$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
Возьмем срезы мозга гиппокампа мыши, содержащие нейроны CA3, инфицированные рекомбинантным вирусным вектором.
Вирусный геном экспрессирует активируемый светом канал, помеченный флуоресцентным репортером и микроРНК, которая подавляет экспрессию потенциал-зависимых кальциевых каналов.
Поместите срез в камеру записи в темных условиях. С помощью микроскопа определите флуоресцентные нейроны CA3.
Прикрепите записывающий электрод к нейрону CA1, который получает входные данные от инфицированных нейронов CA3. Разрыв мембраны для регистрации внутриклеточных ионных токов.
Применяйте ингибитор для блокирования тормозных нейротрансмиттерных рецепторов, разрешая подавать только возбуждающие сигналы.
Используя световые импульсы, стимулируйте активируемые светом каналы в инфицированных нейронах CA3, генерируя потенциалы действия.
У неинфицированных мышей потенциал действия активирует потенциал-зависимые кальциевые каналы, вызывая приток ионов кальция, который запускает высвобождение нейротрансмиттеров. Нейротрансмиттеры запускают возбуждающие постсинаптические токи, или EPSC, в нейронах CA1.
У инфицированных мышей опосредованное микроРНК уменьшение потенциал-зависимых кальциевых каналов приводит к ингибированию EPSC.
Для этого протокола используйте животное, которому за 15 дней до этого или дольше был введен rAAV1/2 в мозг, согласно ранее опубликованному протоколу Cetin и компании. Изолируйте мозг и сделайте острые срезы мозга с помощью вибратома и газообразного ледяного аКСФ.
Соберите срезы интересующей области и сведите к минимуму их воздействие света, чтобы избежать активации оптогенетического зонда. Дайте ломтикам восстановиться в течение 30 минут при 37 градусах Цельсия в той же АКСН. Используйте камеру, специально предназначенную для удержания срезов мозга. Затем верните ломтики до комнатной температуры, где они останутся здоровыми в течение шести-восьми часов.
Чтобы продолжить, перенесите срез в записывающую камеру и супер-расплавьте его с концентрацией в два миллилитра в минуту aCSF. Далее кратко проверьте сигнал выраженного флуоресцентного репортера, чтобы выяснить локализацию и интенсивность инфекции. Затем заполните патч-электрод внутриклеточным раствором.
Теперь, под инфракрасным излучением, получите плотно закрытую конфигурацию целой клетки на нейроне, который получает синаптические входы от инфицированных нейронов. Сопротивление серии можно оставить некомпенсированным, но оно должно быть постоянным и низким. Например, если пирамидальные нейроны CA3 были инфицированы, патч на пирамидальных нейронах находится в проксимальном и медиальном тракте области CA1.
Когда клетки начинают выглядеть сморщенными или опухшими, когда заплатка становится затруднительной или патчи нестабильны, то выбранные срезы недостаточно длинные, здоровые для записи.
Затем используйте фармакологию для выделения исследуемых синаптических токов. Например, если целью является исследование возбуждающей синаптической передачи, заблокируйте тормозящую синаптическую передачу, добавив бикукулин в ванну.
Затем вызовите синаптические токи, такие как возбуждающие постсинаптические токи, с помощью 473-нанометрового синего лазера, соединенного с оптическим волокном, расположенным на соматах инфицированных нейронов. Не направляйте лазер на аксоны нейрона.
Например, не стоит проливать свет на коллатерали Шаффера. Прямая деполяризация аксонов нежелательна. Затем отрегулируйте длину стимуляции до минимума, чтобы снизить вероятность вызова более одного потенциала действия за один световой импульс.
Затем уточните интенсивность лазера, чтобы вызвать небольшой, но четко обнаруживаемый синаптический ток. Например, для возбуждающей синаптической передачи между пирамидальными нейронами CA3 и CA1 отрегулируйте интенсивность лазера так, чтобы она вызывала синаптические токи со скоростью от 20 до 50 пикоампер.