Методическая статья

Изоляция желудочковых кардиомиоцитов из мышиной модели кардиотоксичности доксорубицина

DOI:

10.3791/70411

⸱

27 февраля 2026 г.

 ,  ,  , 
1Advanced Institute for Medical Sciences, Dalian Medical University, 2School of Basic Medical Sciences, Xi'an Jiaotong University, 3East China Normal University Health Science Center

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Этот протокол описывает воспроизводимый метод без Лангендорфа для выделения жизнеспособных кардиомиоцитов взрослого желудочка мыши из кардиотоксичности, индуцированной доксорубицином. Он применяет прямую антеградную перфузию левого желудочка, а затем контролируемое ферментное расщепление для получения кальциевостойких, палочкообразных миоцитов, подходящих для структурного, молекулярного и функционального анализа.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Доксорубицин (DOX) — эффективный химиотерапевтический препарат, клиническое применение которого ограничено прогрессивной, дозозависимой кардиотоксичностью, преимущественно поражающей миокард желудочка. Изучение механизмов клеточного повреждения в этом контексте требует надёжной изоляции взрослых кардиомиоцитов, что технически сложно для больных или структурно хрупких сердец. Здесь мы описываем упрощённый и воспроизводимый протокол без Лангендорфа для выделения функциональных желудочковых кардиомиоцитов у мышей с кардиотоксичностью, вызванной DOX. После установления модели DOX у мышей C57BL/6 сердце быстро удаляется, а аорта зажимается ex vivo. Нециркулирующая антеградная перфузия проводится непосредственно через левый желудочек с использованием буферов без кальция и с ферментами. Мягкая механическая диссоциация переваренной ткани желудочков приводит к образованию индивидуальных кардиомиоцитов, за которым следует контролируемое повторное введение кальция для восстановления толерантности к кальцию. Этот метод обеспечивает высококачественные, жизнеспособные, палочковидные кардиомиоциты, совместимые с дальнейшими анализами, включая иммунофлуоресценцию, анализ организации саркомера, обнаружение апоптоза и молекулярные исследования сигнализации. Устраняя необходимость в специализированном оборудовании для перфузии Лангендорфа, этот протокол предлагает доступное, высокоэффективное решение для лабораторий, исследующих механизмы сердечно-сосудистых повреждений, вызванных DOX.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Доксорубицин (DOX) — мощный антрациклин-химиотерапевтический агент, однако его клиническая эффективность ограничена кумулятивной кардиотоксичностью, которая может прогрессировать в дилатационную кардиомиопатию и сердечнуюнедостаточность 1,2. Апоптоз кардиомиоцитов является ключевым патогенным процессом этой токсичности 3,4,5, и изучение этих клеточных событий требует надёжного доступа к функциональным взрослым кардиомиоцитам, полученным из сердец, повреждённых DOX. Однако воздействие DOX делает кардиомиоциты структурно хрупкими и метаболическинарушенными 6, значительно увеличивая их восприимчивость к ферментативному и механическому стрессу при изоляции и снижая жизнеспособность 6. В более широкой литературе перфузия Лангендорфа остаётся преобладающим методом выделения кардиомиоцитов увзрослых 7. Однако при применении к повреждённому миокарду он имеет заметные ограничения. Метод требует специализированного оборудования, точного каннулирования аорты и значительной технической компетентности; в сердцах, обработанных DOX, дополнительное механическое напряжение, введённое при перфузии Лангендорфа, может усугубить повреждение клеток, приводя к непоследовательным и часто неоптимальнымрезультатам 8.

Для преодоления этих трудностей мы разработали упрощённый и доступный протокол выделения кардиомиоцитов взрослых желудочков, устойчивых к кальцию, из мышиной модели острой кардиотоксичности, вызванной DOX9. Исключая необходимость традиционной перфузии Лангендорфа и вместо этого реализуя контролируемую экс виво антеградную перфузию непосредственно через левый желудочек, этот метод минимизирует ишемическое воздействие и уменьшает механическую манипуляцию миокарда. Ожидается, что эти характеристики улучшат процедурную последовательность и повышают выживаемость уязвимых кардиомиоцитов, полученных от нарушенийсердца 7,10.

