Introduction
Enteriske virus er en sammensatt gruppe av virus som infiserer den menneskelige tarmsystemet og som overføres via fekal-oral rute. Disse virusene angi overflatevann og grunnvann gjennom kloakkrenseanlegg og septik tank utslipp, feil utformet eller ødelagte septiktanker, ødelagte kloakknettet, kombinert kloakk renner over, og andre punkt og ikke-punktkilder 1-4. Menneske infeksjoner og sykdom fra vannbårne virus skje via inntak av forurenset eller ikke tilstrekkelig desinfisert vann eller gjennom rekreasjons vann kontakt. Sykdomssymptomer kan medføre mild til alvorlig gastroenteritt; konjunktivitt; feber; øvre luft nød; hånd-, fot- og munnsykdom; myokarditt; aseptisk meningitt; encefalitt; lammelse; sepsis 5-8, og død 9,10.
USEPA Metode 1615 gir en prosedyre for å måle smittsomme tarmviruspartikler i miljø- og drikke vann. Disse vannene kan inneholde enblanding av infeksiøse og ikke-infeksiøse virioner, men bare de infeksiøse partikler utgjør en potensiell helsefare. Infeksiøse viruspartikler miste infektivitet over tid i miljø- og drikke vann fra tap av protein kapsid integritet, skade på nukleinsyrene på grunn av UV-stråling fra sollys, og skade på grunn av eventuelle desinfeksjonsmidler som kan være til stede 11-13. Den totale dyrkbare virus prosedyre gitt i fremgangsmåten er basert på produksjon av cytopatiske effekter (CPE) i Buffalo Green Monkey nyre (BGM) cellelinje. Denne cellelinje ble valgt på grunn av dens utbredte anvendelse i miljø virologi feltet 14,15, selv om omfanget av infeksiøse virustyper som detekteres er begrenset først og fremst til visse enterovirus 15. Hensikten med denne artikkelen er å beskrive metode 1615 prosedyrer for eluering av fem-tommers electro kassett filtre, sekundær konsentrasjon, og måling av totale dyrkbare virus. En evaluering avgenerelle metode er beskrevet i Cashdollar et al., 16.
Protocol
MERK: Se supplerende materialer, seksjon S1 for en liste over definisjoner. QA prosedyrer knyttet USEPA Method 1615 er beskrevet i supplerende materialer, seksjon S2.
1. Filter Elution Prosedyre
- først Elution
- Plasser 500 ml bufret 1,5% kjøttekstrakt, pH 9,0, ble oppvarmet til romtemperatur i en gradert sylinder. Åpne filterpatron bolig og legge til en tilstrekkelig mengde kjøttekstrakt å dekke electro filter helt. Sett på filterhuset lokket og hell den gjenværende kjøttekstrakt i en steril beger.
- Etter 1 min kontakttid, passerer kjøttekstrakt-løsning i huset sammen med den igjen i sterilt begerglass langsomt gjennom filteret ved hjelp av en trykkbeholder eller peristaltisk pumpe. Samle eluatet inn i en 2 liters glassbeger.
- Second eluering
- Gjenta trinn 1.1 bruker ytterligere 500 ml bufret 1,5% kjøttekstrakt, Men øke kontakttiden i trinn 1.1.2 til 15 min.
- Tilsett kjøttekstrakt fra den andre eluering med 2 liter begerglass innehold at fra den første eluering. Legg en steril rørepinne til beger.
2. Organisk Flokkulering Konsentrasjon Prosedyre
- Sterilisere en kombinasjonstype-pH-elektrode med 0,525% natrium-hypokloritt i minst 5 min. Skyll elektroden med sterilt dH 2 O og deretter deklorere med 0,05 M natriumtiosulfat. Kalibrere pH-meter ved bruk av pH 4 og 7 standarder.
- Plasser begeret inneholder eluatet på oppsikt plate. Slå på platen og øke omrøringshastigheten til en virvel dannes.
- Juster pH-verdien av eluatet til 3,5 ± 0,1 ved sakte dråpevis tilsetning av 1,2 M HCl til eluatet. Legg HCl dråpevis fordi raske tillegg vil inaktivere virus. I løpet av denne tiden ble eluatet blir uklar som et bunnfall begynner å dannes.
