 кг (7–9 недель)S& S Farms8
Хирургические принадлежности
DMI4000 B-микроскопLeica MicrosystemsГистология
<прочные>материалы
Euthasol ВирбакЭвтаназия
Алкогольное пятно Eosin-yAzer Scientific   Кот#ES709Гистология
Матовые горкиFisher Scientific Cat#12-550-400Гистология
Mayer′ с раствором гематоксилина Sigma-Aldrich Кот#MHS80 Гистология
<сильные>медикаменты
АмоксициллинКоветрус59629Профилактика инфекции<бр/> 10 мг/кг PO BID x1
Ансеф/ЦефазолинКоветрус84773Предоперационный контроль инфекций<бр/> 25 мг/кг внутривенно
АтипамезолеКоветрус82124Средство для отмены седации
0,2 мг/кг 
АтропинКоветрус74760Брадикардия<бр/> 0,04 мг/кг   
Бупернорфин с пролонгированным высвобождением (ER)Уэджвуд ФарамсиАнальгезия<бр/> 0,18 мг/кг внутривенно
Карпрофен — интраоперационныйДехраАнальгезия<бр/> 25 мг/кг внутривенно;
Карпрофен — послеоперационныйДехраAnalgesia
25-50 мг PO PRN
ЦеренияЗоетисПротивотошнота<бр/> внутривенно 1-2 мг/кг внутривенно
ИзофлуранДехраСедативное действие, nbsp;
Лидокаин 2%VetOneV1 510212Анальгезия<бр/> 2 мг/кг SQ до разреза
КетаминДехраАнестсия и Анальгезия<бр/> 12 мг/кг внутривенно
ДобутаминHospira Дозировка и титрация для анестезиологов и bbsp;
Повидон-йод (бетадин)ValleyVet12265Антисептик
Ксилазин (ромпун)ДехраGW l400000Седация/Анальгезия<бр/> 2,2 мг/кг внутривенно
<сильные>хирургические принадлежности
3-0 PDS (полидиоксанон) ШовEthiconCat#Z316HАнастамоз<бр/> Количество - 2 
3-0 Шёлковый шов (Pop-off) EthiconCat#1679HАнастамоз<бр/> Количество — 1 упаковка Pop off
0-0 PDS (полидиоксанон) ШовEthiconCat#Z990GЗакрытие Linea Alba
Количество - 1
3-0 Пролен ШютEthiconCat#8684GЗакрытие кожи
Количество — 1
Bovie Electrocautery Grayline Medical SupplyCat#E2516Гомеостаз и резка
Стандартный набор стерильных хирургических инструментов с ретракторами для стенки брюшной полотны, таких как реакторы армии/флота или Ричардсона.
3M Tegaderm + Pad 3MCat#3593Хирургическое перевязывание
Жидкая диета с высоким содержанием белкаОбеспечьтеDiet
1,5 бутылки BID
<Сильный>Софт
BioRenderНомер соглашения SH28Z3OOKIГенерация рисунков 
Adobe IllustratorAdobev29.8.1Генерация рисунков 
ФИДЖИNIHГенерация рисунков 
*Примечание: инструменты искусственного интеллекта использовались только для мелких языковых и грамматических правок
*BID — два раза в день,  IV — внутривенно, внутривенное — внутримышечное, PO — per o/через рот, SQ — подкожное, PRN — по необходимости

Ссылки

  1. Ellis, H., et al. Adhesion-related hospital readmissions after abdominal and pelvic surgery: a retrospective cohort study. Lancet. 353 (9163), 1476-1480 (1999).
  2. Stommel, M. W. J., et al. Multicenter Observational Study of Adhesion Formation After Open-and Laparoscopic Surgery for Colorectal Cancer. Ann. Surg. 267 (4), 743(2018).
  3. Krielen, P., et al. Adhesion-related readmissions after open and laparoscopic colorectal surgery in 16 524 patients. Colorectal Dis. 24 (4), 520-529 (2022).
  4. Krielen, P., et al. Adhesion-related readmissions after open and laparoscopic surgery: a retrospective cohort study (SCAR update). Lancet. 395 (10217), 32636-32644 (2020).
  5. Tabibian, N., Swehli, E., Boyd, A., Umbreen, A., Tabibian, J. H. Abdominal adhesions: A practical review of an often overlooked entity. Ann Med and Surg (Lond). 15, 9-13 (2017).
  6. van den Beukel, B. A., et al. Surgical treatment of adhesion-related chronic abdominal and pelvic pain after gynaecological and general surgery: a systematic review and meta-analysis. Hum Reprod Update. 23 (3), 276-288 (2017).
  7. Duron, J. -J. Postoperative intraperitoneal adhesion pathophysiology. Colorectal Dis. 9 (s2), 14-24 (2007).
  8. Carmichael, S. P., et al. A Scoping Review of Animal Models for Development of Abdominal Adhesion Prevention Strategies. J Surg Res. 302, 364-375 (2024).
  9. Marshall, C. D., et al. Creation of Abdominal Adhesions in Mice. J Vis Exp. (114), e54450(2016).
  10. Kraemer, B., Wallwiener, C., Rajab, T. K., Brochhausen, C., Wallwiener, M., Rothmund, R. Standardised models for inducing experimental peritoneal adhesions in female rats. Biomed Res Int. 2014, 435056(2014).
  11. Whang, S. H., et al. In search of the best peritoneal adhesion model: comparison of different techniques in a rat model. J Surg Res. 167 (2), 245-250 (2011).
