$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
- Начните с пульсации дрозофилы под наркозом вместе с буфером в блендере, чтобы разбить мух на мелкие кусочки. Процедите смесь через сетку, чтобы удалить крупные части тела. Затем дайте яйцам утонуть, в то время как более крупные фрагменты останутся на поверхности и могут быть удалены.
Повторите этот процесс, используя меньшую сетку, чтобы удалить лишний мусор. Соберите яйца во флакон, и если яйца должны быть обработаны лекарством, сделайте это на этом этапе. Далее удалите жидкость и замените ее на фиксирующую. Добавьте гептан, чтобы помочь фиксатору проникнуть в оболочку, окружающую яйцеклетку.
Затем смойте фиксатор с помощью PBS. Чтобы окрасить ооциты, удалите защитные внешние мембраны, чтобы обеспечить проникновение антител. Нанесите ооциты пипеткой на матовую часть предметного стекла. Наденьте покровную накладку на яйца и осторожно скатайте ее вперед и назад, чтобы механически отделить хорион и вителлиновую оболочку от яйца. Теперь ооциты готовы к окрашиванию.
В примере протокола мы будем готовить ооциты в мейозе I для окрашивания и визуализации веретенообразного аппарата.
- Для начала предварительно разрежьте внутреннюю часть 5-миллилитровой пробирки и проведите пипетку Пастера с ПТБ, чтобы предотвратить прилипание ооцитов к поверхностям. Добавьте в блендер 100 миллилитров буфера Роба, а затем добавьте от 100 до 300 мух под наркозом и пульсируйте три раза в течение одной секунды.
Полученную кашицу отфильтруйте в стакан объемом 250 миллилитров через крупную сетку с порами около 1500 микрометров. Дайте фильтрату отстояться около двух минут, а затем аспирируйте верхний слой, удаляя как можно больше крупных частей тела. Снова отфильтруйте кашицу в стакан объемом 250 миллилитров через ячейку меньшего размера с размером пор 300 микрометров.
Промойте первый стакан с использованием дополнительного буфера в покрытой пипетке для сбора оставшихся ооцитов. Дайте суспензии отстояться в течение трех минут, а затем аспирируйте все, кроме нижних 10 миллилитров. Налейте как можно больше 10 миллилитров в покрытую покрытием 5-миллилитровую трубку. Дайте кашице отстояться около двух минут, а затем осторожно удалите жидкость.
Добавьте оставшиеся 10 миллилитров суспензии и дайте смеси снова отстояться, прежде чем удалить жидкость. Промойте все оставшиеся ооциты из стакана, используя дополнительный буфер в пипетке с покрытием. Дайте ополаскивателю отстояться в 5-миллилитровой пробирке в течение трех-пяти минут.
Чтобы зафиксировать яичники, сначала отсасывайте всю жидкость из тканей, и сразу же добавляйте 1 миллилитр смеси фикса. Поместите салфетки на нутатор на две с половиной минуты. Затем добавьте 1 миллилитр гептана, закрутите трубку на одну минуту, а затем дайте ооцитам отстояться еще на минуту.
Удалите всю жидкость из осевшей ткани, затем добавьте 1 миллилитр 1x PBS. Сделайте вихревой движением трубку в течение 30 секунд, а затем дайте ооцитам осесть в течение одной минуты. После этого удалите всю жидкость из тюбика и заполните его пятью миллилитрами 1x PBS.
Используя пипетку с покрытием, добавьте примерно от 500 до 1000 ооцитов на предметное стекло с матовым стеклом. Удалите все посторонние части тела или материал с помощью щипцов. Положите покровную салфетку поверх ткани и аккуратно скатайте ооциты, пока не будут удалены все оболочки. Хорошо работает проведение края покровного стекла по ооцитам. Периодически проверяйте ход удаления мембраны под микроскопом. Слишком большое давление разрушит ооциты.