Текущий подход основан на новых достижениях в изоляции кардиомиоцитов без синдрома Лангендорфа, распространяя эти концепции на взрослые желудочковые клетки, требующие сохранения зрелой сократительной архитектуры и свойств обращения с кальцием — особенности, которые недостаточно поддерживаются упрощёнными методами пищеварения, разработанными преимущественно для неонатальныхсердец 11,12. Таким образом, этот протокол предлагает практичную и воспроизводимую альтернативу для лабораторий, не имеющих специализированных систем перфузии. Изолированные кардиомиоциты сохраняют свою структурную целостность и хорошо подходят для различных последующих применений, включая анализ саркомеров, иммунофлуоресцентную визуализацию и исследования апоптозной сигнализации, что позволяет проводить прямые механистические исследования сердечных повреждений, вызванных DOX, в физиологически значимом контексте. В совокупности этот протокол удовлетворяет критическую неудовлетворённую потребность в изоляции жизнеспособных кардиомиоцитов от сердец, повреждённых DOX.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все процедуры на животных проводились в соответствии с институциональными и национальными рекомендациями по уходу и использованию лабораторных животных, а также были рассмотрены и одобрены Институциональным комитетом по уходу и использованию животных Сианьского университета Цзяотун (Одобрение No XJTUAE2022-1441). Расходники, реагенты и используемое оборудование перечислены в Таблице материалов.

1. Установление модели острой кардиотоксичности, индуцированной DOX, у мышей C57BL/6

  1. Подготовка животных: используйте самцов мышей C57BL/6 (24-28 г) возрастом 8-12 недель. Домашние животные в стандартных условиях с 12-часовым циклом свет/темнота и импровированным доступом к корму и воде . Случайным образом распределяйте мышей в контрольные группы, обработанные DOX или физиологическим раствором (n = 3 на группу).
  2. Администрирование DOX
    1. Приготовьте свежий раствор DOX в 1,5 мг/мл в стерильном физиологическом растворе. Защитите раствор от света, обернув контейнер алюминиевой фольгой.
    2. Взвесьте каждую мышь и рассчитайте объём инъекции для одной внутрибрюшинной дозы 15 мг/кг 13,14.
    3. Аккуратно удержите мышь и введите раствор DOX через внутрибрюшинную инъекцию. Вернуть мышь в клетку и продолжить по экспериментальному графику.
      ВНИМАНИЕ: DOX — это цитотоксичный агент. Наденьте соответствующие средства индивидуальной защиты (лабораторный халат, перчатки, защитные средства для глаз) и обращайтесь с реагентом в специально отведённой зоне химической безопасности.
  3. Хронология и мониторинг: ежедневно следите за здоровьем мышей и поведением. Фиксируйте вес тела через день. Проведите изоляцию кардиомиоцитов через 7 дней после инъекции DOX.

2. Подготовка растворов и хирургических инструментов для выделения кардиомиоцитов

  1. Подготовка буфера: см. Дополнительную таблицу 1 для подробных методов приготовления этих растворов.
    1. Подготовьте перфузионный буфер и ЭДТА-буфер. Регулируйте pH всех решений до 7,4 с помощью NaOH.
    2. Приготовьте ферментный раствор для переваривания, содержащий коллагеназу типа II, коллагеназу IV типа и протеазу XIV с перфузионным буфером.
    3. Подготовьте буфер для прекращения, дополнив перфузионный буфер 5% плодовой бычьей сывороткой (FBS).
    4. Подготовьте полную культурную среду, добавив 0,1% бычий сывороточный альбумин (BSA), инсулинтрансферрин-селен (ITS), моноксим 10 мМ 2,3-бутандиона (BDM), липидный концентрат и пенициллин/стрептомицин (P/S) в среду M199.
    5. Подготовьте буферы для реинтродукции кальция, добавив полную культурную среду в перфузионный буфер при конечной концентрации кальция 0,34 мМ, 0,68 мМ и 1,02 мМ соответственно.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Готовьте все растворы в стерильных условиях с фильтрацией 0,22 мкм. Храните растворы при 4 °C, защищённых от света, до двух недель. Для выделения одного сердца мыши подготовьте буфер EDTA объемом 50 мл, перфузионный буфер объемом 100 мл (60 мл для раствора коллагеназы, 10 мл для останавливающего буфера, остаток для перфузии и гравитационного осадконакопления), буфер коллагеназы 60 мл и 10 мл останавливающего буфера.
  2. Подготовка хирургического инструмента: Стерилизуйте все хирургические инструменты с помощью автоклава перед процедурой. Разместите следующие инструменты последовательно в хирургической области: тонкие ножницы, изогнутые ножницы, щипцы, изогнутые гемостатические щипцы (рисунок 1A) и насос для шприца (рисунок 1B).