  12. Dawson, H. D., Smith, A. D., Chen, C., Urban, J. F. An in-depth comparison of the porcine, murine and human inflammasomes; lessons from the porcine genome and transcriptome. Vet. Microbiol. 202, 2-15 (2017).
  13. Hassanabad, A. F., et al. Prevention of Post-Operative Adhesions: A Comprehensive Review of Present and Emerging Strategies. Biomolecules. 11 (7), 1027(2021).
  14. Burns, J. W., Colt, M. J., Burgees, L. S., Skinner, K. C. Preclinical evaluation of Seprafilm bioresorbable membrane. Eur J Surg Suppl. (577), 40-48 (1997).
  15. Trew, G., et al. Gynaecological endoscopic evaluation of 4% icodextrin solution: a European, multicentre, double-blind, randomized study of the efficacy and safety in the reduction of de novo adhesions after laparoscopic gynaecological surgery. Hum Reprod. 26 (8), 2015-2027 (2011).
  16. van den Tol, P., ten Raa, S., van Grevenstein, H., Marquet, R., van Eijck, C., Jeekel, H. Icodextrin reduces postoperative adhesion formation in rats without affecting peritoneal metastasis. Surgery. 137 (3), 348-354 (2005).
  17. van der Wal, J. B. C., Iordens, G. I. T., Vrijland, W. W., van Veen, R. N., Lange, J., Jeekel, J. Adhesion prevention during laparotomy: long-term follow-up of a randomized clinical trial. Ann Surg. 253 (6), 1118-1121 (2011).
  18. Burkina, V., Rasmussen, M. K., Pilipenko, N., Zamaratskaia, G. Comparison of xenobiotic-metabolising human, porcine, rodent, and piscine cytochrome P450. Toxicology. 375, 10-27 (2017).
  19. Kramer, K., Senninger, N., Herbst, H., Probst, W. Effective Prevention of Adhesions With Hyaluronate. Arch Surg. 137 (3), 278-282 (2002).
  20. Crispi, C. P., et al. Practical considerations in the use of a porcine model (Sus scrofa domesticus) to assess prevention of postoperative peritubal adhesions. PLoS One. 15 (1), e0219105(2020).
  21. Iliopoulos, J., et al. Evaluation of a bioabsorable polylactide film in a large animal model for the reduction of retrosternal adhesions. J Surg Res. 118 (2), 144-153 (2004).
  22. Turcotte, S., Sideris, L., Younan, R., Drolet, P., Dubé, P. Pharmacokinetics of intraperitoneal irinotecan in a pig model. J Surg Oncol. 101 (7), 637-642 (2010).
  23. Pu, Z., Nian, H., Li, Z., Zhong, P., Ma, S., Li, J. Research progress on animal models of peritoneal adhesion. Surgery. 178, (2025).
  24. Lauder, C. I. W., Strickland, A., Maddern, G. J. Use of a modified chitosan-dextran gel to prevent peritoneal adhesions in a porcine hemicolectomy model. J Surg Res. 176 (2), 448-454 (2012).
  25. Crispi, C. P., et al. Practical considerations in the use of a porcine model (Sus scrofa domesticus) to assess prevention of postoperative peritubal adhesions. PLoS One. 15 (1), (2020).
  26. Chen, M. D., Teigen, G. A., Reynolds, H. T., Johnson, P. R., Fowler, J. M. Laparoscopy versus laparotomy: an evaluation of adhesion formation after pelvic and paraaortic lymphadenectomy in a porcine model. Am J Obstet Gynecol. 178 (3), 499-503 (1998).
  27. Dubcenco, E., et al. Adhesion formation after peritoneoscopy with liver biopsy in a survival porcine model: comparison of laparotomy, laparoscopy, and transgastric natural orifice transluminal endoscopic surgery (NOTES). Endoscopy. 41 (11), 971-978 (2009).
  28. Foster, D. S., et al. Postoperative adhesions are abrogated by a sustained-release anti-JUN therapeutic in preclinical models. Sci Transl Med. 17 (789), (2025).
  29. Foster, D. S., et al. Elucidating the fundamental fibrotic processes driving abdominal adhesion formation. Nat Commun. 11 (1), 4061(2020).
  30. Sullivan, T. P., Eaglstein, W. H., Davis, S. C., Mertz, P. The pig as a model for human wound healing. Wound Repair Regen. 9 (2), 66-76 (2001).
  31. Lunney, J. K., Van Goor, A., Walker, K. E., Hailstock, T., Franklin, J., Dai, C. Importance of the pig as a human biomedical model. Sci Transl Med. 13 (621), (2021).
  32. Walters, E. M., Wells, K. D., Bryda, E. C., Schommer, S., Prather, R. S. Swine models, genomic tools and services to enhance our understanding of human health and diseases. Lab Anim (NY). 46 (4), 167-172 (2017).
  33. Ribitsch, I., et al. Large Animal Models in Regenerative Medicine and Tissue Engineering: To Do or Not to Do. Front Bioeng Biotechnol. 8, 972(2020).
  34. Prabhakar, S. Translational research challenges: finding the right animal models. J Investig Med. 60 (8), 1141-1146 (2012).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Модель спаек на свиньяхвнутрибрюшинные спайкипослеоперационное формирование спаекповреждение брюшинырезекция тонкого кишечникапервичный анастомозгистологическая оценкафиброз спаекмакроскопическая оценка спаекзаживающая ткань раны
Трансляционная хирургическая модель свинины для послеоперационного формирования внутрибрюшной адгезии
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.