Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biology
Click here for the English version

Biology

High Yield Espressione di proteine ​​ricombinanti umane con il Transient Trasfezione delle cellule HEK293 in sospensione

Published: December 28, 2015 doi: 10.3791/53568
Automatic Translation
1, 2, 2, 2, 1
1The Roy J. Carver Department of Biochemistry, Biophysics and Molecular Biology, Iowa State University, 2Complex Carbohydrate Research Center, University of Georgia

ERRATUM NOTICE

Abstract

L'arte di produrre proteine ​​ricombinanti con complesse modificazioni post-traslazionali rappresenta una sfida importante per gli studi di struttura e funzione. L'istituzione rapida ed elevata recupero da linee cellulari di mammiferi transiente transfettate indirizzi questa barriera ed è un mezzo efficace per esprimere le proteine ​​che sono naturalmente incanalati attraverso l'ER e Golgi-mediata via secretoria. Qui è un protocollo per l'espressione della proteina con il HEK293F umano e linee cellulari HEK293S transfettate con un vettore di espressione di mammifero progettato per rese elevate di proteine. L'applicabilità di questo sistema è dimostrata utilizzando tre glicoproteine ​​rappresentative che hanno espresso con rese tra 95-120 mg di proteina purificata recuperato per litro di cultura. Queste proteine ​​sono la FcγRIIIa umana e sialyltransferase α2-6 ratto, ST6GalI, sia espressa con una fusione GFP N-terminale, così come la immunoglobulina umana non modificato G1 Fc. Questo robusto sistema utilizes un mezzo privo di siero che è adattabile per l'espressione di proteine ​​e carboidrati per studi strutturali mediante spettrometria di massa e spettroscopia di risonanza magnetica nucleare isotopicamente arricchiti. Inoltre, la composizione della N-glicani può essere regolato aggiungendo una piccola molecola di evitare talune modifiche glicani in modo che non riduca la resa.

Introduction

Produrre rese elevate di proteine ​​umane opportunamente piegati e post-traduzionali modificati per l'analisi dettagliata della struttura e della funzione rimane una sfida significativa. Un gran numero di sistemi di espressione sono disponibili che producono proteine ​​ricombinanti con funzione e il comportamento di tipo nativo. Sistemi di espressione batterici, prevalentemente ceppi Escherichia coli, rappresentano gli strumenti più accessibili e più comunemente utilizzati in ambito di ricerca, grazie alla semplicità di questi sistemi di espressione, però lieviti, piante, insetti e mammiferi sono anche descritti 1-4. Tuttavia, la maggior parte di questi sistemi sono incapaci di appropriate modificazione post-traduzionale di proteine ​​bersaglio. Un interesse fondamentale dei laboratori Barb e Moremen sta producendo proteine ​​eucariotiche con un'adeguata glicosilazione. Molte proteine ​​umane richiedono glicosilazione appropriato per il corretto funzionamento (vedi punto 5).

Il eucarioticamacchine glicosilazione è ampia e in grado di fare una vasta gamma di modifiche, tra cui sia asparagina (N) - e serina / treonina (O) linked glicani complessi 6. Si stima che> 50% di proteine ​​umane sono N-glicosilata 7. Glicani sono componenti essenziali di molte proteine, tra cui gli anticorpi monoclonali terapeutici, eritropoietina, e fattori di coagulazione del sangue come fattore IX, per citarne alcuni. Anche se esistono diversi metodi per preparare adeguatamente le proteine ​​N-glicosilata e vanno dal puramente sintetica 8-10, a chemoenzimatica 11-14 o il recupero dai sistemi ricombinanti ingegnerizzati 15-20, non a caso, sistemi di espressione umane hanno finora dimostrato di essere il più robusto metodi per generare proteine ​​umane.

Molti glicoproteine ​​umani terapeutiche sono prodotte in sistemi ricombinanti utilizzando cellule di mammifero. Sistemi di nota sono l'ovaio di criceto cinese (CHO), mouse mieloma (NS0), Baby Hamster Kidney (BHK), embrionale umano Rene (HEK-293) e linee di cellule retiniche umane che sono impiegati in adesione o la sospensione di coltura per la produzione di proteine ​​4,21,22. Tuttavia, sistemi di espressione di proteine ​​di mammifero hanno richiesto la generazione di linee cellulari stabili, terreni di crescita costosi e substrato assistita procedure di trasfezione 23.

Trasfezione di cellule di mammifero è realizzato con l'ausilio di numerosi agenti, tra cui fosfati di calcio 24,25, polimeri cationici (DEAE-destrano, polibrene, polilisina, polyethylimine (PEI)) o caricati positivamente liposomi cationici 26-29. PEI è un policationico, carica, lineare o ramificato polimero (25 kDa) 26 che forma un complesso stabile con il DNA ed è endocitosi. Dopo acidificazione del endosome, PEI è pensato a gonfiarsi, portando alla rottura di endosomi e liberazione del DNA nel citoplasma 26,30.

Fino a poco tempo, trasfezione transiente in suspensisulla cultura è stata effettuata previo formazione del complesso DNA / PEI seguita tramite aggiunta alla coltura cellulare 29. Tuttavia, Würm e collaboratori hanno riportato un protocollo altamente efficiente ottimizzato per la produzione di proteine ​​ricombinanti in cellule HEK293 che formavano un complesso DNA / PEI in situ 31,32. Ciò ha evitato preparazione, sterilizzazione del complesso, e scambio di tamponi in un terreno di coltura. Ulteriore ottimizzazione includendo plasmidi di espressione di miglioramento ha portato ad aumenti di rendimento significativo 33. Qui è un metodo che si basa su questi progressi ed è ampiamente applicabile. Condizioni di espressione può anche essere modificati per influenzare la composizione N-glicani.

La linea cellulare HEK293S, con una delezione del gene che blocca trasformazione di N-glicani in una fase intermedia, porta alla espressione di proteine ​​con uniformi N-glicani composto da 2 residui N-acetilglucosamina più cinque residui di mannosio (Man 5 GlcNAc 2) 34, 35. Queste cellulemanca la transferasi N-acetylglucosaminyl I (GntI) gene che è richiesto per N-glicani lavorazione a valle 36,37. L'uso di inibitori glicosiltransferasi compreso kifunensine, analoghi di acido sialico e fucosio analogico e 2-deossi-2-fluoro-fucosio ha effetti simili e limiti di lavorazione N-glicani 38-41.

Il protocollo qui riportato utilizza il vettore pGEn2 come mostrato in Figura 1 42,43, PEI assistito trasfezione transiente in cellule di mammifero (linee HEK293F o cellule HEK293S), e il recupero di alte rese di proteine ​​opportunamente glicosilata. Questo sistema è robusto e può ospitare diversi fattori tra cui marcatura isotopica e l'ingegneria glycan per la produzione di grandi titoli di proteine ​​ricombinanti.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Questo protocollo è sufficiente per l'espressione utilizzando HEK293F o cellule HEK293S.