3. Изоляция кардиомиоцитов из сердец, обработанных DOX

ПРИМЕЧАНИЕ: Схематический обзор процедуры изоляции кардиомиоцитов приведён на рисунке 2. Убедившись, что все хирургические инструменты, оборудование и решения готовы, начинайте изоляцию.

  1. Зажим аорты и удаление сердца
    1. Анестезируйте мышь 3% изофлураном и подтвердите анестезию, проверив отсутствие реакции на щипкупальца 15.
    2. Закрепите мышь в положении на спине на доске.
    3. Сделайте средний разрез через кожу и грудную стенку, чтобы обнажить сердце, и разрежьте нисходящую аорту.
    4. Пропускайте 7 мл ЭДТА буфером с контролируемой, стабильной скоростью в основание правого желудочка примерно в течение 1 минуты, чтобы быстро вывести кровь из желудочков, минимизируя ишемическое воздействие и сохраняя структурную целостность сердца, особенно в хрупких сердцах, повреждённых DOX (рисунок 2A).
    5. Быстро зажать восходящую аорту (рисунок 2B), вырезать сердце и немедленно переместить её в 100-мм антенну с ледяным буфером ЭДТА.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Общее время от торакотомии до переноса сердца лучше 2 минут, чтобы минимизировать ишемию.
  2. Установка перфузии
    1. Аккуратно обрежьте окружающую ткань.
    2. Поместите сердце в диссекационную чашу с ледяным буфером для перфузии.
    3. Перфузируйте 10 мл ЭДТА равномерно через вершину левого желудочка с помощью внутренней иглы в течение 6 минут для дестабилизации внеклеточных связей.
    4. Перенесите сердце в другую антенну диаметром 100 мм и удалите остаточную ЭДТА из сердечных камер, пропустив 3 мл перфузионного буфера через тот же катетер в течение 2 минут.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Наблюдайте отёк сердца во время перфузии и закрепляйте аорту изогнутыми гемостатическими щипцами, чтобы создать замкнутую перфузионную систему. Тщательно контролируйте скорость перфузии и давление, чтобы избежать чрезмерной гидростатической силы и минимизировать риск разрыва предсердий в левом предсердии.
  3. Ферментативное пищеварение
    1. Переложите вырезанное сердце в чашку диаметром 100 мм, содержащую 5 мл раствора ферментного пищеварения.
    2. Подключите иглу для всадки к шприцу объёмом 20 мл, наполненному раствором ферментного переваривания, и надёжно закрепите иглу на рабочей поверхности биобезопасного шкафа с помощью индикаторной ленты для стерилизации.
    3. Поместите шприц в микроинъекционный насос и начните перфузию с контролируемой скоростью 3 мин/мл (рисунок 2C).
    4. Перфузия сердца через левый желудочек раствором фермента на 60–90 минут до достижения неполного пищеварения, что указывает на полную потерю эластичности тканей и бледную окраску поверхности желудочка (рисунок 2D). Если после начальной перфузии наблюдается неполное пищеварение, введите дополнительно 15-20 мл ферментного раствора для продолжения пищеварения.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Предотвращайте смещение иглы при замене шприца; Если он выдвинулся, вставьте обратно в исходное место левого желудочка, чтобы сохранить путь перфузии.
  4. Диссоциация тканей
    1. Переложите переваренное сердце в 60-мм тарелку, содержащую 5 мл буфера.
    2. Разорвите желудочковую ткань на мелкие кусочки с помощью тонких щипцов (рисунок 2E).
    3. Аккуратно тритурируйте суспензию желудочковой ткани пипеткой объёмом 5 мл для диссоциации отдельных кардиомиоцитов (рисунок 2F).
    4. Фильтруйте суспензию клетки через 100 мкм клеточное сито для удаления крупных фрагментов ткани.
    5. Промывайте сито дополнительно 5 мл буфера для максимального выхода клетки.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Выполняйте все этапы тритурации аккуратно и ограничивайте пипетирование не более чем 50 повторений, чтобы избежать механического повреждения кардиомиоцитов.
  5. Реинтродукция кальция
    ПРИМЕЧАНИЕ: Позвольте кардиомиоцитам пройти 3-4 последовательных периода по 15 минут гравитационного осадконакопления в центрифугах на 15 мл (рисунок 2G). После каждого осадкования аккуратно удалять 80% супернатанта и снова суспензировать гранулу в 3 мл от последующей буфера для реинтродукции кальция. Постепенно увеличивайте концентрацию кальция, используя подготовленные градиентные растворы на каждомшаге 16.
  6. Подсчёт ячеек и покрытие
    1. Измерите плотность клеток с помощью гемоцитометра и вычислите долю палочкообразных и округлыхкардиомиоцитов 1,9 (рисунок 2H).
    2. Пластина 1-5 × 105 ячеек в покрытии на пластины с 6 колодцами, предварительно покрытые ламинином (10 мкг/мл) на 1 час при 37 °C и промыты фосфатно-буферным физиологическим раствором (PBS). Подготовьте тарелки за день вперёд и при необходимости храните при 4 °C. После 1 часа и каждые 48 часов меняйте среду на свежую, предварительно подогревшуюся культуру.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Протокол можно приостановить после шага 3.6. Клетки можно поддерживать в краткосрочной культуре до 6 часов для немедленных экспериментов.