- Reduser blande speed til en langsom røre og deretter fortsette å overvåke og opprettholde pH-verdien i eluatet ved 3,5 ± 0,1 ved romtemperatur i 30 min.
- Hell den utfelte kjøttekstrakt suspensjon i ett eller flere sentrifugeflasker og sentrifuger i 15 minutter ved 2500 xg ved 4 ° C. Fjerne flaskene fra sentrifugen og enten aspireres eller langsomt dekanter supernatanten for å hindre tap av den pelleterte bunnfall. Kast supernatanten.
MERK: Det kan være stor variasjon blant beef extract mange i kvantitet og kvalitet på bunnfallet. Bunnfallet produsert fra noen masse løses raskt mens det fra andre tomter i oppløsning med vanskeligheter. - Tilsett 30 ml av 0,15 M natriumfosfat til sentrifugen flaske som inneholder bunnfallet.
- Bruke 0,15 M natriumfosfat, pH 9,0 for bunnfall fra kjøttekstrakt masse som oppløses i løpet av 5 min. Omrør i 10 minutter etter at bunnfallet er fullstendig oppløst, og deretter gå umiddelbart til trinn 2.7.
- Bruke 0,15 M natriumfosfat, pH 7,0-7,5 for alle andre utfellinger. Omrør i 10-15 min for å oppløse, eller for mer vanskelige bunnfall, bryte dem opp med en steril spatel, ved gjentatte ganger å trekke løsningen opp og ned under omrøring med en pipette, ved å riste bunnfallet ved 160 opm, på en orbital-rystemaskin, eller ved en kombinasjon av disse prosedyrene.
MERK: Når du bruker mer enn en sentrifuge flaske, kombinere utfellinger som bruker mindre enn 30 ml natriumfosfat og deretter bruke den resterende delen av de 30 ml å skylle flaskene etter å kombinere utfellinger i en flaske eller beger. - Hvis den kombinerte bunnfall er i en flat bunn sentrifuge flaske, tilsett en rørestav til flasken. Gå til trinn 2.6.5.
- Hvis den kombinerte bunnfallet i en sentrifugeflaske med en konisk bunn, overføre den til et lite begerglass og tilsett en rørestav til begerglasset.
- Plasser flasken eller beger på en magnetrører, og rør til precipitate har oppløst helt.
- Re-sterilisere en kombinasjonstypen pH-elektrode med 0,525% natrium-hypokloritt og deklorere med 0,05 M natriumtiosulfat som beskrevet i trinn 2.1. Kalibrere pH-meter ved bruk av pH 7 og 10 standarder. Sakte justering av pH i den fullstendig oppløst bunnfallet til 9,0 med 1 M NaOH og deretter omrørt i 10 min.
- Ta ut rørestav og sentrifuger oppløses bunnfallet i 10 min ved 4,000-10,000 xg og 4 ° C.
- Hell forsiktig supernatanten inn i et glassbeger uten å forstyrre pelleten. Legg en rørepinne til begeret og kast pelleten.
- Plasser begerglasset på en magnetrører, og rør løsningen. Tilsett 1,2 M HCl dråpevis for å justere pH til 7,0-7,5.
- Filter sterilisere supernatanten ved passasje gjennom et steriliseringsfilter inneholdende et forfilter som har blitt forhåndsbehandlet med 15 ml 1,5% kjøttekstrakt, 0,05 M glycin, pH 7,0-7,5.
- Analyse Sample Volume (S) beregninger:
- Bruk Equation en å beregne S for alle testprøver unntatt Lab befestede Blank og Lab Reagens Blank,
ligning 1
der D (Volum av Original Water Sample analysert) er 500 L for grunnvann, TSV (Total Prøvevolum) er volumet av feltet prøven føres gjennom fem-tommers filter electro patron mottatt av laboratoriet, og FCSV (Endelig Konsentrert Prøvevolum) er volumet etter filtrering i trinn 2,10. Et eksempel er vist i supplerende materiale § S4.1. - Beregn S for Lab befestede Blank (LFB, altså en positiv kvalitetskontroll ved hjelp seeded reagenskvalitet vann) og Lab Reagens Blank (LRB, dvs. en negativ kvalitetskontroll ved hjelp av reagenskvalitet vann) ved å multiplisere FCSV med 0,3.