1. Istituzione cellulare

  1. Cultura Inoculazione
    Nota: Tutte le procedure di coltura di manipolazione devono essere effettuate in una struttura BSL-2 ed ogni articolo portato nel cabinet biosicurezza devono essere sterilizzati a spruzzo con etanolo al 70% in soluzione acquosa.
    1. Azionare l'agitatore incubatore a 135 giri al minuto, l'80% di umidità e al 8,0% di CO 2 e 37 ° C. Turn "on" la lampada UV del cabinet biosicurezza, almeno 1 ora prima di lavorare. Preriscaldare le bottiglie sigillate Piano A e Piano B in un bagno d'acqua a 37 ° C per 1 ora.
    2. Sterilizzare 125 ml palloni crescita Erlenmeyer con tappo ventilato, pipette, pipette, e le bottiglie media preriscaldate a spruzzo con l'etanolo al 70% in soluzione acquosa. Posizionare questi elementi nell'armadio biosicurezza. Nota: Sterilizzare solo la plastica rivestimento esterno 125 ml Erlenmeyer pallone di coltura, e quindi rimuovere solo quando is all'interno dell'armadio biosicurezza.
    3. Per una cultura 30 ml, prelevare 26 ml di terreno A e 3 mL di terreno B (10% della coltura finale) e trasferire nel pallone 125 ml coltura Erlenmeyer e delicatamente mescolare agitando (qui di seguito definito come terreno di coltura fresco).
    4. Trasferimento una fiala di cellule contenenti cellule HEK293F, congelati a -80 ° C, sul ghiaccio e passare alla stanza cultura. Nota: cellule HEK293F sono forniti ad una densità di 1 x 10 7 cellule / ml.
    5. Riscaldare leggermente il flaconcino in bagno d'acqua a 37 ° C per scongelare parzialmente le cellule (ca. un min e cellule non deve essere completamente scongelato). Sterilizzare l'esterno del flaconcino con la etanolo al 70% in soluzione acquosa e spostarlo nel cabinet biosicurezza.
    6. Utilizzando 1 ml pipetta, ritirare la sospensione cellulare (circa 0,7 ml) e trasferire nella beuta da 125 ml contenente 29 ml di terreno di coltura fresco. Chiudere il coperchio del pallone di coltura e spostarlo nello shaker incubate.
    7. Manutenzione delle cellule: Controllare densità cellulare, vitalità e Passages cellulari
      1. Controllare la densità delle cellule dopo 24 ore di scongelamento della cultura seguendo il protocollo di seguito. Nota: le cellule sono coltivate per 24 ore dopo lo scongelamento per assicurare la crescita delle cellule essenziali e la vitalità di> 80%.
      2. Sterilizzare il pallone di coltura con etanolo al 70% in soluzione acquosa e spostarla nella biosicurezza.
      3. Con una pipetta 1 ml e pipetta, ritirare lentamente 100 ml di coltura in sospensione e trasferimento in una sterile ml eppendorf tubo 0.5. Chiudere e trasferire il pallone di coltura di nuovo nel shaker appena possibile.
      4. Mescolare 7,5 ml di una soluzione Trypan Blue con 7,5 ml di cellule. Mescolare energicamente con 7,5 ml di / miscela blue Trypan cellulare e trasferirlo alla slitta conteggio.
      5. Accendere il contaglobuli automatico e posizionare il vetrino di conteggio nella camera di caricamento. Il lettore automatico viene attivata e le cellule vengono contate automaticamente nelle unitàdel numero di cellule per ml redditività e cento
      6. Determinare il volume della coltura donatore richiesta per il trasferimento di un mezzo di coltura fresco ad una densità di cellule 0,3 x 10 6 cellule / ml in diretta.
        Nota: vedere un esempio di calcolo in materiali supplementari.
      7. Ripetere i punti 1.1.2 e 1.1.3 del protocollo "1,1 Cultura Inoculazione" di cui sopra per preparare materiali necessari per terreno di coltura fresco.
      8. Trasferire medio A (23 ml) e medio B (3 ml) ad una beuta da 125 ml di coltura fresco. Rimuovere le boccette di medio A e B Media dal cabinet biosicurezza.
        Nota: Gli stock di bottiglie di media, non devono essere conservati nell'armadio biosicurezza allo stesso tempo come le cellule HEK 293F. Ciò limita la possibilità di contaminazione delle bottiglie stock medi.
      9. Rimuovere la coltura cellulare HEK293 dall'incubatore e spruzzo con etanolo al 70% in soluzione acquosa. Usando una nuova pipetta, ritirare l'aliquota di cellule (4 ml, questo volume è stato determinato in funzione to passo 1.2.6) dalla cultura e trasferirlo nel pallone contenente terreno di coltura fresco.
      10. Trasferire entrambe le culture dal cabinet biosicurezza sul dispositivo agitatore incubatore impostato in base al 1.1.1. Crescere le cellule ad una densità approssimativa di 2-3 x 10 6 cellule / ml in diretta.
        Nota: Il tempo approssimativo raddoppio delle cellule è di 32 ore. Ci vorranno 3-4 giorni per raggiungere questa densità. Incubare le cellule per 3-4 passaggi di avere stabile modello di crescita delle cellule prima del primo trasfezione.

    2. Preparare Materiali per Trasfezione

    1. Preparazione Cellule HEK293 (1 ° giorno)
      1. Cellule sottocolture ad una densità di 1 x 10 6 cellule / ml in acqua dolce Piano B 24 h prima della transfezione secondo punto 1.2.
        Nota: il volume della coltura trasfezione sarà dipendente dal numero di cellule. Volumi trasfezione più grande (> 20 ml) richiederanno un maggior volume di cultura in questa fase.
    2. Preparazione Stgreggi di Materiali
      1. Preparare soluzione stock di polyethylenimine lineare (PEI) ad una concentrazione di 1 mg / ml in un tampone contenente 25 mM 4- (2-idrossietil) -1-acido piperazineethanesulfonic (HEPES) e NaCl 150 mM (pH 7,5). Sciogliere completamente PEI; questo potrebbe richiedere 30-60 minuti a temperatura ambiente. Sterilizzare attraverso 0,22 micron filtro per siringa e conservare a -20 ° C per un uso a lungo termine.
      2. Preparare sterili DNA plasmidico (come indicato ai punti 2.2.2.1-2.2.2.4). La procedura di costruzione plasmide è descritto altrove 42. Una breve procedura per la preparazione del DNA è spiegato qui:
        1. Grow una coltura di cellule di Escherichia coli chimicamente competenti trasformate con il vettore pGEn2 in 1 L di terreno LB (Tryptone- 10 g / L, lievito Estratto di 5 g / L e cloruri di sodio 10 g / L) supplementato con 100 mg / ml ampicillina. E. coli è cresciuto a 37 ° C in un non-umidificato, scuotendo incubatrice.
        2. Purificare il DNA pGEn2 codifica vettore obiettivo plasmide secondo la manuprotocollo di purificazione del DNA del costruttore.
        3. Per garantire la completa sterilità del DNA plasmide, effettuare le isopropanolo precipitazioni e risospensione fasi finali delle procedure di estrazione del DNA all'interno dell'armadio biosicurezza.
        4. Aggiungere il volume di isopropanolo (indicato nel kit miniprep) al DNA eluito e centrifugare a 10.000 x g per 10 min. Sterilizzare l'esterno del contenitore DNA con etanolo al 70% in soluzione di acqua e trasferirla all'interno dell'armadio biosicurezza. Eliminare il surnatante isopropanolo con una pipetta e aria asciugare il pellet di DNA. Una volta asciutto, risospendere il pellet in sterile tampone Tris 10 mM, pH 8,0.
      3. Preparare soluzione stock di 220 valproico mm (VPA) Acido in acqua e sterilizzare in passaggio attraverso un filtro sterile 0,22 micron. Conservare la soluzione a -20 ° C fino all'utilizzo.

