Introduction
Enteriske vira er en forskelligartet gruppe af virus, der inficerer det menneskelige tarmsystem og som overføres via det fækale-oral vej. Disse vira indtaste overfladevand og grundvand gennem rensningsanlæg og septiktanke spildevand, forkert konstrueret eller brudt septiktanke, brudte kloakledninger, overløb og andre point og diffuse kilder 1-4. Menneskelige infektioner og sygdomme fra vandbårne virus ske via forbrug af forurenet eller utilstrækkeligt desinficeret vand eller gennem rekreative vand kontakt. symptomer kan indebære mild til svær gastroenteritis sygdom; conjunctivitis; feber; øvre respiratorisk distress; hånd, mund- og klovsyge; myocarditis; aseptisk meningitis; encephalitis; lammelse; sepsis 5-8, og død 9,10.
USEPA Method 1615 giver en procedure til at måle infektiøse enteriske viruspartikler i miljø- og drikke vand. Disse farvande kan indeholde enblanding af infektiøse og ikke-infektiøse virioner, men kun de infektiøse partikler udgør en potentiel sundhedsrisiko. Infektiøse viruspartikler mister infektivitet over tid i miljø- og drikke vand fra tab af protein capsid integritet, beskadigelse nukleinsyrer grundet UV-stråling fra sollys, og skader på grund af eventuelle desinfektionsmidler, der kan være til stede 11-13. Den samlede virus procedure dyrkbar tilvejebragt i fremgangsmåden er baseret på produktion af cytopatiske virkninger (CPE) i Buffalo Green Monkey nyre (BGM) cellelinie. Denne cellelinie blev valgt på grund af den udbredte anvendelse i den miljømæssige virologi felt 14,15, selv om udvalget af infektiøse virustyper detekterede er begrænset primært til visse enterovirus 15. Formålet med dette dokument er at beskrive metode 1615 procedurer til eluering af fem-tommer elektropositiv patronfiltre, sekundær koncentration, og måling af de samlede dyrkbare vira. En evaluering afsamlede fremgangsmåde er beskrevet i Cashdollar et al. 16.
Protocol
BEMÆRK: Se venligst supplerende materialer sektion S1 for en liste over definitioner. De QA procedurer i forbindelse med USEPA Method 1615 er beskrevet i supplerende materiale sektionen S2.
1. Filter Eluering Procedure
- Første Eluering
- Anbring 500 ml pufret 1,5% oksekødekstrakt, pH 9,0, opvarmet til stuetemperatur i en gradueret cylinder. Åbn filterpatronhuset og tilføje en tilstrækkelig mængde kødekstrakt at dække elektropositive filter fuldstændigt. Sæt låg filterhuset og hæld den resterende oksekød ekstrakt i en steril bæger.
- Efter 1 min kontakttid, passerer okseekstrakt opløsning i huset sammen med, at der forbliver i den sterile bægerglas langsomt gennem filteret ved anvendelse af en trykbeholder eller peristaltisk pumpe. Eluatet opsamles i en 2 L bægerglas.
- Anden eluering
- Gentag trin 1.1 Brug af en ekstra 500 ml bufferet oksekød ekstrakt 1,5%, Men forøge kontakttiden i trin 1.1.2 til 15 min.
- Tilsæt kødekstrakt fra den anden eluering til 2 L bægerglas indeholdende den fra den første eluering. Tilføj en steril omrører til bægerglasset.
2. Økologisk Flokkulering Koncentration Procedure
- Sterilisere en kombination-typen pH elektrode med 0,525% natriumhypochlorit i mindst 5 min. Skyl elektroden med sterilt dH2O og derefter dechlorinate med 0,05 M natriumthiosulfat. PH-meteret kalibreres ved hjælp pH 4 og 7 standarder.
- Anbring bægerglasset indeholdende eluatet på en omrøringsplade. Slå på pladen og øge omrøringshastigheden indtil en hvirvel er dannet.
- Indstil pH af eluatet til 3,5 ± 0,1 langsomt ved dråbevis tilsætning af 1,2 M HCl til eluatet. Tilsæt HCI dråbevis fordi hurtig tilføjelse vil inaktivere virus. I dette tidsrum eluatet bliver uklar som et bundfald begynder at dannes.
- Reducer blande speed til en langsom omrører og derefter fortsætte med at overvåge og opretholde pH af eluatet ved 3,5 ± 0,1 ved stuetemperatur i 30 min.
- Hæld udfældede kødekstrakt suspension i en eller flere centrifugeflasker og centrifugeres i 15 minutter ved 2.500 xg ved 4 ° C. Fjern flaskerne fra centrifugen og enten aspirat eller langsomt dekanter supernatanten for at forhindre tab af det pelleterede præcipitat. Supernatanten kasseres.
BEMÆRK: Der kan være betydelig variation blandt oksekød ekstrakt partier i mængden og kvaliteten af bundfaldet. Den er fremstillet af nogle partier bundfald opløses hurtigt, mens der fra andre partier opløses med besvær. - 30 ml af 0,15 M natriumphosphat til centrifugen flaske indeholdende bundfaldet.
- Bruge 0,15 M natriumphosphat, pH 9,0 for bundfald fra kødekstrakt partier, der opløses inden for 5 min. Omrør i 10 minutter efter at bundfaldet er fuldstændigt opløst, og derefter straks gå til trin 2.7.
- Bruge 0,15 M natriumphosphat, pH 7,0-7,5 for alle andre præcipitater. Omrør i 10-15 min for at opløse, eller for mere vanskelige præcipitater, bryde dem op med en steril spatel, ved gentagne gange at trække opløsningen op og ned under omrøring med en pipette, ved at ryste bundfaldet ved 160 rpm på en orbitalryster, eller ved en kombination af disse procedurer.
BEMÆRK: Når der anvendes mere end én centrifugeflaske, kombinere præcipitaterne anvender mindre end 30 ml natriumphosphat og derefter bruge den resterende del af de 30 ml for at skylle flaskerne efter kombination præcipitaterne i en flaske eller bægerglas. - Hvis den kombinerede bundfald er i en fladbundet centrifuge-flaske, tilføje en omrørerstav til flasken. Gå til trin 2.6.5.
- Hvis den kombinerede bundfald er i en centrifuge-flaske med en konisk bund, overføre den til en lille glasbæger og tilføje en omrører til bægerglasset.
- Placer flasken eller bæger på en magnetomrører, og rør, til PRecipitate er fuldstændig opløst.
- Re-sterilisere en kombination typen pH elektrode med 0,525% natriumhypochlorit og dechlorinate med 0,05 M natriumthiosulfat som beskrevet i trin 2.1. PH-meteret kalibreres ved hjælp pH 7 og 10 standarder. Langsomt justere pH af den fuldstændig opløst bundfald til 9,0 med 1 M NaOH og derefter omrøres i 10 minutter.
- Fjern omrører og centrifugere det opløste bundfald i 10 minutter ved 4.000-10.000 xg og 4 ° C.
- Hæld forsigtigt supernatanten i et bægerglas uden at forstyrre pelleten. Tilføj en omrører til bægerglasset og kassere pillen.
- Bægerglasset anbringes på en magnetisk omrører og omrør opløsningen. Tilsæt 1,2 M HCI dråbevis at justere pH til 7,0-7,5.
- Filtersteriliser supernatanten ved passage gennem en steriliserende filter, der indeholder en forfilter, der er blevet forbehandlet med 15 ml 1,5% oksekødekstrakt, 0,05 M glycin, pH 7,0-7,5.
- Assay Sample Volume (S) beregninger:
- Brug ligning 1 til beregning af S for alle prøver undtagen Lab Fortified Blank og Lab reagens Blank,
ligning 1
hvor D (Volumen af Original vandprøve analyseres) er 500 L for grundvand, TSV (Total Prøvevolumen) er rumfanget af feltet prøve passeret gennem 5-tommer elektropositiv patronfilter, laboratoriet modtager, og FCSV (Final Koncentreret Prøvevolumen) er volumenet efter filtrering i trin 2.10. Et eksempel er vist i supplerende materialer Afsnit s4.1. - Beregn S for Lab Fortified Blank (LFB, dvs. en positiv kvalitetskontrol ved hjælp seedet reagenskvalitet vand) og Lab reagens Blank (LRB, dvs. en negativ kvalitetskontrol ved hjælp af reagenskvalitet vand) ved at multiplicere FCSV med 0,3.
- Brug ligning 1 til beregning af S for alle prøver undtagen Lab Fortified Blank og Lab reagens Blank,
- Opdel FCSV i three delprøver.
- Forbered delprøver 1 og 2 med en mængde svarende til 1,04 gange den Assay Prøvevolumen. Frys disse delprøver på eller under -70 ° C, hvis de ikke kan analyseres ved hjælp af den samlede dyrkbar virus assay (delprøve 1, trin 4) eller behandles til de molekylære assays (ikke vist) inden 24 timer; ellers hold ved 4 ° C.
- Frys det resterende volumen (delprøve 3) ved eller under -70 ° C.
- Beregn podevolumen ved at dividere S med 10.
ligning 1 3. Total dyrkbar Virus kvantale Assay
BEMÆRK: For alle trin altid tilføje løsninger omhyggeligt for at undgå at forstyrre cellemonolaget.
- Dekanteres eller aspirere medier fra testbeholdere indeholdende et monolag af BGM celler på 3-6 dage efter opdeling og derefter tilføje et volumen på balanceret saltopløsning svarende til medierne fjernet.
- Dekanteres eller aspireres balancerede saltopløsning fra cellekulturen test fartøjer, der anvendes, og derefter pode de cellekultur testkarrene
- Podes 10 testbeholdere for hver prøve med et volumen på delprøve 1 lig med podevolumen sammen med de samlede dyrkbar virus kvantale analysekontroller (supplerende materiale sektion S2.4).
- For LFB og Lab Berigede prøvematrixen (LFSM, altså podet vand matrix prøve), forberede 5-, 25-, og 125-fold fortyndinger ved hjælp delprøve 3 og 0,15 M natriumphosphat, pH 7,0-7,5 som et fortyndingsmiddel. Et eksempel på en fremgangsmåde til fremstilling af fortyndinger findes i supplerende stoffer, afsnit S3. Podes 10 vaskede cellekultur test fartøjer for hver fortynding serie ved hjælp af en podevolumen på hver test fartøj ud over de fartøjer podet med ufortyndet delprøve 1 i trin 3.2.1.
- For enhver prøven fra trin 3.2.1 (bortset podet i trin 3.2.2), der har CPE i alle 10 gentagelser efter 14 dages inkubation (se trin 3.3), præstudse 5-, 25-, og 125, og 625-folds fortyndinger af delprøve 3. Inokulér 10 vaskede cellekultur testbeholdere for hver fortynding serie ved hjælp af en podevolumen på hver test beholder sammen med et nyt sæt af den samlede dyrkbar virus kvantalt analysekontroller (supplerende materiale sektion S2.4).
- Fordel inokulum over overfladen af cellemonolagene ved at vippe skibene frem og tilbage. Inkubér testbeholderne ved stuetemperatur i 80-120 minutter på en mekanisk vuggende platform på 1-5 svingninger / min eller med rokkende af skibene hver 15-20 min for at tillade nogen virus til stede for at adsorbere til cellerne.
- Tilføj forvarmet vedligeholdelse medium og derefter inkuberes testbeholderne på 36,5 ± 1 ° C.
- Kig efter fremkomsten af CPE i hver testbeholder ved hjælp af et mikroskop dagligt i de første 3 d og derefter undersøge dem hver 2-3 dag op til dag 14. Overførsel eventuelle testbeholdere, der viser ≥75% CPE til en fryser indstillet på ellerunder -70 ° C. Frys alle resterende kulturer og de samlede dyrkbar virus kvantale analysekontroller på eller under -70 ° C efter at have undersøgt de fartøjer, på den sidste dag.
- Optø alle kulturer og filter ≥15% af mediet fra hver CPE-positiv test fartøj gennem et 0,2 um steriliserende filter. Hvis den angivne mængde ikke kan føres gennem filteret på grund af tilstopning, centrifugeres mediet i 10 minutter ved 1,500-18,000 xg og 4 ° C før filtrering.
- Udfør en anden passage af alle 1 st passage test fartøjer, der anvender vaskede BGM testkarrene.
- Podes de nye test fartøjer med en podning volumen, der repræsenterer 10% af den optøede medium fra alle negative testbeholdere og fra den filtrerede medium fra positive skibe.
- Gentag trin 3.2.4-3.4.3, men fryse nogen test skib, der var negativ på 1. passage og positiv på 2. som beskrevet i trin 3.3. Udfør en 3. passalder som beskrevet for 2 nd passage ved hjælp af kun de negative analysekontroller og cellekulturer, der var negativ i 1. passage og positiv i 2. passage.
- Identificere individuelle test fartøjer som virus positive, når de viser CPE i både 1. og 2. passager eller, i det tilfælde, hvor CPE ikke forekommer indtil 2. passage, i både 2. og 3. passager.
- Brug USEPA s Most Probable Number Lommeregner med standardprogramindstillinger indstillet som vist i tabel S2 at beregne virus titre af alle prøver.
- Indtast antallet af virus positive replikere testbeholdere fra trin 3.6 for hver prøve i regnemaskinen til at bestemme MPN / ml (M ml) og den øverste (CL UML) og nedre (CL LML) 95% konfidensgrænser / ml værdier .
- Obtain MPN / L-værdien (M L) af den tilsvarende testprøve anvendelse af ligning 2.
ligning 2
M mL er MPN / ml værdi i trin 3.7, S er Assay Prøvevolumen, og D er Volumen af Original vandprøve analyseres. - Beregn den øvre konfidensgrænse / l ved at erstatte CL UML værdi for M mL værdi. Beregn den nedre konfidensgrænse / l ved at erstatte CL LML værdi for M mL værdi. beregningseksempel En fremgår supplerende materialer Afsnit S4.2.
- Rapport M ml værdier på 0 som ≤ 1 / D. For eksempel ≤ 0,002 MPN / L (≤ 1/500 L) for grundvandsprøver.
- Beregn MPN og 95% konfidensgrænse værdier for hver Lab Berigede Blank og Lab Reagent Blank ved først at gange værdierne / ml opnået i lommeregneren med S og derefter dividere resultatet med 0,3.
ligning 2 Representative Results
Virus blev koncentreret fra kilden grundvandet af tre drikkevand rensningsanlæg og en privat brønd ved hjælp elektropositive filtre. To prøvesæt, der består af et felt prøve og LFSM kontrol, blev indsamlet fra rensningsanlæg på separate lejligheder, og en prøve sæt blev indsamlet fra private brønd. Samlet virus opsving blev bestemt ved anvendelse LFSM prøver fra to af de planter og den private brønd (to prøver fra en plante og en prøve fra en anden blev udelukket fra beregningen, fordi MPN værdien af frøene bruges med hver prøve ikke kunne bestemmes nøjagtigt på grund unormale CPE resultater blandt replikere kolber). Mean poliovirus nyttiggørelse fra grundvandsprøver gennemsnit 58% med en variationskoefficient på 79% (figur 2) 16. Ingen dyrkbar virus blev påvist i nogen af de dobbelte upodede grundvand feltprøver.
Metode ydeevne også blev målt ved hjælp af LFB ssempler modificeret ved anvendelse af to forskellige frø niveauer. En "lav" titer på 300 MPN af poliovirus blev anvendt til at evaluere ydeevne på niveauer mindre end "standard" 500 MPN LFB anvendte niveau i USEPA Method 1615. En "høj" titer på 1.000 MPN af poliovirus blev anvendt til at teste ydeevnen ved niveau af LFSM kontrol. Disse kontroller udføres på samme måde med en gennemsnitlig tilbagebetaling af 111% og en variationskoefficient på 100% (figur 2). Alle LRB prøver var negative, og alle LFB prøver udføres inden accept interval (supplerende materiale Tabel S1).
Figur 1. Filter Eluering. En skematisk for anvendelse af et tryk beholder til patronfilter eluering er vist. Positivt lufttryk anvendes til at skubbe kødekstrakt opløsning i trykbeholderen gennem patronhuset conindeholder det elektropositive patronfilter. En peristaltisk pumpe kan anvendes i stedet for trykbeholderen, med indløbet af pumpen er anbragt i beholderen, der holder kødekstrakt opløsning.
Figur 2. Mean Poliovirus Recovery (%) fra Ground og vand af reagenskvalitet. Den gennemsnitlige procent opsving er vist for poliovirus fra jorden ( 
; n = 4) og reagenskvalitet vand ( 
; n = 12) prøver. De tolv reagenskvalitet vandprøver inkluderet seks podet med 300 MPN og seks podet med 1.000 MPN af poliovirus. Fejl- søjler repræsenterer standardafvigelse.
Discussion
USEPA Method 1615 blev udviklet til brug under ureguleret Kontaminant Overvågning forordning tredje overvågningsperiode (UCMR3) 17 og designet primært til at måle virus forekomst i grundvandet. Den deler en række fælles skridt med Information Collection Rule (ICR) metode, 15,18, men har to mindre forskelle. Begge bruger kvantale analyser til at måle virus, der producerer CPE på BGM cellemonolag med kvantificering er baseret på mest sandsynlige nummer (MPN) beregninger. Fremgangsmåde 1615 tillader anvendelse af en nyere elektropositiv filter til koncentrering virus fra forskellige vand matricer og reducerer antallet af cellekultur testbeholder replikater pr fortynding fra 20 til 10. Begge mindre ændringer reducere de samlede omkostninger metode. Reduktionen i antallet af replikater reducerer arbejdskraft, men resulterer i en lidt lavere detektionsgrænse. Selvom forventes grundvand at have lavere koncentrationer af virus end overfladevand, 19,20 the mængde prøve analyseret er fem gange større end overfladevand, kompenserer delvist for forskellene. Brugen af færre gentagelser vil være tilstrækkelig for de fleste overfladevand, men nogle vil kræve prøve fortynding.
Metode 1615 har flere kritiske trin og begrænsninger. Oksekød ekstrakter varierer fra parti til parti. Hvert parti skal testes for effektiviteten af virus eluering og kapaciteten for virus koncentration gennem de sekundære koncentrering som beskrevet er supplerende materiale sektion S2.3. Den metode bruger præcise formler for beregning af prøven for at pode på BGM cellekulturer og til at bestemme virustitere. Unøjagtige resultater vil blive genereret, hvis disse formler ikke strengt følges. Korrekt aseptisk teknik skal anvendes til opretholdelse af cellekulturer. Inficerede BGM cellekultur, der viser nød i løbet af 14-dages inkubationstid sandsynligvis indikerer problemer med vedligeholdelse cellekultur. Stor omhu skal også være taken under pipettering trin involveret med podning af og mellemstore tilføjelse til celle kultur flasker for at undgå krydskontaminering. De kvalitetskontrol, der er beskrevet i supplerende materialer Afsnit S2 skal være strengt følges. Afsnit S2 giver også råd om fejlfinding for kvalitetsproblemer.
Den primære mekanisme for virusadsorption til elektropositiv filtre er en afgift interaktion relateret til styrken af den positive ladning på filteret og styrken af virus 'negative ladning relateret til dets isoelektriske punkt, og pH af vandet, der testes 21. Eluering fra filtre også påvirkes af styrken af disse interaktioner. Fordi de varierer blandt virustyper og selv blandt stammer af samme type, eluering fra filtrene ikke er ensartet. Det betyder, at ethvert resultat kan undervurdere det faktiske niveau af virus til stede i vandmiljøet. Brugen af den fælles BGM cellelinje undervurderer også virus forekomst. Serienaf enterisk virus, der kan producere CPE i denne cellelinie primært er begrænset til poliovirus og Enterovirus B Art serotyper samt nogle reovira 14,15,22. vil ikke blive opdaget andre infektiøse virustyper.
Poliovirus inddrivelser fra jorden og reagens kvalitet farvande mødte USEPA Method 1615 kriterier ydeevne acceptkriterier for både Performance Evaluation (PE, dvs. seedet reagenskvalitet vandprøver med titre ukendte til en analytiker, der bruges til at evaluere resultaterne af analytikeren før starten af en undersøgelse) og LFB prøver (supplerende materiale tabel S1). Den 58% genvinding fra grundvand under anvendelse af proceduren kultur er den samme som rapporteret af andre, der bruger ledningsvand 23,24. Den gennemsnitlige genvinding fra LFB prøver af 111% med en variationskoefficient (CV) på 100% mødte også kriterierne metode ydeevne accept, selvom de er højere end observeret til PE prøver during af ICR. ICR betyde sammenlignende opsving var 56% med en variationskoefficient (CV) på 92%, mens gennemsnitlige intralaboratorie inddrivelser varierede fra 36 til 85% (CV 58-131%, upublicerede data fra ICR PE-databasen). Højere genfindelse blev observeret i denne undersøgelse for lav frø LFB prøver end for højere frøprøver (122 versus 42%). På det tidspunkt, at ICR blev planlagt, var det forventet, at PE-prøver, der modtager lave frø værdier ville have lavere opsving, der får høje frø. Svarende til den observeret her for LFB prøverne, poliovirus recovery for ICR PE prøver var 71% (CV 100%), 54% (CV 69%), og 44% (CV 71%) for frø værdier ≤300 MPN, 300- 1.500 MPN, og> 1.500 MPN hhv.
Der er mange metoder til måling infektiøs virus i vandprøver 25. Denne metode er betydelig i forhold til andre metoder i grad af standardisering. Standardiseringen omfatter ikke kun kvalitet og ydeevne kontrol,men også bruger definerede mængder og formler til at sikre, at alle analyselaboratorier udføre metoden identisk. Uden standardisering, er det vanskeligt at sammenligne resultater på tværs af laboratorier, og derfor standardisering er afgørende, når der udføres omfattende undersøgelser i flere analyselaboratorier store. Med den indbyggede standardisering denne metode kunne udvides i fremtiden til at omfatte yderligere virustyper og cellelinier. Forskning er i gang for at levere data for optagelse af adenovirus i metoden.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Beef extract, desiccated powder | BD Bacto | 211520 | |
| Cryogenic tubes | Thermo Fisher | 3775/945373 | |
| Hank’s balanced salt solution | Invitrogen | 14170-112 | |
| Mechanical rocking platform | Daigger | EF4907G | |
| Orbital shaker | Thermo Fisher | 14-285-729 | |
| Sterilizing filter with prefilter | VWR | 28143-295 | |
| Sterilizing syringe filter | Corning | 431219 | |
| pH Standards | Sigma-Aldrich | 33643, 33646, 33648 | |
| MEM | Sigma-Aldrich | M1018 or M4642 | |
| Leibovitz L-15 | Sigma-Aldrich | L4386 | |
| Sodium bicarbonate, 7.5% | Sigma-Aldrich | S8761 | |
| Fetal bovine serum | Invitrogen | 10082-139 | |
| Antibiotic-Antimycotic | Life Technologies | 15240-062 | |
| Trypsin, EDTA | Invitrogen | 25200072 |
References
- Bradbury, K. R., et al. Source and transport of human enteric viruses in deep municipal water supply wells. Environ. Sci. Technol. 47 (9), 4096-4103 (2013).
- Aslan, A., Xagoraraki, I., Simmons, F. J., Rose, J. B., Dorevitch, S. Occurrence of adenovirus and other enteric viruses in limited-contact freshwater recreational areas and bathing waters. J. Appl. Microbiol. 111 (5), 1250-1261 (2011).
- Begier, E. M., et al. An outbreak of concurrent echovirus 30 and coxsackievirus A1 infections associated with sea swimming among a group of travelers to Mexico. Clin. Infect. Dis. 47 (5), 616-623 (2008).
- Anderson, A. D., et al. A waterborne outbreak of Norwalk-like virus among snowmobilers-Wyoming, 2001. J. Infect. Dis. 187 (2), 303-306 (2003).
- Glass, R. I., Parashar, U. D., Estes, M. K. Norovirus gastroenteritis. N.Engl.J. Med. 361 (18), 1776-1785 (2009).
- Khetsuriani, N., Lamonte-Fowlkes, A., Oberst, S., Pallansch, M. A. Enterovirus surveillance--United States. MMWR Surveill. Summ. 55 (8), 1-20 (2006).
- Sawyer, M. H. Enterovirus infections: diagnosis and treatment. Semin. Pediatr. Infect. Dis. 13 (1), 40-47 (2002).
- Abzug, M. J. The enteroviruses: an emerging infectious disease? The real, the speculative and the really speculative. Hot Topics in Infection and Immunity in Children. Finn, A., Pollard, A. J. , Springer. (2008).
- Harris, J. P., Edmunds, W. J., Pebody, R., Brown, D. W., Lopman, B. A. Deaths from norovirus among the elderly, England and Wales. Emerg. Infect. Dis. 14 (10), 1546-1552 (2008).
- Ho, M., et al. An Epidemic of Enterovirus 71 Infection in Taiwan. New England J. Med. 341 (13), 929-935 (1999).
- Bae, J., Schwab, K. J. Evaluation of murine norovirus, feline calicivirus, poliovirus, and MS2 as surrogates for human norovirus in a model of viral persistence in surface water and groundwater. Appl. Environ. Microbiol. 74 (2), 477-484 (2008).
- Ward, R. L., Knowlton, D. R., Winston, P. E. Mechanism of inactivation of enteric viruses in fresh water. Appl. Environ. Microbiol. 52 (3), 450-459 (1986).
- Kahler, A. M., Cromeans, T. L., Roberts, J. M., Hill, V. R. Effects of Source Water Quality on Chlorine Inactivation of Adenovirus, Coxsackievirus, Echovirus, and Murine Norovirus. Appl. Environ. Microbiol. 76 (15), 5159-5164 (2010).
- Dahling, D. R., Wright, B. A. Optimization of the BGM cell line culture and viral assay procedures for monitoring viruses in the environment. Appl. Environ. Microbiol. 51 (4), 790-812 (1986).
- Fout, G. S., Schaefer, F. W., Messer, J. W. 3rd, Dahling, D. R., Stetler, R. E. EPA/600/R-95/178. ICR Microbial Laboratory Manual. , U.S. Environmental Protection Agency, I. (1996).
- Cashdollar, J. L., et al. Development and Evaluation of EPA Method 1615 for Detection of Enterovirus and Norovirus in Water. Appl. Environ. Microbiol. 79 (1), 215-223 (2013).
- USEPA. 40 CFR Parts 141 and 142 Revisions to the Unregulated Contaminant Monitoring Regulation (UCMR3) for Public Water Systems Final Rule. Federal Register. 77 (85), 26072-26101 (2012).
- USEPA. 40 CFR Part 141 National Primary Drinking Water Regulations: Monitoring Requirements for Public Drinking Water Supplies; Final Rule. Federal Register. 61 (94), 24353-24388 (1996).
- Shaw, S., Regli, S., Chen, J. Virus occurrence and health risks in drinking water . Information Collection Rule Data Analysis. McGuire, M. J., McLain, J. L., Obolensky, A. , AWWA Research Foundation and American Water Works Association. 437-462 (2002).
- Lieberman, R. J., et al. Microbial monitoring of vulnerable public groundwater supplies. , American Water Works Association. Denver, CO. (2002).
- Lukasik, J., Scott, T. M., Andryshak, D., Farrah, S. R. Influence of salts on virus adsorption to microporous filters. Appl. Environ. Microbiol. 66 (7), 2914-2920 (2000).
- Sedmak, G., Bina, D., MacDonald, J. Assessment of an enterovirus sewage surveillance system by comparison of clinical isolates with sewage isolates from milwaukee, wisconsin, collected august 1994. Appl. Environ. Microbiol. 69 (12), 7181-7187 (2003).
- Ikner, L. A., Soto-Beltran, M., Bright, K. R. New method using a positively charged microporous filter and ultrafiltration for concentration of viruses from tap water. Appl. Environ. Microbiol. 77 (10), 3500-3506 (2011).
- Karim, M. R., Rhodes, E. R., Brinkman, N., Wymer, L., Fout, G. S. New electropositive filter for concentrating enteroviruses and noroviruses from large volumes of water. Appl. Environ. Microbiol. 75 (8), 2393-2399 (2009).
- Cashdollar, J. L., Wymer, L. Methods for primary concentration of viruses from water samples: a review and meta-analysis of recent studies. J Appl Microbiol. 115 (1), 1-11 (2013).
