Разработка высокоточной доклинической мышиной модели метастазирования в мозге с использованием техники интерлокирующей пульсативной инъекции и микрохирургического сосудистого ремонта

Краткое содержание

В данном исследовании установлены высокоточные модели метастазов в мозг на мышей с помощью транзиентной интракаротидной инъекции опухолевых клеток с использованием инъекции пульсативной инъекции и микрохирургического восстановления. Он сохраняет кровоток в мозге, предотвращает окклюзию общей сонной артерии и обеспечивает превосходные доклинические модели с улучшенным уровнем метастазирования опухолей и сниженной смертностью.

Аннотация

Метастазирование в мозге остаётся разрушительной клинической проблемой. Одной из главных проблем в исследованиях метастазов в мозге является отсутствие качественных моделей, которые точно воспроизводят метастатический процесс, что позволяет механистически понимать, как раковые клетки колонизируются в мозге. Традиционные модели инъекций внутрисонной артерии при метастазах в мозг часто требуют постоянной перевязки общей сонной артерии (ККА), что изменяет гемодинамику мозга и нарушает целостность гематоэнцефалического барьера (БББ). Протокол представляет усовершенствованный метод установления высокоточной модели метастазирования в мозге на мыши. Основная инновация включает технику интерлокирующей пульсативной инъекции (IPI) для доставки опухолевых клеток, а затем микрохирургическую реконструкцию артерий в месте прокола для восстановления физиологического кровотока в CCA. По сравнению с традиционной моделью ККА, метод IPI–микрохирургического ремонта значительно снизил периоперационную смертность (2,86% против 25,71%) и увеличил частоту метастазирования в мозг (94,12% против 65,38%). Техника IPI использует тандемную конфигурацию шприца для минимизации регургитации клеток во время инъекции внутрисонной артериды. После инфузии опухолевых клеток CCA тщательно восстанавливается с помощью микрохирургических швов под стереомикроскопом, что позволяет избежать постоянной окклюзии. Это сохраняет естественную гемодинамику мозга и целостность BBB на момент попадания опухолевых клеток, при этом значительно повышает успех хирургического вмешательства и снижает смертность. Метастатические внутричерепные поражения подтверждаются серийной биолюминесценцией и гистопатологией. Этот метод предоставляет превосходную платформу для изучения патофизиологии метастазов в мозге и для доклинической терапевтической оценки, таким образом повторяя метастатический процесс.

Введение

Метастазы в мозге представляют собой самый распространённый тип злокачественной опухоли мозга у взрослых, возникая примерно в десять раз чаще, чем первичные^{опухоли мозга 1}. Оценивается, что у 10%–20% пациентов с системным раком на поздних стадиях болезни развиваются метастазы в мозг, что является одной из ведущих причин^{смертности 1,2}. Несмотря на значительные достижения в лечении первичных видов рака, прогноз для пациентов с метастазами в мозге остаётся плохим. Годовая выживаемость пациентов с метастазами в мозг составляет менее 20^%3. Механизм метастазирования некоторых видов рака в мозг остаётся неизвестным. Терапевтическая задача усугубляется уникальной биологией метастазов в мозге, включая наличие BBB, уникальную иммунную микросреду мозга и сложные взаимодействия опухолевых клеток с нейроглиальными^{клетками 4,5}.

Как фармакодинамические, так и патогенезные исследования метастазов в мозг сильно опираются на точные доклинические модели на животных, которые точно воспроизводят процесс заболевания человека. Современные животные модели метастазирования в мозге, хотя и широко используемые, в основном основаны на внутричерепной ортотопной имплантации, внутривенной или хвостовой вене инъекции, внутрисердечной инъекции или инъекции внутрисонной^{артерии} 6,7,8,9,10. Однако эти модели неполно отражают прогрессирование человеческих заболеваний, часто не охватывая ключевые этапы, такие как экстравазация опухолевых клеток через целый BBB при физиологических условиях^{потока 11}. Внутривенные и внутрисердечные инъекции приводят к низкой эффективности образования опухолей, специфичных для мозга, и часто вызывают широкие экстракраниальные метастазы, вызывая преждевременную гибель животных до развития значительных метастазов в^{мозге 12}. Традиционный метод инъекции внутрисонной артерии увеличивает скорость образования внутричерепной опухоли, но требует постоянной перевязки ККК. Изменяя гемодинамику мозга, эта лигация может вызывать ишемию в ипсилатеральных областях мозга и нарушать физиологические паттерны кровотока, необходимые для доставки опухолевых клеток, тем самым влияя на их пространственное распределение и нишу колонизации в^{мозге 13,14}.