4. Оценка структурной целостности кардиомиоцитов с помощью иммунокрашивки

  1. Зафиксируйте клетки 4% параформальдегидом на 15 минут при комнатной температуре.
  2. Промывайте клетки три раза с PBS, по 5 минут каждая.
  3. Пермеабилизуйте клетки с 0,1% Triton X-100 в PBS в течение 10 минут и три раза с PBS по 5 минут каждая.
  4. Блокируйте неспецифическое связывание с помощью 1% BSA в PBS на 1 час.
  5. Инкубировать клетки первичным антителом против саркомического α-актинина за ночь при 4 °C.
  6. Аккуратно три раза промывайте PBS, затем инкубируют соответствующее флуоресцентное вторичное антитело в течение 1 часа при комнатной температуре.
  7. Аккуратно вымойте три раза с PBS, затем покрасьте ядра DAPI в течение 5 минут.
  8. Крепите накладки на стеклянные слайды с помощью антифейдного монтажного материала.
  9. Получите изображения с помощью флуоресцентного микроскопа для визуализации рисунков окрашивания.

5. Анализ апоптотической сигнализации в изолированных кардиомиоцитах

  1. Экстракция и количественная оценка белка
    1. Лизные кардиомиоциты в буфере на основе RIPA дополняются ингибиторами протеазы и фосфатазы.
    2. Центрифугуйте гомогенаты при 12 000 × г в течение 15 минут при 4 °C. Соберите супернатант для дальнейшего анализа.
    3. Определите концентрацию белка с помощью колориметрического анализа на бицинхониновой кислоте.
  2. Вестерн-блот анализ
    1. Отделить 30 мкг белка на гелях SDS-полиакриламида и перенести растворённые белки на мембраны PVDF.
    2. Блокировать мембраны 5% обезжиренным молоком в TBS, содержащим 1% Tween-20, затем инкубировать их ночью при 4 °C с первичными антителами против Bax, Bcl-2 и расщепленной каспазы-3 — ключевых белковых маркеров, обычно оцениваемых в исследованиях DOX-кардиотоксичности17.
    3. Инкубировать с соответствующими вторичными антителами, конъюгированными пероксидазой хрена. Обнаружение сигналов с помощью усовершенствованного хемилюминесцентного реагента и получение изображений с помощью цифровой системывизуализации 18.
  3. Анализ данных
    1. Представить количественные данные как среднее ± SEM из трёх независимых биологических репликат.
    2. Проведите статистический анализ с помощью GraphPad Prism, применяя двусторонний ANOVA для сравнений между несколькими группами и временными точками, либо непарный двухсторонний t-тест для сравнения между двумя группами. p-значение < 0,05 считалось статистически значимым.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Оценка выхода и жизнеспособности клеток