- Bruk Equation en å beregne S for alle testprøver unntatt Lab befestede Blank og Lab Reagens Blank,
- Del FCSV inn three underutvalg.
- Forbered underutvalg 1 og 2 med et volum lik 1,04 ganger analysen Prøvevolum. Fryse disse delprøver ved eller under -70 ° C hvis de ikke kan analyseres ved hjelp av den totale dyrkbare viruset assay (subsample 1, trinn 4) eller bearbeidet for de molekylære analyser (ikke vist) i løpet av 24 timer; ellers holder ved 4 ° C.
- Fryse det resterende volumet (subsample 3) ved eller under -70 ° C.
- Beregn Inokulumvolumet ved å dividere S ved 10.
ligning 1 3. Totalt dyrkbare Virus Quantal analysen
MERK: For alle trinn alltid legge løsninger nøye for å unngå å forstyrre cellemonolaget.
- Dekanter eller aspirer media fra testfartøy som inneholder et monolag av BGM celler i 3-6 dager etter splitting og deretter legge et volum på balansert saltoppløsning lik media fjernet.
- Dekanter eller suge balanserte saltoppløsning fra cellekulturen test fartøy som brukes og deretter vaksinere de cellekultur testfartøy
- Inokuler 10 forsøkskarene for hver testprøve med et volum på subsample en lik Inokulumvolumet sammen med de totale dyrkbare virus quantal assay-kontroller (supplerende materialer, seksjon S2.4).
- For LFB og Lab Tilsatt Prøve-matrise (LFSM, dvs. podet vann matriseprøve), fremstille 5-, 25- og 125-gangers fortynning ved hjelp av subsample 3 og 0,15 M natriumfosfat, pH 7,0-7,5 som et fortynningsmiddel. Et eksempel på en fremgangsmåte for fremstilling av fortynningene er angitt i supplerende materialer, seksjon S3. Inokuler 10 vaskede cellekulturforsøkskarene for hver fortynning serie ved hjelp av et inokulum volum på hver testbeholderen i tillegg til fartøyene inokulert med ufortynnet subsample 1 i trinn 3.2.1.
- For en hvilken som helst testprøve fra trinn 3.2.1 (andre enn de som er inokulert i trinn 3.2.2) som har CPE i alle 10 replikat etter 14 dagers inkubering (se trinn 3.3), prepare 5-, 25-, og 125, og 625-gangers fortynninger av subsample 3. Inokuler 10 vasket cellekulturforsøkskarene for hver fortynning serie ved hjelp av et inokulum volum på hver testbeholder sammen med et nytt sett av den totale dyrkbare viruset quantal analyse kontroller (supplerende materialer, seksjon S2.4).
- Fordel inokulumet over overflaten av cellemonolagene ved å vippe fartøyene frem og tilbake. Inkuber forsøkskarene ved værelsestemperatur i 80 til 120 minutter på en mekanisk risteplattform ved 1-5 svingninger / min, eller med gynge av fartøyene hvert 15-20 minutter for å tillate en hvilken som helst virus til stede til å adsorbere til cellene.
- Legg forvarmet opprettholdelsesmedium, og deretter inkuberes forsøkskarene på 36,5 ± 1 ° C.
- Se etter utseendet av CPE i hver test fartøyet ved hjelp av et mikroskop daglig for første 3 d og deretter undersøke dem hver 2-3 dag opp til dag 14. overføre noen testfartøy som viser ≥75% CPE til en fryser satt til ellerunder -70 ° C. Fryse alle gjenværende kulturer og de totale dyrkbare virus quantal analysekontroller ved eller under -70 ° C etter å ha undersøkt fartøyene på den siste dagen.
- Tine alle kulturer og filtrerer ≥15% av mediet fra hver CPE-positive testbeholderen gjennom et 0,2 um steriliseringsfilter. Dersom det angitte volum ikke kan føres gjennom filteret på grunn av tilstopping, sentrifuger medium i 10 min ved 1,500-18,000 xg og 4 ° C før filtrering.
- Utfør en andre passering av alle 1 st passasje forsøkskarene ved hjelp vasket BGM testfartøy.
- Inokulere den nye test fartøy med en vaksinasjon volum som representerer 10% av det tinte medium fra alle negative testkarene og fra det filtrerte medium fra positive fartøy.
- Gjenta trinn 3.2.4-3.4.3, men fryse noen test fartøy som var negativ i 1. passasje og positiv på 2 nd som beskrevet i trinn 3.3. Utfør en 3 rd passalder som beskrevet for 2. passering med kun de negative analyse kontroller og cellekulturer som var negative i 1. passasjen og positiv i 2. passering.
- Identifisere individuelle testfartøy som virus positive når de viser CPE i både 1 og 2. passasjer eller, i tilfelle hvor CPE ikke skje før 2. passering, både i 2. og 3. passasjer.
- Bruk USEPA mest sannsynlige tall Kalkulator med standard programinnstillinger satt som vist i tabell S2 for å beregne Virustitere av alle prøver.
- Input antall virus positive replikere forsøkskarene i trinn 3.6 for hver testprøve i kalkulatoren for å bestemme MPN / ml verdi (M ml) og den øvre (CL UML) og nedre (CL lml) 95% sannsynlighetsgrenser / ml verdiene .
- Obtain MPN / L-verdi (ML) for den tilsvarende testprøve ved hjelp av ligning 2.
ligning 2
M ml er MPN / ml verdien i trinn 3.7, er S analyseprøvevolum, og D er volumet av Original Water Sample analysert. - Beregn øvre sikkerhetsgrense / L ved å erstatte CL UML verdi for M ml verdi. Beregn lavere sikkerhetsgrense / L ved å erstatte CL LML verdi for M ml verdi. Et eksempel beregningen er vist i supplerende materiale § S4.2.
- Rapporter M ml verdier av 0 som ≤ 1 / D. For eksempel ≤ 0,002 MPN / L (≤ 1/500 L) for grunnvann prøver.
- Beregn MPN og 95% tillit grenseverdier for hver Lab Befestet Blank og Lab Reagenten Blank ved først å multiplisere verdier / ml oppnådd i kalkulatoren ved S og deretter dele resultatet med 0,3.
ligning 2 Representative Results
Virus ble konsentrert fra kilden grunnvann av tre drikkevann renseanlegg og en privat brønn med elektropositive filtre. To prøvesett, som består av et feltprøve og LFSM kontroll, ble samlet inn fra renseanleggene på separate anledninger, og en prøvesett ble samlet inn fra privat brønn. Samlet virus restitusjon ble bestemt ved bruk LFSM prøver fra to av planter og privat brønn (to prøver fra en plante og en prøve fra en annen ble ekskludert fra beregningen fordi MPN verdien av frø brukes med hver prøve ikke kunne fastslås nøyaktig på grunn unormale CPE resultater blant replikere kolber). Bety poliovirus utvinning fra grunnvann prøver i gjennomsnitt 58% med en variasjonskoeffisient fra 79% (figur 2) 16. Ingen dyrkbare viruset ble påvist i noen av de dupliserte uanriket grunnvann feltprøver.
Metode ytelse ble også målt ved hjelp av LFB samples modifisert ved hjelp av to ulike frø nivåer. En "lav" titer på 300 MPN av poliovirus ble brukt til å evaluere resultatene på et nivå mindre enn "standard" 500 MPN LFB nivå brukes i USEPA Metode 1615. En "høy" titer av 1000 MPN av poliovirus ble brukt til å teste ytelsen på nivået av LFSM kontroll. Disse kontrollene utføres på samme måte med en midlere gjenvinning av 111% og en variasjonskoeffisient på 100% (figur 2). Alle LRB prøvene var negative og alle LFB prøver utført innen akseptområde (supplerende materiale Tabell S1).
Figur 1. Filter Eluering. En skjematisk for ved hjelp av en trykkbeholder for patronfilter eluering er vist. Positivt lufttrykk benyttes til å presse kjøttekstrakt-løsning i trykkbeholderen gjennom patronen huset conholde den electropatronfilter. En peristaltisk pumpe kan benyttes i stedet for trykkbeholderen, med innløpet av pumpen er plassert i beholderen som inneholder kjøttekstrakt-løsning.
Figur 2. Mean poliovirus Recovery (%) fra Ground og Reagens-Grade Water. Den gjennomsnittlige prosentvise oppgangen er vist for poliovirus fra bakken ( 
; n = 4) og reagens grade vann ( 
; n = 12) prøver. De tolv reagent grade vannprøver tatt seks sådd med 300 MPN og seks sådd med 1000 MPN av poliovirus. Feilfelt representerer standard feil.
Discussion
USEPA Metode 1615 ble utviklet for bruk i løpet av Uregulert Forurensing Monitoring forordning tredje overvåkingssyklus (UCMR3) 17 og utviklet primært for å måle virus forekomst i grunnvann. Den deler en rekke felles trinn med Informasjonsinnsamling Rule (ICR) -metoden, 15,18 men har to små forskjeller. Begge bruker quantal analyser for å måle virus som produserer CPE på BGM cellemonolagene med kvantifisering er basert på mest sannsynlige tall (MPN) beregninger. Fremgangsmåten 1615 tillater bruk av en nyere elektropositivt filter for konsentrering av virus fra forskjellige vann matriser og reduserer antallet av cellekulturen testbeholderen replikater per fortynning fra 20 til 10. Begge mindre endringer redusere de totale fremgangsmåtekostnadene. Reduksjonen i antall replikater reduserer arbeidskraft, men resulterer i et noe lavere deteksjonsgrense. Selv om grunnvann forventes å ha lavere konsentrasjoner av virus enn overflatevann, 19,20 the mengde prøve analysert er fem ganger større enn overflatevann, og kompenserer delvis for forskjellene. Bruken av færre replikater vil være tilstrekkelig for de fleste overflatevann, men noe vil kreve prøvefortynning.
Metode 1615 har flere viktige skritt og begrensninger. Beef ekstrakter variere fra parti til parti. Hvert parti bør testes for effektivitet av viruset eluering og kapasiteten for viruskonsentrasjon gjennom de sekundære konsentrasjonstrinn som er beskrevet er supplerende materialer, seksjon S2.3. Fremgangsmåten benytter nøyaktige formler for beregning av mengden av prøven for å vaksinere mot BGM cellekulturer, og å bestemme virus titer. Unøyaktige resultater vil bli generert hvis disse formlene ikke er strengt fulgt. Riktig aseptisk teknikk må brukes for å opprettholde cellekulturer. Uinfiserte BGM cellekultur kontroller som viser nød løpet av 14-dagers inkubasjonstid sannsynlig indikere problemer med cellekultur vedlikehold. Stor forsiktighet må også være TAken under pipettering trinn involvert med inokulering av og medium tillegg til cellekulturflasker for å unngå krysskontaminering. De kvalitetskontroller beskrevet i supplerende materiale § S2 må være strengt fulgt. § S2 gir også råd om feilsøking for kvalitetsproblemer.
Den primære mekanismen for virusadsorpsjon til elektropositive filtre er en ladning interaksjon relatert til styrken av den positive ladningen på filteret og styrken av virusets negative ladningen knyttet til dens isoelektriske punkt, og pH av det vann som ble testet 21. Eluering fra filtrene også blir påvirket av styrken av disse interaksjonene. Fordi de varierer mellom virustyper, og selv blant stammer innenfor samme type, er eluering fra filtrene ikke ensartet. Dette betyr at enhver resultatet kan undervurdere den faktiske nivået av virus til stede i miljø farvann. Bruken av enkelt BGM cellelinje undervurderer også virus forekomst. Utvalgetav magevirus som kan produsere CPE i denne cellelinjen først og fremst er begrenset til poliovirus og enterovirus B arter serotyper samt noen reovirus 14,15,22. Andre smittsomme virustyper vil ikke bli oppdaget.
Poliovirus inngang fra bakke og reagenser karakteren farvann møtte USEPA Method 1615 ytelse akseptkriterier for både Performance Evaluation (PE, dvs. vannprøver seeded reagent klasse med titere ukjente for en analytiker som brukes til å evaluere resultatene av analytikeren før starten i en studie) og LFB prøver (supplerende materiale Tabell S1). Den 58% utvinning fra grunnvann ved bruk av kultur prosedyren er lik den som er rapportert av andre ved hjelp av vann fra springen 23,24. Den midlere utvinning fra LFB prøver av 111% med en variasjonskoeffisient (CV) på 100% også med andre akseptkriteriene metode ytelse, selv om de er høyere enn det som ble observert for prøver PE during ICR. ICR bety Interlaboratory Utbyttet var 56% med en variasjonskoeffisient (CV) på 92%, mens midlere intralaboratory inngang varierte 36-85% (CV-er 58-131%, upubliserte data fra ICR PE database). Høyere utbytte ble observert i denne studien for lav frø LFB prøver enn for høyere frøprøver (122 versus 42%). På den tiden at ICR ble planlagt, var det forventet at PE-prøvene som får lave frøverdier ville ha lavere utvinnings at de får høye frø. I likhet med det som er observert her for LFB prøvene, poliovirus gjenoppretting for ICR PE prøvene var 71% (CV 100%), 54% (CV 69%), og 44% (CV 71%) for frøverdier ≤300 MPN, 300- 1500 MPN, og> 1500 MPN, respektivt.
Det finnes mange metoder for å måle smittsomme virus i vannprøver 25. Denne metoden er vesentlig i forhold til andre fremgangsmåter i den grad av standardisering. Standardisering ikke bare inkluderer kvalitet og ytelse kontroller,men også bruker definerte volumer og formler for å sikre at alle analyselaboratorier utføre metoden identisk. Uten standardisering, er det vanskelig å sammenligne resultater på tvers av laboratorier, og derfor standardisering er viktig når gjennomføre store studier i flere analyselaboratorier. Med den innebygde standardisering av denne fremgangsmåten kan utvides i fremtiden for å inkludere ytterligere virustyper og cellelinjer. Forskning er i gang for å tilveiebringe data for inkludering av adenovirus i fremgangsmåten.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Beef extract, desiccated powder | BD Bacto | 211520 | |
| Cryogenic tubes | Thermo Fisher | 3775/945373 | |
| Hank’s balanced salt solution | Invitrogen | 14170-112 | |
| Mechanical rocking platform | Daigger | EF4907G | |
| Orbital shaker | Thermo Fisher | 14-285-729 | |
| Sterilizing filter with prefilter | VWR | 28143-295 | |
| Sterilizing syringe filter | Corning | 431219 | |
| pH Standards | Sigma-Aldrich | 33643, 33646, 33648 | |
| MEM | Sigma-Aldrich | M1018 or M4642 | |
| Leibovitz L-15 | Sigma-Aldrich | L4386 | |
| Sodium bicarbonate, 7.5% | Sigma-Aldrich | S8761 | |
| Fetal bovine serum | Invitrogen | 10082-139 | |
| Antibiotic-Antimycotic | Life Technologies | 15240-062 | |
| Trypsin, EDTA | Invitrogen | 25200072 |
References
- Bradbury, K. R., et al. Source and transport of human enteric viruses in deep municipal water supply wells. Environ. Sci. Technol. 47 (9), 4096-4103 (2013).
- Aslan, A., Xagoraraki, I., Simmons, F. J., Rose, J. B., Dorevitch, S. Occurrence of adenovirus and other enteric viruses in limited-contact freshwater recreational areas and bathing waters. J. Appl. Microbiol. 111 (5), 1250-1261 (2011).
- Begier, E. M., et al. An outbreak of concurrent echovirus 30 and coxsackievirus A1 infections associated with sea swimming among a group of travelers to Mexico. Clin. Infect. Dis. 47 (5), 616-623 (2008).
- Anderson, A. D., et al. A waterborne outbreak of Norwalk-like virus among snowmobilers-Wyoming, 2001. J. Infect. Dis. 187 (2), 303-306 (2003).
- Glass, R. I., Parashar, U. D., Estes, M. K. Norovirus gastroenteritis. N.Engl.J. Med. 361 (18), 1776-1785 (2009).
- Khetsuriani, N., Lamonte-Fowlkes, A., Oberst, S., Pallansch, M. A. Enterovirus surveillance--United States. MMWR Surveill. Summ. 55 (8), 1-20 (2006).
- Sawyer, M. H. Enterovirus infections: diagnosis and treatment. Semin. Pediatr. Infect. Dis. 13 (1), 40-47 (2002).
- Abzug, M. J. The enteroviruses: an emerging infectious disease? The real, the speculative and the really speculative. Hot Topics in Infection and Immunity in Children. Finn, A., Pollard, A. J. , Springer. (2008).
- Harris, J. P., Edmunds, W. J., Pebody, R., Brown, D. W., Lopman, B. A. Deaths from norovirus among the elderly, England and Wales. Emerg. Infect. Dis. 14 (10), 1546-1552 (2008).
- Ho, M., et al. An Epidemic of Enterovirus 71 Infection in Taiwan. New England J. Med. 341 (13), 929-935 (1999).
- Bae, J., Schwab, K. J. Evaluation of murine norovirus, feline calicivirus, poliovirus, and MS2 as surrogates for human norovirus in a model of viral persistence in surface water and groundwater. Appl. Environ. Microbiol. 74 (2), 477-484 (2008).
- Ward, R. L., Knowlton, D. R., Winston, P. E. Mechanism of inactivation of enteric viruses in fresh water. Appl. Environ. Microbiol. 52 (3), 450-459 (1986).
- Kahler, A. M., Cromeans, T. L., Roberts, J. M., Hill, V. R. Effects of Source Water Quality on Chlorine Inactivation of Adenovirus, Coxsackievirus, Echovirus, and Murine Norovirus. Appl. Environ. Microbiol. 76 (15), 5159-5164 (2010).
- Dahling, D. R., Wright, B. A. Optimization of the BGM cell line culture and viral assay procedures for monitoring viruses in the environment. Appl. Environ. Microbiol. 51 (4), 790-812 (1986).
- Fout, G. S., Schaefer, F. W., Messer, J. W. 3rd, Dahling, D. R., Stetler, R. E. EPA/600/R-95/178. ICR Microbial Laboratory Manual. , U.S. Environmental Protection Agency, I. (1996).
- Cashdollar, J. L., et al. Development and Evaluation of EPA Method 1615 for Detection of Enterovirus and Norovirus in Water. Appl. Environ. Microbiol. 79 (1), 215-223 (2013).
- USEPA. 40 CFR Parts 141 and 142 Revisions to the Unregulated Contaminant Monitoring Regulation (UCMR3) for Public Water Systems Final Rule. Federal Register. 77 (85), 26072-26101 (2012).
- USEPA. 40 CFR Part 141 National Primary Drinking Water Regulations: Monitoring Requirements for Public Drinking Water Supplies; Final Rule. Federal Register. 61 (94), 24353-24388 (1996).
- Shaw, S., Regli, S., Chen, J. Virus occurrence and health risks in drinking water . Information Collection Rule Data Analysis. McGuire, M. J., McLain, J. L., Obolensky, A. , AWWA Research Foundation and American Water Works Association. 437-462 (2002).
- Lieberman, R. J., et al. Microbial monitoring of vulnerable public groundwater supplies. , American Water Works Association. Denver, CO. (2002).
- Lukasik, J., Scott, T. M., Andryshak, D., Farrah, S. R. Influence of salts on virus adsorption to microporous filters. Appl. Environ. Microbiol. 66 (7), 2914-2920 (2000).
- Sedmak, G., Bina, D., MacDonald, J. Assessment of an enterovirus sewage surveillance system by comparison of clinical isolates with sewage isolates from milwaukee, wisconsin, collected august 1994. Appl. Environ. Microbiol. 69 (12), 7181-7187 (2003).
- Ikner, L. A., Soto-Beltran, M., Bright, K. R. New method using a positively charged microporous filter and ultrafiltration for concentration of viruses from tap water. Appl. Environ. Microbiol. 77 (10), 3500-3506 (2011).
- Karim, M. R., Rhodes, E. R., Brinkman, N., Wymer, L., Fout, G. S. New electropositive filter for concentrating enteroviruses and noroviruses from large volumes of water. Appl. Environ. Microbiol. 75 (8), 2393-2399 (2009).
- Cashdollar, J. L., Wymer, L. Methods for primary concentration of viruses from water samples: a review and meta-analysis of recent studies. J Appl Microbiol. 115 (1), 1-11 (2013).