Высококачественные модели на животных, способные более точно имитировать патофизиологию метастазирования в мозге, имеют решающее^{значение 15}. Идеальная модель метастазирования в мозге должна воспроизводить весь метастатический каскад, включая ориентацию опухолевых клеток на сосудистую систему мозга, экстравазацию через гематоэнцефалический барьер (BBB) и динамические взаимодействия с микроокружением^{мозга 16}. Высокая точность моделей критически важна как для механистических исследований, так и для терапевтической^{оценки 6}. Однако существующие модели инъекций внутрисонной артерии не полностью воспроизводят ключевые физиологические состояния, особенно сохранение нормального кровотока в мозге и естественное распределение циркулирующих опухолевых клеток.

Для преодоления ограничений существующих доклинических моделей метастазирования в мозг была разработана высокоточная модель на животных, которая более точно воспроизводит метастатический каскад на основе метода IPI и микрохирургического ремонта артерии. Этот метод включает временную окклюзию артерии после инъекции опухолевых клеток, а затем тщательное восстановление артериального пункционного места для восстановления физиологического кровотока к ипсилатеральному ККА. Такой подход не только повышает согласованность и успех моделей, но, что важно, сохраняет BBB за счёт сохранения естественной церебральной гемодинамики. Минимизируя нарушения кровотока в мозге, модифицированная модель инъекции внутрисонной артерии предоставляет высокоточную платформу, которая более точно воспроизводит естественный процесс метастазирования мозга, тем самым предоставляя улучшенный инструмент для изучения механизмов метастазирования мозга и оценки потенциальных терапевтических средств.

Протокол

Все эксперименты на животных были одобрены Институциональным комитетом по уходу и использованию животных (IACUC) Института биофизики Китайской академии наук (номер одобрения: SYXK2021124). Животные, достигшие заранее определённых целей, были эвтаназированы в соответствии с Руководящими принципами по эвтаназии животных Институционального комитета по уходу и использованию животных (IACUC) Института биофизики Китайской академии наук и Руководящими принципами AVMA по эвтаназии животных (2020)¹⁷.

1. Подготовка суспензии с одной ячейкой

1. Культивировать клетки B16F10 и 4T1 в полной среде RPMI-1640 с добавлением 10% плодовой сыворотки крупного рогатого рогатого скота (FBS) и 1% пенициллин-стрептомицина.
2. Поддерживайте клетки при 37 °C в увлажнённом инкубаторе с 5% CO₂.
3. Подтвердите экспрессию люциферазы и отсутствие загрязнения микоплазмой за день до операции.
4. В день хирургической операции собирайте клетки, когда они достигают 80% слияния, предварительно промывая фосфатно-буферный физиологический раствор (PBS) перед трипсинизацией (0,25%) менее 3 минут при 37 °C.
5. Добавьте 10% среды RPMI-1640 с FBS, чтобы закалить трипсин с 0,25%.
6. Центрифугуйте клетки при 300 × г в течение 3 минут. Промывайте клетки дважды в PBS, чтобы удалить остаточную сыворотку, затем пересчитайте их с помощью гемоцитометра.
7. Используйте тест на исключение Trypan blue для подтверждения, что жизнеспособность клеток при инъекции остаётся на уровне 90–95%.
8. Ресуспендировать клетки в PBS при 2 × 10⁶ клеток/мл. Держите клетки на льду до инъекции.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Могут использоваться клетки B16F10 и 4T1, маркированные люциферазой. B16F10 представлен как репрезентативный пример.

2. Подготовка мышей и периоперационная подготовка

1. Используйте самцов C57BL/6 возрастом 7–8 недель.
2. Положите грелку под хирургическую пластину, чтобы предотвратить гипотермию. Включите грелку за 30 минут до операции.
3. Стерилизуйте все хирургические инструменты, хирургическую пластину и клетку с помощью автоклава. Продезинфицируйте стереомикроскоп и хирургический стол 75% этанолом.
4. Другие предметы, которые нельзя стерилизовать автоклавом, следует дезинфицировать с помощью ультрафиолетового облучения и 75% этанола (рисунок 1A).
5. Взвесьте мышь перед анестезией и запишите предоперационный вес как исходный.
6. Добавьте 10 г триброметанола в центрифугную трубку, затем добавьте 10 мл третичного амилового спирта. Встряхивайте трубку, пока трибромеэтанол полностью не растворится.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Трибромеэтанол может вызывать побочные эффекты, включая смертность; Внимательно следите за глубиной анестезии.
7. Фильтруйте раствор через фильтр 0,22 мкм, чтобы подготовить 100% бульонный раствор.
8. Разведите 100% стандартный раствор с 0,9% NaCl физиологическим раствором или разбавителем до рабочего раствора 2,5% (разбавление 1:40). Эффективность каждого свежеприготовленного рабочего раствора должна быть проверена на наличие анестезии у мышей.
9. Анестезия мышей путём внутрибрюшнической (i.p.) инъекции 2,5% триброметанола при массе 0,2 мл/10 г тела. При необходимости продлевайте анестезию, вводя дополнительную дозу в составе одной трети исходного объёма анестезии (см. рисунок 1B).
   ПРИМЕЧАНИЕ: Корректируйте дозировку анестезии в зависимости от веса тела и постоянно контролируйте дыхание.
10. Убедитесь, что мышь полностью анестезирована, применяя лёгкий стимул (например, защемление пальца ног) и не наблюдая моторной реакции.
11. После наркоза сбрийте шерсть в области шеи и сделайте след на обрезке пальца.
12. Наносите глазную мазь, чтобы защитить глаза от сухости.
13. Положите мышь на хирургическую пластину и закрепите 4 конечности и верхние резцы скотчем (рисунок 1C).
14. Контролируйте глубину анестезии, оценивая частоту дыхания и рефлекс щипания, чтобы мыши оставались безболезненными и неподвижными во время процедуры.
15. Животные случайным образом распределяются по экспериментальным группам, а анализ визуализации проводился исследователями, не обращая внимания на распределение групп.

3. Стандартные хирургические процедуры по технике IPI и микрохирургическое восстановление

1. Дезинфицируйте область шеи раствором повидона и йода и дайте коже полностью высохнуть перед процедурой (рисунок 1D).
2. Асептически накройте мышь стерильной хирургической занавеской, обнажая только область шеи (рисунок 1E).
3. Сделайте разрез шейки матки по средине длиной примерно 0,8–1 см с помощью стерильных хирургических ножниц с тонкими щипцами для втягивания ткани (рисунок 2A).
4. Проведите тупую диссекцию поверхностной фасции и подлежащих мышц с помощью тонко наклонных щипцов, чтобы обнажить правую сонную оболочку (рисунок 2B1, рисунок 2C1).
5. Изолировать правую наружную сонную артерию (ЭКА) от сонной оболочки и перевязать правую ЭКА, чтобы предотвратить утечку клеток в экстракраниальные ветви (рисунок 2B2, рисунок 2C2).
6. Аккуратно изолируйте правый ККА внутри сонной оболочки, сохраняя блуждающий нерв, расположенный по бокам и под сосудом (рисунок 2C1).
7. Положите небольшой кусочек резиновой перчатки и ватный шарик, увлажненный физиологическим раствором, под изолированную правую CCA в качестве подушки, чтобы поднять и стабилизировать сосуд.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Поднятие CCA стабилизирует сосуд и облегчает точное прокол и введение. (Рисунок 2B4, рисунок 2C4).
8. Положите два незажатых узла с открытыми петлями на дистальную и проксимальную часть CCA к ватному шарику, а затем завяжите проксимальный узел (рисунок 2B3, рисунок 2C3).
9. Наместите микрососудистый клипс на ККА возле дистального незатянувшегося узла, чтобы временно заблокировать кровоток ККА (рисунок 2B4, рисунок 2C4).
10. Имплантация раковых клеток
    1. Прокол межблокировки
       1. Проколите приподнятый сегмент правого CCA иглой 32G с фаской вверх.
       2. Вынимите первоначальный шприц, сохраняя место прокола.
       3. Смешайте суспензию раковых клеток вихрем и втяните 100 мкл в микролитровый шприц, чтобы не было аспирированных пузырьков воздуха.
       4. Введите кончик иглы микролитрового шприца в участок проколов, созданный в шаге 3.10.1.1 , и удерживайте его ровно без начала инъекции для обеспечения стабильного положения перед родом клетки (рисунок 2B5, рисунок 2C5, дополнительный рисунок 1).
          ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте шприц объемом 32G для пункции и микролитровый шприц для инъекций, чтобы обеспечить стабильное позиционирование и контролируемую подачу. Дополнительный рисунок 1 показывает параметры двух шприцев. Внешний диаметр шприца 32G составляет 0,22 мм, а иглы микролитра — 0,26 мм, что облегчает безопасное введение и контролируемое введение.
    2. Пульсативная инъекция (рисунок 2C5)
       1. Удалите микрососудистый клипс, установленный в шаге 3.9.
       2. Начните ввод суспензии опухолевой клетки в ИКА через микролитровый шприц.
       3. Подвеска осуществляется с помощью пульсативного инъекционного движения, аккуратно продвигая поршень шприца небольшими импульсами вместо непрерывного давления.
       4. Вводите суспензию по одному из следующих критериев: критерий сердечного цикла, ввод ~1 мкл клеточной суспензии каждые 8 сердечных циклов под контролем пульсирующего ретроградного кровотока в дистальной внутренней сонной артерии; или критерий скорости впрыскивания, при этом ввод ~1 мкл/с при сохранении скорости не превышает 60 мкл/мин.
       5. Контролируйте сосуд во время инъекции. Успешная доставка обозначается, когда красный сосуд становится временно прозрачным, когда суспензия проходит через просвет, без видимой экстравазации вокруг места прокола.
       6. После завершения инъекции аккуратно вынимите микролитровый шприц.
       7. Немедленно затяните дистальный узел контролируемым образом, чтобы герметизировать сосуд и минимизировать отрыжку (рисунок 2B6, рисунок 2C6).
          ПРИМЕЧАНИЕ: Пульсативная инъекция снижает переперфузию и минимизирует риск повышения внутричерепного давления.
11. Микрохирургическое восстановление (рисунок 2B6, рисунок 2C6)
    1. Используйте нейлоновый микрохирургический шов размером 10-0, чтобы герметично закрыть место прокола, расположив точки входа и выхода иглы непосредственно рядом с краем дефекта, чтобы минимизировать сосудистую протечку и сохранить световую проходность.
    2. Пропустите микрохирургическую иглу шва через отверстие в стенке сосудов под сильным увеличением и временно оставьте шов развязанным.
    3. Промыть хирургическое поле гепаринизированным физиологическим раствором.
    4. Закрепите шов двумя-тремя квадратными узлами.
    5. Обрежьте свободные концы шва примерно до 1–2 мм, чтобы предотвратить ослабление и минимизировать нагрузку на инородное тело.
       ПРИМЕЧАНИЕ: Стандартные хирургические процедуры по технике IPI и микрохирургическое восстановление описаны в дополнительном видео 1.

4. Восстановление кровотока в CCA

1. Постепенно ослабляйте проксимальный узел.
2. Промите просвет, чтобы удалить возможный микроскопический тромб. Положите сухой ватный шарик в операционное поле для контроля избыточного кровотечения.
3. Когда активный выпот из места прокола не подтвержден, осторожно ослабьте дистальный узел, чтобы восстановить кровоток в сонной артерию (рисунок 2B7, рисунок 2C7).

5. Подтвердите успешный ремонт

1. Восстановление пульсации
   1. Наблюдайте CCA на наличие устойчивых пульсций, указывающих на успешную реперфузию.
2. Проверьте проездность и целостность сосуда
   1. Осмотрите место восстановления, чтобы убедиться, что там нет стеноза и что просвет остаётся открытым и непрерывным с проксимальной сосудовой частью.

6. Орошение и закрытие ран

1. Тщательно промыйте хирургическое поле негепаринизированным физиологическим раствором для удаления мусора и тромбов.
2. Закройте кожный разрез непрерывным швом.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Поддерживайте влажное хирургическое поле и выполняйте все манипуляции аккуратно, чтобы минимизировать повреждения тканей.

7. Послеоперационный уход

1. Поддержка жидкости: Введите 0,5–1 мл тёплого стерильного физиологического раствора подкожно сразу после операции для компенсации потери жидкости в периоперационном периоде.
2. Профилактика инфекции: если продолжительность операции превышает 40 минут, вводите энрофлоксацин (5 мг/кг, один раз в день) в течение трёх последовательных дней. Антибиотики не требуются, если процедура длится менее 40 минут.
3. Питание и гидратация: Обеспечивайте гидрогель или размягчённую пищу не менее 1 недели после операции, чтобы обеспечить достаточное увлажнение и питание.
4. Ежедневный мониторинг: Проводите ежедневные оценки здоровья, наблюдайте за круговым поведением, неврологическими нарушениями, инфекциями ран и потерей веса.
5. Ожидаемый послеоперационный курс: в течение первых 48 часов мыши могут наблюдать снижение активности, лёгкую пилоэрекцию и потерю веса до 15% от предоперационного исходного уровня, за которым следует постепенное восстановление.
6. Анальгезия: Вводите мелоксикам (5 мг/кг, подкожно) один раз в день в течение 2–3 дней для облегчения боли и ускорения выздоровления.

8. Критерии оценки успешного создания модели животных

1. Мониторинг массы тела
   1. Взвешивайте мышей ежедневно и фиксируйте вес тела.
2. Клиническая оценка
   1. Ежедневно оценивайте клинические признаки, включая осанку и круговое поведение.
3. Биолюминесцентная визуализация
   1. Включите выключатели питания инструмента для съёмки и компьютера.
   2. Запустите программное обеспечение для анализа биолюминесцентной визуализации (версия 4.7.2) и нажмите «Initialize», чтобы инициализировать систему биолюминесценции.
   3. Во время инициализации индикатор статуса температуры на панели управления системы изображения загорается красным. Снимайте только после того, как индикатор температуры станет зелёным.
   4. Задержите мышам пищу и воду в течение 6 часов перед обследованием, чтобы предотвратить аспирацию во время анестезии.
   5. Подготовьте субстрат для визуализации в концентрации 10 мг/мл, защищённый от света на протяжении всей процедуры. Рассчитайте объём инъекции при 10 мкл/г массы тела.
   6. Фиксируйте мышь для съёмки. Очистите место инъекции в нижней левой части живота медицинским спиртом 75%.
   7. Используйте ватную палочку, чтобы аккуратно простимулировать брюшную стенку в месте инъекции, чтобы минимизировать риск попадания иглы в кишечник.
   8. После прокола брюшной стенки аккуратно аспирируйте для подтверждения отсутствия крови, затем медленно вводите субстрат для визуализации in vivo .
   9. Через 4 минуты 30 секунд после инъекции субстрата переведите мышь в камеру для анестезии.
   10. Индуцировать анестезию с помощью 3% изофлурана. После того как выпрямление и рефлексы щипания будут утрачены, уменьшите концентрацию изофлурана до 2% для поддержания.
   11. Поместите анестезированную мышь в камеру визуализации, убедившись, что носовой конус полностью закрывает рот и нос. Надёжно закройте дверь камеры съёмки.
   12. В панели управления системы изображения выберите режим «Люминесцентный». Установить время экспозиции на 60 секунд вручную. Выберите «Фотография», «Наложение» и «Сетка выравнивания».
   13. Установить поле зрения в D для съёмки трёх мышей. Отрегулируйте высоту изображения на 1,5 см. Выберите «Блок» для фильтра возбуждения и «Открыть» для фильтра излучения.
   14. Через 10 минут после инъекции подложки нажмите «Приобрети», чтобы запечатлеть изображение.
   15. После получения изображения перейдите в палитру инструментов и выберите «ROI Tools». Используйте инструмент «Круг», чтобы определить интересующую область (ROI), затем нажмите «Измерить ROI», чтобы получить количественные данные.
4. Гистологический анализ
   1. Собрать ткани мозга в конечном итоге эксперимента и подвергнуть их гистологическому анализу.
   2. Идентифицировать и подтвердить метастатические поражения с помощью окрашивания гематоксилина и эозина (H&E).

9. Гуманные конечные точки

1. Для обеспечения благополучия животных и соблюдения этических стандартов были установлены заранее определённые гуманные конечные точки как критерии немедленной эвтаназии.
2. Мышей эвтаназируют вдыханием углекислого газа (CO₂), после чего происходит вывих шейки матки как вторичный физический способ подтверждения смерти.
3. При возникновении любого из следующих состояний следует провести немедленную эвтаназию.
   1. Неврологические нарушения
      1. Моторная дисфункция: атаксия (неустойчивая походка, покачивание), круговые круги, паралич, гемипарез или тремор.
      2. Поведенческие или сознательные изменения — вялость, ступор или кома.
      3. Признаки повышенного внутричерепного давления: аномальная осанка (например, сутулость, указывающая на беспокойство) или наклон головы.
      4. Судороги: генерализованные или фокальные судороги.
   2. Изменения массы тела и физиологической функции
      1. Потеря веса свыше 20% или невозможность самостоятельно есть или пить из-за опухолевой нагрузки или сильной слабости.
      2. Одышка (задыхание или задыхание) или недержание мочи и кала.
   3. Статус опухоли
      1. Эксперимент немедленно прекращается, если обнаружена язва, инфекция или некроз, связанная с опухолью.
   4. Максимальная переносимая опухолевая нагрузка
      1. Мыши проходят биолюминесцентную визуализацию дважды в неделю.
      2. Когда внутричерепный сигнал опухоли переходит в экспоненциальную фазу роста (например, удваивается между двумя последовательными сессиями визуализации), неврологический мониторинг увеличивается до двух раз в день.
      3. Эвтаназия проводилась сразу после появления атаксии или судорог, независимо от значения сигнала биолюминесценции.

Результаты

Биолюминесцентная визуализация и количественный анализ
Следуя стандартизированному хирургическому протоколу, оптимизированная модель метастазирования в мозге у мышей демонстрировала стабильные внутричерепные биолюминесцентные сигналы на последовательных in vivo изображениях после операции. Непрерывная in vivo биолюминесцентная визуализация (рисунок 3A) и количественный анализ (рисунок 3B) в ...

Обсуждение

Надежные доклинические модели, точно воспроизводящие метастазы в мозге, необходимы для выяснения патофизиологических механизмов и оценки терапевтической эффективности. Традиционная модель инъекции внутрисонной артерии требует перевязки общей сонной артерии (ККА), что изменяет кровоток в мозге нефизиологическим образом, потенциально вызывая ипсилатеральное ишемическое повреждение и нарушая гематоэнцефалический барьер (БББ)9,11,15,...

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье

Имя	Компания	Каталожный номер	Комментарии
10-0 микрохирургическая шовная игла с иглой	Lingqiao	2650798	Микрохирургическая шовная нить для ремонта точки проколота общей сонной артерии
Микроспринцовка 100 мкл	Bolige Tools	100UL	Микроспринцовка для доставки опухолевых клеток во время импульсной блокировочной инъекции
Пипетка 100 мкл	Eppendorf	3123-000250	Пипетка для салфетного полива операционного поля
Инсулиновая шприцевая игла 32G 1 мл	Kindly	YY0497	Инсулиновая шприцевая иглы используется для создания начальной точки прокола артерии
Шовная нить из шелковицы 4-0	Ethicon	W501	Шовный материал для закрытия разреза на коже
Линейка опухолевых клеток груди 4T1	Получена из лаборатории Шэндиана Ван, Институт биофизики Китайской академии наук	CRL-2539	Линия опухолевых клеток, используемая для моделирования внутричерепной метастазирования в мозг
75% этанол	Annjet	Q/371402AAJ008	Дезинфицирующее средство для очистки места инъекции
Самцы C57BL/6J в возрасте 7–8 недель	Charles River Laboratories	1.10011E+17	Экспериментальные животные, используемые для модели метастазирования в мозг B16F10
Самки BALB/c в возрасте 8 недель	Charles River Laboratories	1.10011E+17	Экспериментальные животные, используемые для модели метастазирования в мозг 4T1
Пинцет с углубленным кончиком	Kewo Tools	—	Микрохирургический пинцет для диссекции тканей и манипуляций с сосудами
Линия клеток меланомы B16F10	Получена из лаборатории Шэндиана Ван, Институт биофизики Китайской академии наук	CRL-6475	Линия опухолевых клеток, используемая для моделирования внутричерепного метастазирования
Программное обеспечение для анализа биолюминесцентного исследования	Living Image (версия 4.7.2)	—	Программное обеспечение для анализа данных биолюминесцентного исследования
DMEM	Xigong Bio Tech	M1805	Среда для культуры клеток для поддержания опухолевых клеток
Энрофлоксацин (антибиотик)	MCE	HY-B0502	Антибиотик, используемый для профилактики инфекции после операции
Раствор эозинового Y	Beyotime	E301879	Гистологический реагент для эозинового окрашивания
Глазная мазь	Baiyunshan	H44023089	Офтальмологическая мазь для защиты глаз во время анестезии
Фетальный бычий сывороточный (FBS)	Pan Sera Tech	ST30-3302	Сывороточная добавка для среды культуры клеток
GraphPad Prism	Версия 4.7.2	—	Статистическое программное обеспечение для анализа кривых выживаемости и количественных данных
Раствор гематоксилина	Beyotime	C0105S	Гистологический реагент для гематоксилинового окрашивания
Изофлуран	H.F.Q. Biotechnology	101357015	Ингаляционный анестетик, используемый во время процедур визуализации
Система in vivo изображения IVIS Spectrum	Lumina Series III	—	Система изображения для in vivo биолюминесцентного исследования
Мелоксикам (обезболивающее средство)	Qilu Animal Health	150252467	Нестероидно-противовоспалительное средство, используемое для послеоперационной анальгезии
Микрохирургические ножницы	Kewo Tools	—	Микрохирургические ножницы для диссекции тканей
Микроскопический артериальный зажим	Zheyong Tools	200521	Микрососудистый зажим для временной окклюзии общей сонной артерии
Держатель игл	Jiangxin Tools	1420 20Cr13	Хирургический инструмент для работы с микрохирургическими швами
Параформальдегид (4%)	Zhongsheng Wanda Tech	20240411	Фиксирующее средство для сохранения ткани мозга перед гистологическим анализом
Пенициллин	Gibco	1758-9324	Антибиотик для культуры клеток
Раствор повйдона-иода	Sihuanpai	Q/PGSHW0009	Антисептический раствор для дезинфекции кожи перед операцией
Среда RPMI-1640	Xigong Bio Tech	12-115F	Среда для культуры клеток для роста опухолевых клеток
Миксеры Scilogex	Scilogex	MX-S	Вихревой миксер для гомогенизации суспензии опухолевых клеток
Индикатор стерилизации паром	3M-Comply	1322-24MM	Индикатор стерилизации для стерилизованных хирургческих инструментов
Стереомикроскоп	Olympus	SZ61	Микроскоп, используемый для визуализации в процессе микрохирургических процедур
Стер