    3. Stabilire una trasfezione transiente

    1. Transfection (giorno 0)
      1. Controllare la densità cellulare, seguendo i punti 1.2.2 tramite 1.2.5 di "1.2. Manutenzione delle cellule" di cui sopra. Determinare la quantità di cellule per trasfezione (2,5-3,0 x 10 6 cellule / ml in diretta con la vitalità> 95%). Vedere un esempio di calcolo in materiali supplementari.
      2. Trasferire il volume delle cellule di coltura di sospensione calcolati nel passaggio precedente (qui 67 ml) in una provetta da centrifuga da 250 ml con una pipetta sierologica sterile. Raccogliere le cellule per centrifugazione per 5 min a 100 x g.
      3. Nel frattempo, preparare un terreno di coltura fresco trasfezione seguente passo 1.1.3 secondo "1.1. Culture inoculazione" di cui sopra. Vedere i materiali di complemento per un esempio di calcolo. Inoltre, il trasferimento 5 ml di terreno di coltura fresco per una provetta sterile da 15 ml e mettere da parte.
      4. Tubi di trasferimento contenente le cellule pellet nel biosicurezza dopo sterilizzazione all'esterno dei tubi con etanolo al 70% in soluzione acquosa e utilizzare una pipetta sterile per decantare the surnatante costituito da terreno di coltura trascorso.
      5. Vigorosamente risospendere le cellule pellet pipettando su e giù con 10 ml di terreno di coltura fresco e trasferimento al pallone con terreno di coltura fresco trasfezione (preparato nel passaggio 3.1.3). Avvitare il tappo sul pallone di coltura di cellule ventilati e spostare il pallone incubatore (come indicato in 1.1.1) per 15 minuti-1 ora con agitazione.
      6. Durante questo tempo, diluire il DNA plasmidico e scorte PEI utilizzando terreno di coltura fresco (utilizzando il volume 5 ml prelevato dal passo 3.1.3) ad una concentrazione finale di 0,5 mg / mL. Vedere i calcoli di esempio in materiali supplementari per determinare la quantità di DNA e PEI. Trasferire il pallone di coltura con le cellule disperse nel cabinet biosicurezza.
      7. Aggiungere plasmide DNA (300 ml di 0,5 mg / mL) alla cultura utilizzando micro-pipetta e mescolare agitando delicatamente manuale. Aggiungere PEI (900 ml di 0,5 mg / mL) alla cultura, mescolare delicatamente agitando. Aggiungere 3,8 ml di cul frescomedio ture, dal punto 3.1.3, sopra e pallone trasferimento agitatore incubatore per 24 ore.
      8. Pulire il cabinet biosicurezza in base al punto 1.1.
    2. Diluizione (giorno 1) (Per un volume trasfezione 50 ml)
      1. Incubare la cultura transfettate per 24 ore.
      2. Prelevare 1 ml di preriscaldata 220 mm Acido valproico (VPA, preparato secondo al punto 2.2.3.) Con una sterile da 1 ml pipetta sierologica e trasferirlo in una provetta sterile da 50 ml.
      3. Prelevare 5,0 ml di preriscaldata medio B e 44 ml di medium A preriscaldata ed aggiungere alla soluzione VPA usando una pipetta sierologica sterile per preparare 50 ml di terreno di coltura fresco con una concentrazione finale di 4,4 mM di VPA.
      4. Spostare cultura transfettati nell'armadio biosicurezza dopo la sterilizzazione l'esterno del pallone con un etanolo al 70% in soluzione acquosa, aggiungere il medium di diluizione preparata e trasferire la fiaschetta al shaker incubata.
    3. Espressione e Harvest (Giorni 2-6)
      1. Incubare le cellule per altri 4-5 giorni (5-6 giorni totali da trasfezione).
      2. Ritirare aliquote di terreno di coltura seguito passo 1.2.2. a 1.2.5. descritto in "1.2. Manutenzione delle cellule," al di sopra utilizzando una sterile da 1 ml pipetta sierologica, per monitorare le cellule vitalità e salvare aliquote per analizzare l'espressione di proteine ​​ad ogni giorno mediante SDS-PAGE (vedi sezione 5, sotto).
      3. Celle di raccolta dopo 5-6 giorni di centrifugazione le cellule più medium a 1.000 g per 5 min. Inoltre, raccogliere il surnatante se la vitalità delle cellule scende al di sotto del 50% (vedere i passi 1.2.2-1.2.5).
      4. Eliminare il surnatante che conterrà proteina secreta. Aggiungere 5 ml di candeggina al 10% al pellet di cellule HEK e scartare come un rischio biologico.

    4. purificazione delle proteine

    1. Preparare una colonna con 5 ml di proteina A sefarosio-. Equilibrare la colonna con 5 volumi di colonna di tampone A (20 mM di 3- (N-morfolino) propansolfonico (MOPS acido), pH 7,4, 100 mM NaCl).
    2. Centrifugare il surnatante raccolto con proteina espressa ad alta velocità (14.000 g per 10 minuti) per rimuovere i detriti rimanenti. Raccogliere per decantazione in una nuova provetta. Eliminare il pellet come un rischio biologico.
    3. Raccogliere un'aliquota 10 ml del surnatante e inoltre raccogliere un piccolo campione ad ogni passo purificazione della proteina di analizzare il campione mediante SDS-PAGE (descritto nella Sezione 5). Caricare il surnatante chiarificato e raccogliere il flusso attraverso.
    4. Lavare la colonna con 3 volumi di tampone A colonna ed eluire la proteina con volumi 5-colonna di glicina 100 mM, pH 3,0. Raccogliere l'eluato in provette contenenti metà volume di 1 M tampone TRIS, pH di 8,0 per neutralizzare rapidamente il pH.
    5. Lavare la colonna con 10 volumi di colonna di tampone A e conservare per uso futuro.
    6. Buffer scambiare la proteina eluita con almeno un eccesso di 10 volte di tampone A con 10 kDa peso molecolare di cut-off filtri centrifughi. Nota: non concentrare il campione eluito aun volume molto basso (<2 ml) nel tampone eluito. Utilizza i filtri centrifughi per scambiare il buffer con tampone A.
    7. Conservare purificato la proteina a 4 ° C fino all'utilizzo successivo.
      Nota: proteina espressa nel supernatante può essere purificato mediante colonne di affinità selezionati sulla base di proprietà della proteina o l'uso di tag di affinità. Per una tipica procedura di purificazione, Proteina Una colonna può essere utilizzato per i frammenti Fc di IgG o colonna o nichel può essere utilizzato per le proteine ​​espresse con un tag di poli-istidina. Qui, è una descrizione delle fasi di purificazione per IgG1-Fc utilizzando una colonna di Proteina A.