Мыши, получавшие DOX, демонстрировали заметное снижение массы тела по сравнению с группой, обработанной физиологическим раствором (дополнительный рисунок 1A). Успешное создание модели острой кардиотоксичности, индуцированной DOX, было дополнительно подтверждено заметным увеличением маркеров сердечного повреждения в сыворотке, включая cTnT и CK (дополнительный рисунок 1B,C

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Успешное выделение высококачественных, кальциевопереносимых кардиомиоцитов у взрослых является необходимым для клеточных исследований патофизиологии сердца. Этот протокол надёжно даёт функциональные кардиомиоциты как из здоровых, так и из патологических сердец мышей, при этом два этапа особенно важны для сохранения жизнеспособности клеток. Во-первых, тщательно оптимизируйте и контролируйте продолжительность ферментативной перфузии. Недостаточное пищеварение приводит к плохой диссоциации ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта работа была поддержана Фондом естественных наук Китая (грант 82230012 и 81830015 Н. Вану, грант 82570478 Л. Сяо).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
100-мм клетовые тарелкиРеактивная биофильтрация TCD000100
100 & MU; Сито M-ячейкиКорнинг431752
Центрифугные трубки на 15 млРеактивная биофильтрация CFT011150
Центрифугные трубки объемом 50 млРеактивная биофильтрация CFT011500
60-мм антенны для культивирования клетокРеактивная биофильтрация TCD100060
Бычий сывороточный альбумин (BSA)Сигма-ОлдричA1470 
Коллагеназа IIСигма-ОлдричC6885
Коллагеназа IVСигма-ОлдричC5138
Изогнутые гемостатические щипцыRWD Life ScienceF22003-10
Ножницы с изогнутым концомRWD Life ScienceS12001-09
Тонкие ножницыRWD Life ScienceS12000-09
ЩипцыRWD Life ScienceF13014-12
Жилая канюля (26G)Бектон, Дикинсон и компания381312
Инсулин-трансферрин-селен (ITS)MedChemExpressHY-150287
Isoflurane   RWD Life ScienceR510-22-10
Ламинин (мурин)Thermo Scientific23017015
Липидный концентрат (химически определенный)MedChemExpressHY-K3019
M199 MediumСигма-ОлдричM4530
Пенициллин-стрептомицинMedChemExpress  HY-K1006
Протеаза XIVСигма-ОлдричP5147
Лента индикаторов стерилизацииMinnesota Mining and Manufacturing (3M)CT060934701
Шприцовый насос (ISPLab01)Точный насос Baoding ShenchenSC-49464A

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Singal, P. K., Iliskovic, N. Doxorubicin-induced cardiomyopathy. N Engl J Med. 339 (13), 900-905 (1998).
  2. Zamorano, J. L., et al. ESC Position paper on cancer treatments and cardiovascular toxicity developed under the auspices of the ESC Committee for practice guidelines: task force for cancer treatments and cardiovascular toxicity of the European Society of Cardiology (ESC). Eur Heart J. 37 (36), 2768-2801 (2016).
  3. Xu, C., et al. Usp38 promotes oxidative stress and inflammation and aggravates doxorubicin-induced cardiotoxicity by deubiquitinating and stabilizing pten. Int Immunopharmacol. 167, 115750(2025).
  4. Yue, M. Y., et al. Salviae miltiorrhizae radix et rhizoma protects against doxorubicin-induced cardiotoxicity: A systematic review. Phytomedicine. 148, 157244(2025).
  5. Kong, C. Y., et al. Underlying the mechanisms of doxorubicin-induced acute cardiotoxicity: Oxidative stress and cell death. Int J Biol Sci. 18 (2), 760-770 (2022).
  6. Domínguez Romero, Y., Ortiz Montoya, G., NovoaHerrán, S., Osorio Mendez, J., Gomez Grosso, L. A. Mirna expression profiles in isolated ventricular cardiomyocytes: Insights into doxorubicin-induced cardiotoxicity. Int J Mol Sci. 25 (10), 5272(2024).
  7. Li, H., et al. Optimized Langendorff perfusion system for cardiomyocyte isolation in adult mouse heart. J Cell Mol Med. 24 (24), 14619-14625 (2020).
  8. Gharanei, M., Hussain, A., Janneh, O., Maddock, H. L. Doxorubicin-induced myocardial injury is exacerbated following ischaemic stress via opening of the mitochondrial permeability transition pore. Toxicol Appl Pharmacol. 268 (2), 149-156 (2013).
  9. O'connell, T. D., Rodrigo, M. C., Simpson, P. C. Isolation and culture of adult mouse cardiac myocytes. Methods Mol Biol. 357, 271-296 (2007).
  10. Liu, Y., Dostal, D. E., Tong, C. W. Isolation of adult mouse cardiomyocytes using Langendorff perfusion apparatus. Methods Mol Biol. 2319, 143-152 (2021).
  11. Bongiovanni, C., et al. Protocol for isolating and culturing neonatal murine cardiomyocytes. STAR Protoc. 5 (4), 103461(2024).
  12. Vidyasekar, P., Shyamsunder, P., Santhakumar, R., Arun, R., Verma, R. S. A simplified protocol for the isolation and culture of cardiomyocytes and progenitor cells from neonatal mouse ventricles. Eur J Cell Biol. 94 (10), 444-452 (2015).
  13. Li, L., et al. Preventive effect of erythropoietin on cardiac dysfunction in doxorubicin-induced cardiomyopathy. Circulation. 113 (4), 535-543 (2006).
  14. Zhang, X., et al. Rosmarinic acid alleviates cardiomyocyte apoptosis via cardiac fibroblast in doxorubicin-induced cardiotoxicity. Int J Biol Sci. 15 (3), 556-567 (2019).
  15. Oh, S. S., Narver, H. L. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc. 4 (2), e995(2024).
  16. Ackers-Johnson, M., et al. A simplified, Langendorff-free method for concomitant isolation of viable cardiac myocytes and nonmyocytes from the adult mouse heart. Circ Res. 119 (8), 909-920 (2016).
  17. Zhang, X., et al. Fndc5 alleviates oxidative stress and cardiomyocyte apoptosis in doxorubicin-induced cardiotoxicity via activating Akt. Cell Death Differ. 27 (2), 540-555 (2020).
  18. Mahmood, T., Yang, P. C. Western blot: Technique, theory, and troubleshooting. N Am J Med Sci. 4 (9), 429-434 (2012).
  19. Guo, G. R., et al. A modified method for isolation of human cardiomyocytes to model cardiac diseases. J Transl Med. 16 (1), 288(2018).
  20. Judd, J., Lovas, J., Huang, G. N. Isolation, culture, and transduction of adult mouse cardiomyocytes. J Vis Exp. (114), e54012(2016).
  21. Łoboda, A., Zieliński, T., Dulak, J. Cell-free strategies for cardiomyocyte proliferation and heart repair. Pharmacol Rep. , 00805-00807 (2025).
  22. Alam, P., et al. Cardiac remodeling and repair: Recent approaches, advancements, and future perspectives. Int J Mol Sci. 22 (23), 13104(2021).
  23. Seibertz, F., et al. A modern automated patch-clamp approach for high-throughput electrophysiology recordings in native cardiomyocytes. Commun Biol. 5 (1), 969(2022).
  24. Gorski, P. A., Kho, C., Oh, J. G. Measuring cardiomyocyte contractility and calcium handling in vitro. Methods Mol Biol. 1816, 93-104 (2018).
  25. Li, A., Gao, M., Jiang, W., Qin, Y., Gong, G. Mitochondrial dynamics in adult cardiomyocytes and heart diseases. Front Cell Dev Biol. 8, 584800(2020).
  26. Woodcock, E. A., Matkovich, S. J. Cardiomyocytes structure, function and associated pathologies. Int J Biochem Cell Biol. 37 (9), 1746-1751 (2005).
  27. Gan, P., et al. Rbpms is an RNA-binding protein that mediates cardiomyocyte binucleation and cardiovascular development. Dev Cell. 57 (8), 959-973.e7 (2022).
  28. Jia, K., et al. RNA helicase ddx5 maintains cardiac function by regulating camkiiδ alternative splicing. Circulation. 150 (14), 1121-1139 (2024).
  29. Zhuang, L., et al. Dyrk1b-stat3 drives cardiac hypertrophy and heart failure by impairing mitochondrial bioenergetics. Circulation. 145 (11), 829-846 (2022).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи