Методическая статья

Усиление всасывания вирусов рекомбинантного адено-ассоциированного кишечника с помощью формулы традиционной китайской медицины

130 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/70413

⸱

24 апреля 2026 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Faculty of Traditional Chinese Medicine, Naval Medical University, 2Oncology Department of Traditional Chinese Medicine, Changhai Hospital, Naval Medical University, 3State Key Laboratory of Genetics and Development of Complex Phenotypes, School of Life Sciences, Zhongshan Hospital, Fudan University, 4Shanghai Key Laboratory of Gene Editing and Cell Therapy for Rare Diseases, Engineering Research Center of Gene Technology (Ministry of Education), Fudan University, 5Institutes of Integrative Medicine, Fudan University

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Здесь мы представляем протокол создания модели эвертированного кишечного мешка для оценки взаимодействий между традиционной китайской медициной (ТКМ) и рекомбинантным аденоассоциированным вирусом (rAAV) во время всасывания кишечника, предоставляя экс-виво платформу для оптимизации стратегий передачи генов перорально.

Аннотация

Пероральная доставка рекомбинантного аденоассоциированного вируса (rAAV) обладает значительным терапевтическим потенциалом, но ограничена неэффективной апсорбцией кишечника. Традиционная китайская медицина (ТКМ), широко используемая в пероральных рецептах, представляет собой перспективный источник усилителей всасывания. Однако её потенциальные эффекты на усвоение и трансдукцию rAAV остаются в значительной степени неизученными. Модель выверенного кишечного мешка предоставляет количественную ex vivo платформу для изучения этих взаимодействий. Здесь представлен подробный протокол с использованием модели выверенного кишечного мешка для количественной оценки транслокации адено-ассоциированного вируса (rAAV) через кишечный эпителий и последующую трансдукцию генов в кишечную ткань в контролируемых экспериментальных условиях. Ключевые этапы включают сбор сегментов тонкого кишечника у лабораторных грызунов, выверание сегментов для формирования мешков и заполнение каждого мешка насыщенным кислородом. Вывернутые мешки погружаются в оксигенный буфер с частицами rAAV и инкубируются при 37 °C для воздействия света и транспортировки векторов. Анализ конечных точек включает отбор проб из внутренней (серозальной) жидкости для измерения частиц rAAV, прошедших через эпителий, а также анализ ткани мешка на экспрессию трансгенов для оценки эффективности трансдукции. Тестируя несколько кишечных областей, протокол позволяет понять специфические различия в поглощении rAAV по сегментам. Кроме того, включение GZNG, классической формулы TCM, во время инкубации позволяет оценить её влияние на захват и трансдукцию векторов. Метод эвертированного кишечного мешка предоставляет ценную платформу для скрининга серотипов rAAV, усилителей доставки и взаимодействий между rAAV векторами и компонентами TCM. Его простая и параллелизируемая конструкция также обеспечивает высокопроизводительный скрининг в доклинических исследованиях.

Введение

Рекомбинантный аденоассоциированный вирус (rAAV) представляет собой перспективную платформу для системной генной терапии, в настоящее время рассматриваются три основных пути доставки:внутривенная инъекция 1, внутрибрюшиннаяинъекция 2 и пероральноевведение 3. Хотя пути внутривенных и внутрибрюшинных инъекций были широко изучены, пероральное введение, неинвазивный подход, остаётся сравнительно недооценённым. Возможность пероральной введения rAAV была впервые продемонстрирована Xin и др.4, которые сообщили об успешной трансдукции кишечной слизистой и индуцировании иммунного ответа против ВИЧ после перорального введения rAAV2. Аналогично, Хара и др.3,5 показали, что пероральный rAAV/Aβ может трансдуцировать слизистую желудочно-кишечную слизь и уменьшать отложение амилоидов в мозге, тогда как Стил и др.6 обнаружили, что пероральная вакцинация демонстрирует превосходящую выживаемость и иммунитет к противоопухолевой терапии по сравнению с внутримышечными инъекциями. В том же исследовании rAAV6 проявляет более сильный кишечный тропизм, чем rAAV5. Помимо применения в вакцинах, терапевтический потенциал был достигнут и в других моделях заболеваний. Ma и др.7 и Хао и др.8 доказали, что пероральный rAAV приводит к подавлению опухолей и антифиброзной терапии в печени и желудке соответственно после желудочно-кишечной трансдукции. Хуанг и др.9 определили инженерный серотип Rec2 как селективно трансдуцирующий коричневую жировую ткань после перорального введения, в отличие от преобладающего печёночного тропизма, наблюдаемого привнутривенном введении 10. Несмотря на эти новаторские выводы, исследования по пероральной доставке rAAV остаются ограниченными, отчасти из-за отсутствия систем скрининга in vitro для крупномасштабной оценки.

Модель эвертированного кишечного мешка, разработанная Уилсоном и Уайзманом в1954 году 11, остаётся ценной in vitro платформой для изучения механизмов всасывания кишечных препаратов. В отличие от других аппаратов для симуляции абсорбции, эта система уникально учитывает множество физиологических процессов, выходящих за рамки простой пассивнойдиффузии 12. Эта характеристика делает её особенно выгодной для изученияТКМ 13. С помощью этой системы задокументировано, что соединения ТКМ часто проявляют сегментно-зависимые паттерны всасывания кишечника по всему желудочно-кишечному тракту. Например, одно исследование показало, что несколько алкалоидов из Увэй Цинчжо Сан избирательно всасываются в разных сегментах кишечника, при этом самый активный всасывающий кишечник и подвздошенныймозг 14. Кроме того, совместное введение компонентов ТКМ может модулировать всасывание кишечника. Ляо и др.15 сообщили, что совместное введение экстракта Radix Angelicae dahuricae значительно улучшило всасывание пуэрина в кишечнике, что подчёркивает влияние взаимодействий ТКМ на усвоение сегментов. Таким образом, модель эвертированного кишечного мешка служит идеальным инструментом для выяснения сложных поведений всасывания и синергетических взаимодействий, присущих ТКМ и другим препаратам.

Выбор подходящей модели для исследований абсорбции rAAV требует тонкого понимания компромиссов между физиологической точностью, технической сложностью и пропускной способностью. Таблица ниже обобщает основные экспериментальные модели, используемые для изучения всасывания кишечника.

Это исследование доказывает концепцию того, что модель вывернутого кишечного мешка может использоваться для изучения всасывания рекомбинантных аденоассоциированных вирусных векторов (rAAV) в кишечнике. Оно даёт ценные сведения о том, как совместное введение ТКМ влияет на всасывание rAAV векторов в кишечнике, подчёркивая необходимость дальнейшей характеристики их механистических взаимодействий в физиологически значимых условиях. Оптимизация стратегий оральной доставки, усиленных ТКМ, с помощью этого подхода может способствовать разработке неинвазивных rAAV терапевтических средств, тем самым повышая комплаенсизм пациентов и доступность лечения.

Исследователям следует оценивать модель эвертированного кишечного мешка на основе следующих критериев, чтобы убедиться, что она соответствует их экспериментальным целям. Подходящие применения включают быстрый скрининг серотипов, оценку адъювантов/энхансеров и региональную кинетику, тогда как неподходящие применения и ограничения включают долгосрочные исследования экспрессии (>48 ч) и системную фармакологию.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все процедуры на животных проводились строго в соответствии с одобренными Комитетом по этике животных Военно-медицинского университета (одобрение CHEC (A.E)-2025011).

1. Подготовка раствора Тирода и вирусных растворов

  1. Предварительное обусловливание решений Тирода:
    1. Приготовьте два аликвота по 500 мл раствора Тирода (pH 7,4) (см. таблицу материалов).
    2. Охладите одну аликвоту до 4 °C, а другую прогрейте до 37 °C.
    3. Пузырьте каждую аликвоту 95% O₂/5% CO₂.
  2. Подготовка вирусного раствора:
    1. Добавьте рекомбинантный AAV9-CMV-EGFP в раствор Тирода при 37 °C для достижения конечной концентрации 1 x 1011 vg/mL (контрольное состояние).
    2. Для экспериментального состояния дополните препарат AAV9-CMV-EGFP формулой TCM GZNG (Таблица 2), растворённой в аппарате до конечной концентрации 200 мг/мл.
    3. Для управления только GZNG добавьте GZNG (200 мг/мл) в решение Tyrode без AAV9 CMV-EGFP.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Приготовьте вирусные разбавления непосредственно перед использованием для сохранения инфекционной активности. pH раствора GZNG составляет примерно 5,0–6,0.

2. Подготовка животных и сбор кишечной ткани

  1. Голодание: Постите 8-недельных крыс Спрага–Доули в течение 24 часов перед операцией. Обеспечьте свободный доступ к воде в этот период для поддержания гидратации.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Голодание помогает минимизировать содержание кишечника и обеспечивает точное измерение всасывания кишечника во время экс-виво экспериментов.
  2. Проверяйте здоровье животных перед голоданием и убедитесь, что они в хорошем состоянии. Исключите из исследования животных с признаками страдания или болезни.
  3. Вводите пентобарбитал натрия (200 мг/кг, внутрибрюшинно) для индуцирования глубокой анестезии. Проверяйте ли животное полностью анестезировано, проверяя отсутствие рефлексов и равномерное дыхание.
    ВНИМАНИЕ: Пентобарбитал — это опасное контролируемое вещество; обращайтесь с перчатками и средствами индивидуальной защиты в вытяжке с дымом, чтобы избежать контакта с кожей/вдыханием и соблюдайте институциональные рекомендации по безопасной утилизации и экстренному реагированию.
  4. Проводите эвтаназию с вывихом шейки матки после подтверждения глубокой анестезии.
  5. Промите мазок с брюшной и грудной областей 75% этанолом для дезинфекции кожи и снижения микробного загрязнения во время операции.
  6. Сделайте разрез по средней линии вдоль брюшной полости стерильными хирургическими ножницами, чтобы обнажить брюшинную полость.
  7. Аккуратно отделяйте и обнажайте желудок и кишечник. Используйте стерильную завесу для защиты окружающих тканей и органов во время процедуры.
  8. Аккуратно перерезайте пилорический сфинктер, чтобы отделить желудок от проксимального двенадцатиперстного сфинктера. Убедитесь, что двенадцатиперстная двенадцатилетка остаётся целостной для последующих процедур.
  9. Вскрытие дистальной толстой кишки на прямо-анальном соединении, избегая повреждений окружающих тканей.
  10. Аккуратно освободите брыжейку из тонкого кишечника с помощью тонких щипцов или ножниц. Будьте осторожны, чтобы не растянуться или не порвать брыжейку.
  11. Немедленно перенесите целую тонкую кишку в ледяной раствор насыщенного кислородом буфера Кребса-Рингера (раствор Тирода, 4 °C).

3. Ex vivo подготовка эвертированного кишечного мешка

  1. Выберите сегменты кишечника следующим образом: сегмент 8 см, расположенный в 10 см дистально от пилоруса, был обозначен как двенадцатиперстный сегмент.
  2. Соберите 8-сантиметровый джеюнальный сегмент, начинающийся на расстоянии 16 см дистально от двенадцатиперстного сегмента.
  3. Получите 8-сантиметровый подвздошный сегмент, начиная ещё на 16 см дистально от джеюнального сегмента.
  4. Для толстой кишки соберите сегмент длиной 8 см, расположенный в 5 см проксимально от слепого конца кекалий.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что ткань эластичная и целая, подходящая для инверсии во время подготовки.
  5. Промывайте кишечный просвет шприцом объёмом 2 мл, наполненным ледяным, насыщенным кислородом раствором Tyrode.
  6. Утилизировать сточные воды в соответствии с институциональными протоколами биологических опасностей для поддержания стерильности и предотвращения загрязнения.
    ВНИМАНИЕ: Обращайтесь с биологическими отходами с помощью перчаток и соответствующего средства защиты, чтобы избежать воздействия потенциально инфекционных материалов. Утилизировать все биологические отходы и сточные воды в соответствии с институциональными рекомендациями по безопасности биологических опасностей, чтобы предотвратить загрязнение окружающей среды.
  7. Вставьте проксимальный конец кишечного сегмента на отполированный стеклянный стержень диаметром 4 мм. Убедитесь, что поверхность стержня гладкая, чтобы предотвратить разрыв слизисты.
  8. Завязывайте дистальный конец сегмента шелковым швом 2-0, чтобы закрепить ткань на стержне. Убедитесь, что ткань остаётся стабильной во время инверсии.
  9. Аккуратно выверните сегмент кишечника, скользя тканью вдоль стержня, пока слизистая не будет полностью открыта. Избегайте чрезмерного растяжения и скручиваний для сохранения целостности ткани.
  10. Введите 2 мл ледяного раствора Tyrode в люмен для проверки утечки. Допустимая утечка должна составлять <5% в течение 1 минуты. Если утечка обнаружена, отрегулируйте швы и проверьте полную инверсию слизистой поверхности.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Проводите эверсию в холодной среде, чтобы минимизировать разложение ферментов и сохранить жизнеспособность тканей.
  11. Вставьте 5-сантиметровый стеклянный капилляр длиной 3 мм в открытый конец вывернутого сегмента, чтобы он служил входом для перфузии. Аккуратно продвигайте канюлю, чтобы избежать разрывов слизисты.
  12. Закрепите канюлю швами 2-0 шелковых швов. Убедитесь, что канюля остаётся неподвижной на месте, не обрушиваясь и не мешая потоку жидкости.
  13. Мягко натягивайте швы, чтобы сохранить правильную форму кишечного мешка. Предотвращайте скручивание или скручивание, так как они могут нарушить перфузию и повлиять на результат всасывания.
  14. Избегайте чрезмерного затягивания, так как это может повредить ткань или деформировать мешок. Поддерживайте равномерное напряжение на протяжении всего эксперимента. Регулярно проверяйте вывернутый кишечный мешок на наличие протечек или структурных повреждений. Если утечка превышает 5%, отремонтируйте или замените сегмент перед продолжением.

4. Трансдукция и инкубация AAV

  1. Поместите каждый вывернутый мешок в коническую трубку объемом 7 мл, содержащую 4 мл 37 °C оксигенированного раствора тирода.
  2. Добавьте вирусный раствор следующим образом: Контроль: AAV9-CMV-EGFP самостоятельно; Экспериментальный: AAV9-CMV-EGFP + GZNG.
  3. Инкубировать статически при 37 °C в течение 2 часов, в течение которых в раствор непрерывно пузырится газовая смесь с 95%O2/5%CO2 .

5. Выборка, обработка и анализ конечных точек

  1. Выборка по временному курсу
    1. Забирайте 50 мкл серозальной жидкости из каждого кишечного мешочка через 0, 30, 60, 90 и 120 минут с помощью откалиброванного микрошприца. Обеспечьте точный отбор проб без появления пузырьков воздуха.
    2. Немедленно замените выведенную жидкость на 50 мкл предварительно подогреного (37 °C) раствора Tyrode для поддержания осмотического баланса и внутреннего объёма. Минимизировать время между удалением и заменой для поддержания стабильных экспериментальных условий.
      ПРИМЕЧАНИЕ: При использовании микрошприца (например, шприца Гамильтона) сохраняйте стерильность и аккуратно обращайтесь, чтобы предотвратить повреждение оболочки кишечника.
    3. Проводите отбор проб своевременно в каждом моменте времени, чтобы минимизировать нарушение инкубационной среды.
  2. Определение титра вируса
    1. Извлечете полную ДНК из серозальной жидкости с помощью коммерчески доступного набора для экстракции геномной ДНК животных согласно инструкциям производителя.
    2. Выполнить абсолютную количественную оценку номера копии rAAV векторного генома с помощью qPCR. Используйте набор SYBR Green с праймерами ITR. Проведите амплификацию qPCR в стандартной пластине с 96 лунками с использованием термического цикла при следующих условиях цикла: начальная денатурация: 95°C в течение 10 минут; Денатурация: 95°C в течение 15 с; Отжиг и расширение: 60°C в течение 1 минуты; Всего 40 циклов
    3. Для количественной оценки количества копии генома сгенерируйте стандартную кривую с помощью последовательных разбавлений плазмиды rAAV-CMVp-gfp (1 ng, 0,1 ng и 0,01 ng). Используйте эти разбавления для расчёта числа вирусных копий генома на основе соответствующих значений порога цикла (Ct).
    4. Определить число копии векторного генома в собранной серозальной жидкости с помощью стандартной кривой. Результаты были представлены как копии генома на 100 нг извлеченной ДНК.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что все реагенты и оборудование стерильны для предотвращения загрязнения во время экстракции ДНК и qPCR-анализа. Используйте соответствующие меры для проверки точности qPCR, включая стандарты контроля без шаблонов (NTC) и плазмидные стандарты.
    5. Проведите qPCR в три экземпляра для каждого образца для обеспечения воспроизводимости и надёжности результатов.
  3. Обработка терминальных тканей
    1. Аспирируйте всю остаточную световую жидкость из каждого кишечного мешочка с помощью стерильной пипетки. Обращайтесь аккуратно, чтобы не повредить ткань.
    2. Промыйте каждый мешок три раза солевым раствором, содержащим 1% пенициллин-стрептомицина (P/S), чтобы удалить остаточную среду, бактерии и примеси. Обеспечить тщательное промывка, чтобы сохранить стерильность для последующих применений.
    3. Разрежьте кишечную ткань на фрагменты размером 2мм 3 (2 мм * 2 мм * 0,5 мм) с помощью стерильных хирургических ножниц или лезвий. Сохраняйте одинаковый размер фрагментов для равномерной инкубации.
    4. Инкубировать фрагменты ткани в 10 мл DMEM с добавлением 10% FBS и 1% (v/v) P/S при 37 °C в течение 48 часов в увлажнённом инкубаторе с 5% CO₂. Среда для посева должна обновляться каждые 12 часов во время инкубации.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Этот этап сохраняет жизнеспособность тканей и позволяет восстановить клетки после эксперимента. Убедитесь, что слизистая слизистой остаётся целостной во время разрезания и промывания. Проведите три полных промывания PBS для удаления мусора и микробных загрязнителей. Поддерживайте постоянную температуру (37 °C) и высокую влажность для поддержки метаболической активности и здоровья тканей.
      ВНИМАНИЕ: Обрабатывайте фрагменты тканей стерильными инструментами и избегайте механического напряжения для сохранения целостности эпителия.
  4. Анализ после инкубации
    1. Аликот А (гистологический анализ):
      1. Зафиксировать образцы тканей в 4% параформальдегиде (PFA) в течение 24 часов при 4 °C для сохранения клеточной архитектуры.
      2. После фиксации внедрите ткани в соединение ОКТ и проведите окрашивание гематоксилином и эозином (H&E) для оценки целостности ткани и морфологии.
        ВНИМАНИЕ: Параформальдегид — опасный фиксатор; обращайтесь с ним в выхлопной вытяжке с использованием соответствующих средств индивидуальной защиты
    2. Aliquot B (флуоресцентный анализ и количественная оценка генома):
      1. Оставшуюся ткань быстро заморозите в жидком азоте и храните при -80 °C до дальнейшей обработки.
      2. Используйте замороженные образцы для флуоресцентной микроскопии для обнаружения экспрессии EGFP, оценки эффективности трансфекции или усвоения вируса.
      3. Проведите экстракцию ДНК, затем qPCR для определения количества копий вируса или экспрессии трансгена.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Этот протокол использовался для оценки эффективности доставки генов через AAV9 в различных сегментах тонкого кишечника, а также влияния лечения GZNG на усиление переноса и экспрессии генов. Было обнаружено несколько ключевых результатов, демонстрирующих как успешное применение протокола, так и некоторую вариабельность, которая может возникать при определённых условиях.

Оценка экспрессии EGFP, опосредованной AAV9, с помощью гистологического (H&E-окрашивание) и ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

В этом исследовании был разработан новый подход in vitro для оценки всасывания кишечного rAAV с использованием классической модели эвертированного кишечного мешка. Этот метод позволяет сегментно-специфически анализировать эффективность трансдукции AAV через тонкий кишечник в контролируемых условиях и оценить синергетические эффекты между ТКМ и rAAV. Здесь обсуждаются критические шаги, устранение неполадок и модификации, ограничения, а также их широкое применение в генной терапии...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта интересов, которые можно было бы заявлять.

Благодарности

Авторы выражают благодарность всем коллегам и соавторам, которые предоставили ценные обсуждения и техническую помощь в ходе этого исследования. Мы также ценим институциональную поддержку, которая сделала эту работу возможной. Эта работа была финансово поддержана грантом #82474349 от Национального фонда естественных наук Китая (CL).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
DMEMWISENT319-005-CLЖидкая жидкость с содержанием D-глюкозы 4,5 г/л, с L-глутамином, фенол-красным и пируватом натрия
Праймеры региона EGFP CDS qPCRЦИНКЭF: 5'-ACTTCTTCAAGTCCCCATG-3'; R: 5'-TGTCGGCCATGATATAGACG-3'
Сыворотка плода для быкаWISENT086-550Высшее качество, сорт первичной клеточной культуры
Пенициллин-стрептомицин (P/S)WISENT450-201-ELЭтот раствор содержит 10 000 единиц/мл пенициллина и 10 000 единиц и микро; г/мл стрептомицина.
PrimeScript RT Master Mix (Perfect Real Time)TaKaRaRR036A
TaKaRa MiniBEST универсальный набор для экстракции РНКTaKaRa9767
TSINGKE TSE401 ArtiCanCEO SYBR qPCR MixЦИНКЭTSE401Этот продукт подходит для количественных экспериментов с флуоресценцией с использованием метода красителя SYBR Green и совместим с различными количественными флуоресцентными ПЦР-приборами реального времени.
TSINGKE TSP202-200 Trelief  Набор для геномной ДНК животных Hi-PureЦИНКЭTSP202-200
Решение ТиродаЮань ЕR20268-500 млОн в основном состоит из хлорида натрия, хлорида калия, хлорида магния, фосфатов, хлорида кальция, глюкозы и HEPES.

Ссылки

  1. Wang, J. H., et al. Adeno-associated virus as a delivery vector for gene therapy of human diseases. Signal Transduct Target Ther. 9 (1), 78(2024).
  2. Durbacz, M. Z., et al. Optimized genomic editing of a common Duchenne muscular dystrophy mutation in patient-derived muscle cells and a new humanized mouse model. Mol Ther Nucleic Acids. 36 (2), 102569(2025).
  3. Hara, H., et al. An oral Aβ vaccine using a recombinant adeno-associated virus vector in aged monkeys: reduction in plaque amyloid and increase in Aβ oligomers. J Alzheimers Dis. 54 (3), 1047-1059 (2016).
  4. Xin, K. Q., et al. Oral administration of recombinant adeno-associated virus elicits human immunodeficiency virus-specific immune responses. Hum Gene Ther. 13 (13), 1571-1581 (2002).
  5. Hara, H., et al. Development of a safe oral Abeta vaccine using recombinant adeno-associated virus vector for Alzheimer's disease. J Alzheimers Dis. 6 (5), 483-488 (2004).
  6. Steel, J. C., et al. Oral vaccination with adeno-associated virus vectors expressing the neu oncogene inhibits the growth of murine breast cancer. Mol Ther. 21 (3), 680-687 (2013).
  7. Ma, H., et al. Oral adeno-associated virus-sTRAIL gene therapy suppresses human hepatocellular carcinoma growth in mice. Hepatology. 42 (6), 1355-1363 (2005).
  8. Hao, Z. M., et al. Oral administration of recombinant adeno-associated virus-mediated bone morphogenetic protein-7 suppresses CCl4-induced hepatic fibrosis in mice. Mol Ther. 20 (11), 2043-2051 (2012).
  9. Huang, W., et al. Genetic manipulation of brown fat via oral administration of an engineered recombinant adeno-associated viral serotype vector. Mol Ther. 24 (6), 1062-1069 (2016).
  10. Liu, X., et al. Adipose tissue insulin receptor knockdown via a new primate-derived hybrid recombinant AAV serotype. Mol Ther Methods Clin Dev. 1, 8(2014).
  11. Alam, M. A., Al-Jenoobi, F. I., Al-Mohizea, A. M. Everted gut sac model as a tool in pharmaceutical research: limitations and applications. J Pharm Pharmacol. 64 (3), 326-336 (2012).
  12. Lassoued, M. A., Khemiss, F., Sfar, S. Comparative study of two in vitro methods for assessing drug absorption: Sartorius SM 16750 apparatus versus everted gut sac. J Pharm Pharm Sci. 14 (1), 117-127 (2011).
  13. Yang, Y. N., Zhan, J. G., Cao, Y., Wu, C. M. From ancient wisdom to modern science: Gut microbiota sheds light on property theory of traditional Chinese medicine. J. Integr. Med. 22 (4), 413-444 (2024).
  14. Liao, C. P., et al. Intestinal absorption components and absorption characteristics of Wuwei Qingzhuo San by everted intestinal sac models. Zhongguo Zhong Yao Za Zhi. 49 (2), 509-517 (2024).
  15. Liao, Z. G., et al. Transport properties of puerarin and effect of extract of Radix Angelicae Dahuricae on puerarin intestinal absorption using in situ and in vitro models. Phytother Res. 28 (9), 1288-1294 (2014).
  16. During, M. J., Xu, R., Young, D., Kaplitt, M. G., Sherwin, R. S., et al. Peroral gene therapy of lactose intolerance using an adeno-associated virus vector. Nat. Med. 4 (10), 1131-1135 (1998).
  17. Hao, Z., Yang, X., Lv, Y., Li, S., Purbey, B. K., et al. Intracolonically administered adeno-associated virus-bone morphogenetic protein-7 ameliorates dextran sulphate sodium-induced acute colitis in rats. J. Gene Med. 14 (7), 482-490 (2012).
  18. Meng, J. S., et al. Melittin analog p5RHH enhances recombinant adeno-associated virus transduction efficiency. J. Integr. Med. 22 (1), 72-82 (2024).
  19. Sun, H., et al. The Caco-2 cell monolayer: usefulness and limitations. Expert Opin Drug Metab Toxicol. 4 (4), 395-411 (2008).
  20. Meneses, A. M. C., et al. Intestinal organoids—current and future applications. Vet Sci. 3 (4), 31(2016).
  21. Thomson, A., et al. The Ussing chamber system for measuring intestinal permeability in health and disease. BMC Gastroenterol. 19 (1), 98(2019).
  22. Caldeira, T. G., et al. Determination of intestinal permeability using in situ perfusion model in rats: challenges and advantages to BCS classification applied to digoxin. Int J Pharm. 551 (1-2), 148-157 (2018).
  23. Dahlgren, D., Lennernäs, H. Intestinal permeability and drug absorption: predictive experimental, computational and in vivo approaches. Pharmaceutics. 11 (8), 411(2019).
  24. Mateer, S. W., et al. Ex vivo intestinal sacs to assess mucosal permeability in models of gastrointestinal disease. J Vis Exp. (108), e53250(2016).
  25. Liu, W., et al. Developments in methods for measuring the intestinal absorption of nanoparticle-bound drugs. Int J Mol Sci. 17 (7), 1171(2016).
  26. Lengler, J., et al. Crucial aspects for maintaining rAAV stability. Sci Rep. 14, 27923(2024).
  27. Benskey, M. J., et al. Targeted gene delivery to the enteric nervous system using AAV: a comparison across serotypes and capsid mutants. Mol Ther. 23 (3), 488-500 (2015).
  28. Polyak, S., et al. Gene delivery to intestinal epithelial cells in vitro and in vivo with recombinant adeno-associated virus types 1, 2, and 5. Dig Dis Sci. 53 (5), 1261-1270 (2008).
  29. Dudhatra, G. B., et al. A comprehensive review on pharmacotherapeutics of herbal bioenhancers. Scientific World Journal. 2012, 637953(2012).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

rAAV

Похожие статьи