    5. Analisi di proteine ​​mediante SDS-PAGE

    1. Diluire le aliquote (7,5 mL) di ciascun campione con un volume uguale di tampone 2x carico (0,125 M Tris, pH 8,0, 4% SDS, 10% β-mercaptoetanolo, 20% glicerolo, e 0,01% blu di bromofenolo).
    2. Far bollire la miscela a 90 ° C per 5 minuti utilizzando un blocco di calore o bagnomaria. Centrifugare i campioni a 10.000 g for 1 min. Caricare il gel preparata con 5 ml di proteine ​​marcatore e 14 ml di campioni per le analisi con una pipetta 20 microlitri con una punta monouso.
    3. Eseguire un gel a 25 milliampere per 60 min. Terminata la fase di elettroforesi è completa, il gel in un contenitore con 1 L di acqua e microonde per 5 min.
    4. Macchia il gel con soluzione colorante (40% etanolo, acido acetico 10% e 0,1% Coomassie blue brillante) per 2 ore e Decolorare in acqua.

    6. glicani Analisi per spettrometria di massa

    1. Analizzare glicani come descritto in precedenza 44. In breve, 75 mg di IgG1-Fc è stato tripsinizzate, poi trattato dal PNGaseF per la liberazione di glicani 45. Glicani rilasciati sono stati permethylated e analizzati utilizzando laser-desorbimento di ionizzazione spettrometria assistita dalla matrice a tempo di volo di massa (MALDI-TOFMS).

    7. Adeguamenti protocollo per scenari speciali

    1. Etichettatura proteine ​​con 15 N-etichettati Aminoacidi (per un volume trasfezione 50 ml)
      1. Erogare 5 mg di ciascun amminoacido in un singolo flaconcino di vetro sterili. Risospendere con 4 ml di acqua in autoclave (nota Tyr non completamente solubilizzare, a differenza di Lys e fenilalanina). Sterilizzare la soluzione in autoclave a 121 ° C per 15 min. Lasciare che la soluzione per raffreddare approssimativamente a 50-60 ° C.
      2. Per un volume trasfezione 50 ml, seguire passo 3.1.3 secondo "3.1 Stabilire una trasfezione transiente". Vedere la sezione Materiali supplementari per un esempio con volumi adeguati.
      3. Per la trasfezione, seguire i passi di "3. Stabilire una trasfezione transiente" utilizzando terreno di coltura fresco sostituito con residui di amminoacidi etichettati come preparato in precedenza.
      4. Dopo 24 ore di trasfezione, il giorno della diluizione coltura, prelevare 5,0 ml di preriscaldata Piano B, 40 ml di medium A preriscaldata e un fresco autoclavato 4 ml aliquota della miscela di aminoacidi (preparata come al punto 7.1.1. Sopra) e aggiungere 1ml preriscaldata soluzione madre di soluzione VPA per preparare 50 ml di terreno di coltura fresco diluizione con una concentrazione finale di 4,4 mm di VPA. Aggiungere questo mezzo per la coltura trasfezione usando una pipetta sierologica sterile.
      5. Trasferire la cultura transfettati nell'armadio biosicurezza dopo la sterilizzazione l'esterno del pallone con un etanolo al 70% in soluzione acquosa, aggiungere il medium di diluizione preparata e trasferire la fiaschetta al shaker incubata.
        Nota: Media A è un mezzo privo di siero chimica definita. Così, è possibile preparare una formulazione diversa. Contattare il fornitore per ottenere un costume Media Una preparazione che manca di alcuni aminoacidi. E 'possibile avere tutti gli amminoacidi lasciati fuori, però, preferiamo utilizzare mezzo che mancano solo pochi selezionati residui perché un mezzo di abbandono completo sarebbe necessario un aggiustamento di osmolarità dopo l'integrazione. Abbiamo scelto un mezzo di dropout Lys-Tyr-Phe che può essere integrata e non richiede regolazioni osmolarità. Furthermore, Medium Un fornitore non condividere liberamente le concentrazioni dei componenti di media; abbiamo usato 100 mg / l per ogni Lys, Tyr e fenilalanina con successo. I volumi del mezzo transfezione ed espressione devono essere adattati per tener conto delle aggiunte aminoacidi. Qui ci sono le modifiche al protocollo di cui sopra per l'etichettatura degli isotopi
    2. Integrare il Trasfezione con una piccola molecola
      1. Preparare 100 soluzione madre mM di 2-deossi-2-fluoro-l-fucosio utilizzando acqua in autoclave e sterilizzare questa soluzione con un filtro da 0,22 micron.
      2. Per una cultura 50 ml, aggiungere 125 microlitri (a 250 pM) della soluzione fucosio analogico al trasfezione e diluizione media. Nota: abbiamo trascurato di compiere un ulteriore regolazione del volume, perché l'aggiunta del sostituente in questa concentrazione conti solo il 0,25% del totale del volume .It cultura è possibile modificare l'espressione con piccole molecole inibitrici della lavorazione glicano. Qui si descrivono le condizioni di cui 2-deoxy-2-fluoro-l-fucosio, un inibitore di fucosilazione glycan. Abbiamo trovato> 90% di riduzione fucosilazione aggiungendo analogico fucosio ad una concentrazione di 250 mM di trasfezione e diluizione media.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Espressione della proteina ad alto livello e la purezza

Questo sistema di espressione ottimizzato generato un alto rendimento di proteine ​​glicosilate. Un modello tipico è mostrato nell'espressione di IgG1-Fc (Figura 1). In questo caso, Giorno 0 è il giorno trasfezione seguito da Day 1 (diluizione) e nei giorni successivi della cultura fino al giorno 5. espressione della proteina viene analizzata utilizzando la frazione espressione solubili nel mezzo di greggio. Una piccola quantità di espressione della proteina è stata osservata nel giorno 1 come parte aliquota coltura è stata ritirata 3 ore dopo diluizione cultura. Questo è più facile da visualizzare con proteine ​​GFP-tag che mostrano un colore verde distinta nel terreno di coltura. Tale aumento è stato osservato per l'espressione della GFP-FcγRIIIa e GFP-ST6GalI dal giorno 2 al giorno 5. Nessun significativo aumento dell'espressione è stata osservata tra il 4 ° giorno e il giorno 5. Al 5 ° giorno, le cellule erano <50%cultura vitale e, quindi, è stato raccolto per limitare proteolisi. Purificazione per affinità usando una colonna per Proteina A IgG1 Fc o colonna di nichel per GFP-FcγRIIIa provocato proteine ​​con elevata purezza (> 99%; la figura 2), la resa (Tabella 1) e completa glicosilazione (dati non mostrati).

15 N o 13 C etichettatura degli isotopi di proteine ​​e glicani

Questo sistema efficiente espresso isotopi arricchito IgG1 Fc secondo il protocollo descritto. Anche se è stata osservata una lieve riduzione della resa di proteine ​​(25-50%), segnali ben disperse-sono stati osservati in uno spettro NMR 2d che correla la frequenza di risonanza di 1 atomi di H e l'ammide direttamente legato 15 N atomi (Figura 3). Questo livello di espressione della proteina permette efficiente produzione, nella dimensione richiesta per gli studi basati sulla struttura (in genere 2-20mg di proteina) e illustra l'incorporazione successo degli isotopi marcati nella proteina. L'elevato grado di somiglianza tra questo spettro e spettri pubblicati indicano un alto grado di etichettatura proteina si è verificato con il minimo rimescolamento delle 15 N 43 etichette.

Produrre proteine ​​con differenti N-glicani

Diversi glycoforms sono stati prodotti con le cellule HEK293F e HEK293S. Matrix desorbimento laser assistita ionizzazione spettrometria di massa (MALDI-MS) analisi di N-glicani enzimaticamente rilasciati mostrato i glycoforms attesi (Figura 4). Proteine ​​espresse dalle cellule HEK293S nutriti N-glicani che erano del GlcNAc 2 modulo Man 5 e non contenevano fucosio (figura 4). Glicani da materiale HEK293F-espresso erano di tipo complesso, forme biantennary con anima fucose ed aventi per lo più terminaleN-acetilglucosamina (GlcNAc) o piccola percentuale di (GAL) forme mono o di-galattosilate. Anche se non si sa che cosa i nativi N-glicani di ST6GalI e FcγRIIIa sono, il profilo di glicani per IgG1 Fc è molto simile a IgG1 Fc purificati da siero umano 46. Le principali differenze includono il grado di modifica; IgG1 Fc da siero umano mostra un più alto grado di galattosilazione rispetto a quanto osservato per l'espressione HEK293F. L'aggiunta di 2-deossi-2-fluoro-l-fucosio, un inibitore di fucosilazione glycan, un'espressione condotta utilizzando la linea cellulare HEK293F mostrato un drammatico> riduzione del 90% fucosio incorporazione (Figura 4).

Figura 1
Figura 1: alte rese di proteine ​​ricombinanti si recuperano esprimendo dal vettore pGEn2. (A - B) Due espressione vettori utilizzati in questo studio sono stati generati da un plasmide contenente un pIBI30 cassette amplificatore R e E. origine di replicazione coli. Livello (C) Espressione della proteina secreta IgG1 Fc dopo trasfezione transiente di cellule HEK293F. SDS-PAGE analisi mostra l'accumulo di proteine ​​espresse dal Giorno 0 al 5 ° giorno ed è indicato dalla freccia. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.

Figura 2
Figura 2: Recupero di proteina espressa dal terreno di coltura. (A) IgG1-Fc, (B) GFP-FcγRIIIa. "Medium" si riferisce al mezzo di coltura dopo centrifugazione; FT = flusso attraverso frazione dalla colonna di purificazione. Campioni SDS-PAGE sono pr epared in condizioni non riducenti, senza β-mercaptoetanolo. Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.

Figura 3
Figura 3:. Amminoacidi etichettatura selettiva di IgG1 Fc 1 H- 15 N eteronucleare singolo spettro di coerenza quantistica [15 N-Tyr, 15 N-Lys] -labeled IgG1 Fc espressa utilizzando cellule HEK293F in costume media integrato con A (15 N ) marcato l-Tyr e l-Lys. Crosspeaks sono stati assegnati sulla base di precedenti rapporti di 43,47. Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.

_upload / 53568 / 53568fig4.jpg "/>
Figura 4:. L'espressione proteica in presenza di piccole molecola modulatori di composizione glycan profili N-glicani di IgG1 Fc espressi in cellule HEK293 con differenti condizioni di coltura. Lo spettro superiore è stato preparato utilizzando glicani isolati da IgG1 Fc espresso in cellule HEK293S. Lo spettro centro rivela le glycoforms IgG1 FC dal materiale espresso in cellule HEK293F e lo spettro di fondo è stato preparato in modo simile aspettano cellule sono state coltivate in presenza di un inibitore della biosintesi GDP-fucosio, 2-deossi-2-fluoro-l-fucosio. N-glicani sono presentati come diagrammi animati in seguito alla convenzione CFG 5: acetilglucosamina N- (GlcNAc), piazze blu; Mannosio (Man), cerchi verdi; Fucose (FUC) triangoli rossi; Galattosio (Gal), cerchi gialli. Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.

<tbody>
Proteina Resa (mg / L)
IgG1 Fc 120
GFP-FcgRIIIa 100
GFP-ST6GalI 95

Tabella 1: Resa per diverse proteine ​​espresse in cellule HEK293F.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Questo protocollo illustra l'espressione della proteina tramite la trasfezione transiente di cellule HEK293F o S. Le condizioni ottimali di trasfezione stabilite nei laboratori Barb e Moremen utilizzano una combinazione critica di concentrazioni di densità delle cellule e reagenti per ottenere un'elevata efficienza di trasfezione. Considerazioni critiche in sede di attuazione di questo protocollo sono: il mantenimento di una cultura stabile prima di trasfezione (con la cultura coerente tempi raddoppio); trasfezione di cellule in attiva crescita (ottenuta diluendo cellule di 1 × 10 6 cellule / ml 24 hr prima trasfezione) con la vitalità cellulare superiore al 95%; densità cellulare a trasfezione deve essere compreso tra 2,5-3,0 x 10 6 cellule / ml in tensione con una vitalità> 95% (densità trasfezione) in una coltura contenente il 90% medio A e 10% medio B; e, aggiungendo DNA prima PEI Oltre a 3 ug / ml e 9 mg / ml, rispettivamente 31; a 24 ore dopo la trasfezione cultura viene diluito 1: 1 in mezzo contavorazio 4.4 mM di acido valproico comportare una concentrazione di 2,2 mM acido valprioc in coltura diluita; la crescita fase di produzione prosegue poi in un pallone shake umidificata a 37 ° C e 8% di CO 2 per altri 4-5 giorni. Il vettore qui descritto è ottimizzata e una caratteristica importante del sistema di espressione della proteina solubile 32,42.

Se una proteina bersaglio non esprime, in aggiunta agli elementi di cui sopra, più altre variabili possono contribuire a basse rese. Assicurarsi che la sequenza di DNA codificanti proteine ​​contiene codoni ottimizzati per le cellule umane. Questo può essere valutato con più risorse online. Sterilità tutta la procedura è di primaria importanza. Una fase di crescita e pura coltura di cellule HEK293F dovrebbe apparire leggermente granulosa a occhio nudo, e il mezzo dovrebbe essere prevalentemente sereno (particolarmente a densità cellulari <1,0 × 10 6 cellule / ml).

Culture contaminati con batteri o funghi dovrebberoessere immediatamente rimosso per prevenire la diffusione. E 'importante mantenere uno stock sana cultura. Questo risultato è ottenuto inoculando queste culture cellule ad una densità di 0,3 x 10 6 cellule / ml. Densità inoculazione bassi possono rallentare il tasso di crescita, limitando la fornitura di vari fattori di crescita necessari per la crescita e divisione cellulare 48. Come colture sono state fatte passare per più di 25 o 30 volte, è stata osservata una diminuzione dell'espressione. Per questo motivo, culture diversi passaggi più di 30 volte vengono scartati.

E 'possibile la proteina viene degradata nel mezzo di espressione o l'espressione temporale è troppo lungo, con conseguente degradazione delle proteine. Per questi motivi si consiglia di monitorare la vitalità cultura e l'espressione della proteina in ogni giorno per determinare un periodo di tempo espressione ottimale. È importante purificare proteine ​​più rapidamente possibile dopo la raccolta del mezzo. Per alcune proteine, è utile includere inibitori della proteasi during purificazione. In totale, questi aggiustamenti hanno migliorato il recupero delle proteine ​​nel Barb e Moremen laboratori 42,43.

La trasfezione transiente di cellule HEK293 ha dimostrato grande utilità per la produzione di proteine ​​solubili e domini di proteine ​​che sono naturalmente mirati al via secretoria. È probabile che la produzione di proteine ​​di membrana citoplasmatica o integrali richiede un'ulteriore ottimizzazione. Un vantaggio principale di questo sistema è substrati nativi e macchine per la produzione di proteine ​​sono presenti e disponibili nelle cellule HEK293 49. Questo spiega in gran parte i suoi vantaggi rispetto ad altri metodi di produzione della proteina ricombinante come batteri senza o limitate modificazioni post-traduzionali, o sistemi di lievito e baculovirus con piegato correttamente ma differenti N-glicoforme incorporati 1,50,51.

Inoltre, il protocollo qui descritto mostra la capacità aggiunta di includere basso peso molecolare comlibbre come aminoacidi marcati, glucosio marcato o piccole molecole progettate per modificare la composizione N-glicani. Le cellule HEK293 anche rivelarsi abili a espressione di proteine ​​animali diversi dai mammiferi, tra cui enzimi vegetali, e supporta co-espressione di molteplici polipeptidi per il recupero di complessi proteici (dati non riportati).

La caratterizzazione strutturale e funzionale di glicoproteine ​​è spesso ostacolato dalla difficoltà di produzione del campione. Il sistema di espressione proteica qui descritto sormonta questo inconveniente, compiendo modificazioni post-traslazionali utilizzando il naturale complemento di sofisticati intracellulari enzimi elaborazione glycan 6. Questo protocollo robusto e semplice è dimostrato per la trasfezione transiente di cellule HEK293 umane sospensione. Questo metodo ha dimostrato significativo rendimento glicoproteina (> 95 mg / l), con tre proteine ​​N-glicosilata e può ospitare integratori come residui di amminoacidi etichettati o le piccole molecole chimiche inhibitor 2-deossi-2-fluoro-l-fucosio. Le glicoproteine ​​espresse possono essere ulteriormente rinnovato dopo la purificazione di preparare una vasta gamma di glycoforms definiti 52.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Acknowledgments

Questo lavoro è stato sostenuto finanziariamente dalle sovvenzioni K22AI099165 (AWB), P41GM103390 (KWM) e P01GM107012 (KWM) dal National Institutes of Health, e da fondi del Roy J. Carver Dipartimento di Biochimica, Biofisica e Biologia Molecolare presso la Iowa State University . Il contenuto di questo lavoro è di esclusiva responsabilità degli autori e non rappresentano necessariamente il punto di vista ufficiale della NIH.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Biosafety cabinet  NuAire, Inc. CellGard ES NU-S475-400 Class II, Type A2 Biological Safety Cabinet
Incubation shaker INFORS HT Multitron Cell 
Medium A: FreeStyle Expression Medium  Life Technologies 12338-018
Medium B: ExCell 293 Serum-Free Medium  SIGMA 14571C 
125 Erlenmeyer Flask with Vented Cap Corning Incorporated/Life Sciences 431143
250 Erlenmeyer Flask with Vented Cap Corning Incorporated/Life Sciences 431144
FreeStyle HEK 293F Cells Life Technologies R790-07
1 ml Disposable serological pipette Fisher Scietific 13-676-10B
10 ml Disposable serological pipette Fisher Scietific 13-676-10J
25 ml Disposable serological pipette Fisher Scietific 13-676-10K
Pipettor (Pipet-Aid XP) Drummond Scientific 161263
Trypan Blue Solution  Thermo Scientific  SV30084.01
Counting slides  Bio-Rad 145-0011
TC20 Automated Cell Counter  Bio-Rad  145-0102
Polyethylenimine (PEI) Polysciences Inc. 23966 Prepare stock solution at a concentration of 1 mg/ml in a buffer containing 25 mM 4-(2-hydroxyethyl)-1-piperazineethanesulfonic acid (HEPES) and 150 mM NaCl (pH 7.5). Dissolve PEI completely; sterilize through 0.22 μM syringe filter and store at -20 °C.
4-(2-hydroxyethyl)-1-piperazineethanesulfonic acid (HEPES) EMD Chemicals Inc. 7365-45-9
25 mm Syringe Filter, 0.22 μM Fisher Scietific 09-719A
Trisaminomethane (Tris base) Fisher Scietific BP152-1
XL1-Blue Stratagene 222249
Trypton Fisher Scietific BP1421-2
Yeast extract Fluka Analytical  92144
Sodium chloride BDH chemicals BDH8014
Plasmid Purification Kit QIAGEN 12145
Valproic (VPA) SIGMA P4543 Prepare stock solution of 220 mM  in water, sterilize by passage through a sterile 0.22 mm filter and store at -20 °C
Centrifuge Thermo Scientific  EW-17707-65
Protein A-Sepharose column SIGMA P9424
Ni-NTA superflow QIAGEN 30430
3-(N-morpholino)propanesulfonic acid (MOPS) Fisher Scietific BP308-500
Glycine Fisher Scietific BP381-500
10 kDa molecular weight cut-off Amicon® Ultra centrifugal filters  Millipore UFC901096
Sodium dodecyl sulfate ALDRICH L3771
Beta-mercaptoethanol ALDRICH M6250
Glycerol SIGMA G5516
Precision Plus Protein All Blue Standards Bio-Rad 161-0373
Acetic Acid, Glacial  Fisher Scietific 64-19-7
coomassie brilliant blue  Bio-Rad  161-0406
MALDI-TOFMS Voyager-DE PRO  Applied Biosystems
15N labeled L-Tyrosine ALDRICH 332151
15N labeled L-Lysine ALDRICH 592900
Unlabeled L-Phenylalanine SIGMA-ALDRICH P2126
13C6-Glucose ALDRICH 389374
2-deoxy-2-fluoro-l-fucose  SANTA CRUZ Biotechnology sc-283123

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Terpe, K. Overview of bacterial expression systems for heterologous protein production: from molecular and biochemical fundamentals to commercial systems. Appl Microbiol Biotechnol. 72 (2), 211-222 (2006).
  2. Sorensen, H. P., Mortensen, K. K. Advanced genetic strategies for recombinant protein expression in Escherichia coli. J Biotechnol. 115 (2), 113-128 (2005).
  3. Contreras-Gomez, A., Sanchez-Miron, A., Garcia-Camacho, F., Molina-Grima, E., Chisti, Y. Protein production using the baculovirus-insect cell expression system. Biotechnol Prog. 30 (1), 1-18 (2014).
  4. Bandaranayake, A. D., Almo, S. C. Recent advances in mammalian protein production. FEBS Lett. 588 (2), 253-260 (2014).
  5. Varki, A. Essentials of Glycobiology. , Second edition edn, Cold Spring Harbor . (NY). (2009).
  6. Moremen, K. W., Tiemeyer, M., Nairn, A. V. Vertebrate protein glycosylation: diversity, synthesis and function. Nat Rev Mol Cell Biol. 13 (7), 448-462 (2012).
  7. Apweiler, R., Hermjakob, H., Sharon, N. On the frequency of protein glycosylation, as deduced from analysis of the SWISS-PROT database. Biochim Biophys Acta. 1473 (1), 4-8 (1999).
  8. Payne, R. J., Wong, C. H. Advances in chemical ligation strategies for the synthesis of glycopeptides and glycoproteins. Chemical Comm. 46 (1), 21-43 (2010).
  9. Wang, P., et al. Erythropoietin derived by chemical synthesis. Science. 342 (6164), 1357-1360 (2013).
  10. Yamamoto, N., Tanabe, Y., Okamoto, R., Dawson, P. E., Kajihara, Y. Chemical synthesis of a glycoprotein having an intact human complex-type sialyloligosaccharide under the Boc and Fmoc synthetic strategies. J Am Chem Soc. 130 (2), 501-510 (2008).
  11. Huang, W., Giddens, J., Fan, S. Q., Toonstra, C., Wang, L. X. Chemoenzymatic glycoengineering of intact IgG antibodies for gain of functions. J Am Chem Soc. 134 (29), 12308-12318 (2012).
  12. Schwarz, F., et al. A combined method for producing homogeneous glycoproteins with eukaryotic N-glycosylation. Nat Chem Biol. 6 (4), 264-266 (2010).
  13. Smith, E. L., et al. Chemoenzymatic Fc glycosylation via engineered aldehyde tags. Bioconj Chem. 25 (4), 788-795 (2014).
  14. Zou, G., et al. Chemoenzymatic synthesis and Fcgamma receptor binding of homogeneous glycoforms of antibody Fc domain. Presence of a bisecting sugar moiety enhances the affinity of Fc to FcgammaIIIa receptor. J Am Chem Soc. 133 (46), 18975-18991 (2011).
  15. Cox, K. M., et al. Glycan optimization of a human monoclonal antibody in the aquatic plant Lemna minor. Nat Biotech. 24 (12), 1591-1597 (2006).
  16. Jarvis, D. L. Baculovirus-insect cell expression systems. Methods Enzymol. 463, 191-222 (2009).
  17. Li, H., et al. Optimization of humanized IgGs in glycoengineered Pichia pastoris. Nature Biotech. 24 (2), 210-215 (2006).
  18. Palmberger, D., Wilson, I. B., Berger, I., Grabherr, R., Rendic, D. SweetBac: a new approach for the production of mammalianised glycoproteins in insect cells. PLoS One. 7 (4), e34226 (2012).
  19. Toth, A. M., Kuo, C. W., Khoo, K. H., Jarvis, D. L. A new insect cell glycoengineering approach provides baculovirus-inducible glycogene expression and increases human-type glycosylation efficiency. J Biotech. 182-183, 19-29 (2014).
  20. Yamane-Ohnuki, N., et al. Establishment of FUT8 knockout Chinese hamster ovary cells: an ideal host cell line for producing completely defucosylated antibodies with enhanced antibody-dependent cellular cytotoxicity. Biotechnol Bioeng. 87 (5), 614-622 (2004).
  21. Dalton, A. C., Barton, W. A. Over-expression of secreted proteins from mammalian cell lines. Protein Sci. 23 (5), 517-525 (2014).
  22. Legendre, J. Y., Szoka, F. C. Cyclic amphipathic peptide-DNA complexes mediate high-efficiency transfection of adherent mammalian cells. Proc Natl Acad Sci U S A. 90 (3), 893-897 (1993).
  23. Wurm, F. M. Production of recombinant protein therapeutics in cultivated mammalian cells. Nat Biotech. 22 (11), 1393-1398 (2004).
  24. Jordan, M., Schallhorn, A., Wurm, F. M. Transfecting mammalian cells: optimization of critical parameters affecting calcium-phosphate precipitate formation. Nucleic Acids Res. 24 (4), 596-601 (1996).
  25. Kingston, R. E., Chen, C. A., Okayama, H. Calcium phosphate transfection. Curr Protoc Immunol. Chapter 10, Unit 10.13 (2001).
  26. Boussif, O., et al. A versatile vector for gene and oligonucleotide transfer into cells in culture and in vivo: polyethylenimine. Proc Natl Acad Sci U S A. 92 (16), 7297-7301 (1995).
  27. Pagano, J. S., McCutchan, J. H., Vaheri, A. Factors influencing the enhancement of the infectivity of poliovirus ribonucleic acid by diethylaminoethyl-dextran. J Virol. 1 (5), 891-897 (1967).
  28. Fraley, R., Subramani, S., Berg, P., Papahadjopoulos, D. Introduction of liposome-encapsulated SV40 DNA into cells. J Biol Chem. 255 (21), 10431-10435 (1980).
  29. Schlaeger, E. J., Christensen, K. Transient gene expression in mammalian cells grown in serum-free suspension culture. Cytotechnology. 30 (1-3), 71-83 (1999).
  30. Longo, P. A., Kavran, J. M., Kim, M. S., Leahy, D. J. Transient mammalian cell transfection with polyethylenimine (PEI). Methods Enz. 529, 227-240 (2013).
  31. Backliwal, G., Hildinger, M., Hasija, V., Wurm, F. M. High-density transfection with HEK-293 cells allows doubling of transient titers and removes need for a priori DNA complex formation with PEI. Biotechnol Bioeng. 99 (3), 721-727 (2008).
  32. Backliwal, G., et al. Rational vector design and multi-pathway modulation of HEK 293E cells yield recombinant antibody titers exceeding 1 g/l by transient transfection under serum-free conditions. Nucleic Acids Res. 36 (15), e96 (2008).
  33. Vink, T., Oudshoorn-Dickmann, M., Roza, M., Reitsma, J. J., de Jong, R. N. A simple, robust and highly efficient transient expression system for producing antibodies. Methods. 65 (1), 5-10 (2014).
  34. Unson, C. G. Expression of glucagon receptors in tetracycline-inducible HEK293S GnT1- stable cell lines: an approach toward purification of receptor protein for structural studies. Biopolymers. 90 (3), 287-296 (2008).
  35. Reeves, P. J., Callewaert, N., Contreras, R., Khorana, H. G. Structure and function in rhodopsin: high-level expression of rhodopsin with restricted and homogeneous N-glycosylation by a tetracycline-inducible N-acetylglucosaminyltransferase I-negative HEK293S stable mammalian cell line. Proc Natl Acad Sci U S A. 99 (21), 13419-13424 (2002).
  36. Stanley, P., Narasimhan, S., Siminovitch, L., Schachter, H. Chinese hamster ovary cells selected for resistance to the cytotoxicity of phytohemagglutinin are deficient in a UDP-N-acetylglucosamine--glycoprotein N-acetylglucosaminyltransferase activity. Proc Natl Acad Sci U S A. 72 (9), 3323-3327 (1975).
  37. Schachter, H. The joys of HexNAc. The synthesis and function of N- and O-glycan branches. Glycoconjugate J. 17 (7-9), 465-483 (2000).
  38. Elbein, A. D., Tropea, J. E., Mitchell, M., Kaushal, G. P. Kifunensine, a potent inhibitor of the glycoprotein processing mannosidase I. J Biol Chem. 265 (26), 15599-15605 (1990).
  39. Rillahan, C. D., et al. Global metabolic inhibitors of sialyl- and fucosyltransferases remodel the glycome. Nat Chem Biol. 8 (7), 661-668 (2012).
  40. Okeley, N. M., et al. Development of orally active inhibitors of protein and cellular fucosylation. Proc Natl Acad Sci U S A. 110 (14), 5404-5409 (2013).
  41. Chang, V. T., et al. Glycoprotein structural genomics: solving the glycosylation problem. Structure. 15 (3), 267-273 (2007).
  42. Barb, A. W., et al. NMR characterization of immunoglobulin G Fc glycan motion on enzymatic sialylation. Biochemistry. 51 (22), 4618-4626 (2012).
  43. Subedi, G. P., Hanson, Q. M., Barb, A. W. Restricted motion of the conserved immunoglobulin G1 N-glycan is essential for efficient FcgammaRIIIa binding. Structure. 22 (10), 1478-1488 (2014).
  44. Barb, A. W., Brady, E. K., Prestegard, J. H. Branch-specific sialylation of IgG-Fc glycans by ST6Gal-I. Biochemistry. 48 (41), 9705-9707 (2009).
  45. Anumula, K. R., Taylor, P. B. A Comprehensive Procedure for Preparation of Partially Methylated Alditol Acetates from Glycoprotein Carbohydrates. Anal Biochem. 203 (1), 101-108 (1992).
  46. Parekh, R. B., et al. Association of rheumatoid arthritis and primary osteoarthritis with changes in the glycosylation pattern of total serum IgG. Nature. 316 (6027), 452-457 (1985).
  47. Yagi, H., et al. Backbone H, C, and N resonance assignments of the Fc fragment of human immunoglobulin G glycoprotein. Biomol NMR Assign. , (2014).
  48. Al-Rubeai, A. B. A. M. Effects of Serum and Growth Factor on HEK 293 Proliferation and Adenovirus Productivity. Animal Cell Tech: Basic & Appl Aspects. 15, 19-23 (2009).
  49. Kaufman, S. M. A. A. R. J. Ch. 13, Gene Transfer and Expression in Mammalian Cells. New Comprehensive Biochemistry. Makrides, S. C. 38, Elsevier. 411-432 (2003).
  50. Berlec, A., Strukelj, B. Current state and recent advances in biopharmaceutical production in Escherichia coli, yeasts and mammalian cells. J Ind Microbiol Biotechnol. 40 (3-4), 257-274 (2013).
  51. Nothaft, H., Szymanski, C. M. Bacterial protein N-glycosylation: new perspectives and applications. J Biol Chem. 288 (10), 6912-6920 (2013).
  52. Barb, A. W. Intramolecular N-glycan/polypeptide interactions observed at multiple N-glycan remodeling steps through [(13)C,(15)N]-N-acetylglucosamine labeling of immunoglobulin G1. Biochemistry. 54 (2), 313-322 (2015).

Tags

Biologia Cellulare Numero 106 glicoproteina immunoglobulina G Fc recettore proteine ​​ricombinanti HEK293F umano e le cellule HEK293S

Erratum

Formal Correction: Erratum: High Yield Expression of Recombinant Human Proteins with the Transient Transfection of HEK293 Cells in Suspension
Posted by JoVE Editors on 09/08/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: High Yield Expression of Recombinant Human Proteins with the Transient Transfection of HEK293 Cells in Suspension. The Authors section was updated. from:

Ganesh P. Subedi1
Roy W. Johnson2
Heather A. Moniz2
Kelley W. Moremen2
Adam Barb1
1The Roy J. Carver Department of Biochemistry, Biophysics and Molecular Biology, Iowa State University
2Complex Carbohydrate Research Center, University of Georgia

to

Ganesh P. Subedi1
Roy W. Johnson2
Heather A. Moniz2
Kelley W. Moremen2
Adam W. Barb1
1The Roy J. Carver Department of Biochemistry, Biophysics and Molecular Biology, Iowa State University
2Complex Carbohydrate Research Center, University of Georgia

High Yield Espressione di proteine ​​ricombinanti umane con il Transient Trasfezione delle cellule HEK293 in sospensione
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Subedi, G. P., Johnson, R. W.,… More

Subedi, G. P., Johnson, R. W., Moniz, H. A., Moremen, K. W., Barb, A. W. High Yield Expression of Recombinant Human Proteins with the Transient Transfection of HEK293 Cells in Suspension. J. Vis. Exp. (106), e53568, doi:10.3791/53568 (2015).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter