Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

גירוי עצבי חלול ורישום של תרופתי בלחץ עכברוש

Published: April 23, 2018 doi: 10.3791/56807
Automatic Translation
1, 2, 3,4, 1,4
1Biomedical Laboratory and the Research Unit of Urology, Department of Clinical Research, University of Southern Denmark, 2Department of Surgery, University of Vermont, 3Research Unit of Urology, Department of Clinical Research, University of Southern Denmark, 4Department of Urology, Odense University Hospital

Summary

מחקר זה מתאר הליך כירורגי מפושטת עם טכניקה לביצוע גירוי עצבי חלול עם הבידוד של האלקטרודה העצב מורכבים באמצעות דבק סיליקון או תרופתי לחץ מידה.

Abstract

הגירוי של העצב חלול (CN) ומדידת הלחץ תרופתי (ICP) נעשה שימוש נרחב על בדיקה והערכה של טיפולים לבעיות בזקפה. אולם, האמצעים שננקטו להשתנות בין המעבדות, החסרונות עדיין קיימים. מטרת מחקר זה הייתה לתיאור טכניקה כירורגית שיספק מודל לשחזור ואמין. על ידי חשיפת השריר ischiocavernosus בנקודה של ההכנסה על tuberosity ischial, יכול לצינוריות מנ הפין עם ניתוח מינימלי ופציעה למבנים מעורב בפונקציה זיקפה. גירוי חוזר ונשנה של CN, ללא צורך להרים וייבוש, הושג על-ידי שימוש של 125 µm אלקטרודת כסף דו קוטבית ודבק הסיליקון מסתיימים לבודד את המתחם אלקטרודה-עצב. שיטה זו מונעת neuropraxia על-ידי הפחתת מתיחה וייבוש העצב ומספק בבידוד מוחלט של העצב, שלילת זליגת חשמל ולמניעת גירוי של מסלולים חלופיים.

Introduction

מחקר in vivo של תפקוד זיקפה אצל חיות ניסוי החלה בשנת 1863 עם ניסיוני עבודתה החלוצית של אקהארט1. Electrostimulation של העצבים האגן שימש כדי לעודד את ICP מוגבר בכלבים. לאורך כלהמאה ה-20, פרוטוקולים ניסויים דומים שימשו חיות גדולות כגון כלבים, קופים, חתולים, ארנבים. הערכת תפקוד זיקפה ב עכברוש פותחה לראשונה על ידי קווינלן. et al. 19892. השיטה מאז ששינה, מתעדכנת על-ידי מספר השני קבוצות34. כיום, החולדה היא הנפוצה ביותר במודל חיה לומדים הפתולוגיה של אין-אונות, הערכת אפשרויות הטיפול המתעוררים. השלבים העיקריים של ההליך כוללים, הקלטה לחץ דם סיסטמי באמצעות קו העורק הראשי, תעלות של מנ הפין מודדים ICP, גירוי של CN לזירוז גידול ICP. למרות מספר חוקרים יש מעודן. המודל שלה הפארמצבטית נותרה בעיה, התוצאות משתנה דווחו על ידי מעבדות שונות. מספר מלכודות עדיין נמשכות.

הקודם מאמרים5,6,7,8,9,10 לתאר את השימוש של חשיפה מלאה הפין עם degloving של הפין עבור גוף חלול תעלות. זו לא גישה אופטימלית כמו מניפולציה וגורם לנתיחה משובש לפגיעה מבנים, המהווה מרכיב חיוני לתפקוד זיקפה. ניתוח CN כבר מתואר היטב10,11, אבל גירוי של העצב אינה אופטימלית עקב גורמים רבים יכולים להשפיע על תוצאות הניסוי. הטכניקה של גירוי CN כולל הרמת העצב מן הרקמה שמסביב על ידי משיכת האלקטרודה הוק דו-קוטבי, אשר ממוקם סביב העצב, וייבוש העצב לפני כל גירוי. זה יכול להוביל דרגות שונות של נזק עצבי ודליפה חשמל הנוכחי, והתוצאה תהיה תגובה מופחתת או כוזב עלייה ICP באמצעות גירוי של מסלולים חלופיים למשל, שרירי רצפת האגן, שלפוחית השתן, מערכת העיכול בדרכי12. כל הגורמים הללו מגבילים הפארמצבטית.

במהלך המחקר, הבחנו כי עומק והן בסוג ההרדמה יש השפעה עמוקה ICP. שימשו הן סודיום פנטוברביטל, קטמין/חריגות השירותים הווטרינריים או קטמין/midazolam הזרקה או שאיפת חמצן/איזופלוריין.

כאן אנו מתארים שיטה כירורגית פשוטה ולספק נתונים כדי לתמוך סטנדרטיזציה של פרוטוקול נסיוני.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

בעלי חיים שוכנו במתקן טיפול בבעלי חיים באוניברסיטת דרום דנמרק לפי הנחיות מוסדיים. כל הניסויים בוצעו על פי המדריך מכוני הבריאות הלאומיים עבור טיפול והשתמש של חיות מעבדה. זהו הליך הניתוח חריפה, ההישרדות.

1. הכנת אבובים, אלקטרודה, מכשירי ניתוח

  1. השתמש המיקרוכירורגית הכלים הבאים: מספריים כירורגיים, מספריים מיקרו זוויתי, מלקחיים רקמות, זוג דומונט #7 מלקחיים מיקרו מעוקל #5, בעל מחט מיקרו ואת רטרקטורים.
    הערה: זה הליך חריפה, הכלים לא צריך להיות מעוקר. לאחר השימוש, לנקות ולמחוק את הטיפים עם 70% אתנול.
  2. להשרות את הצנרור 70% אתנול, ואז לשטוף את זה עם סטרילי 0.9% NaCl עם הפרין U/mL 100 לפני השימוש. להשאיר את הצנרור מלא כדי להימנע מהחדרה בועות אוויר לתוך המערכת.
  3. לחתוך חתיכה באורך 20-30 ס מ של פוליאתילן (PE) אבובים-50 כדי להפוך צנתר עבור המידה ICP. ודא לאורך צינור קצר ככל האפשר להפחית את הלחץ לשבור.
  4. בנד סטרילי 24G מחט--לצד עד המחט שובר באמצע. חברו את פיסת עם שפוע לקצה הדיסטלי של לאורך צינור PE להכנסה לתוך מנ הפין. הכנס השני כמעט עד ה-hub להתחברות מתמר לחץ. למלא את המערכת heparinized מלוחים (100 U/mL).
  5. כדי להפוך את האלקטרודה מצופה טפלון דו-קוטבי, חוטים לחתוך מיקרומטר 125 שתי כסף כדי באורך שווה. השתמש חתיכה של נייר דבק כדי לצרף את החוטים על קצה השולחן ושרשר אותן יחד. לאחר מכן, לצרף האלקטרודה צלחת שחורה.
  6. עושים חתך קטן לתוך טפלון ולהשתמש מלקחיים מיקרו #5 להתפשט באורך 4-5 מ מ של ציפוי טפלון את קצות האלקטרודות. חתוך את הטיפים עם איזמל להשיג אורך אפילו וליצור ווים על ידי כיפוף את הקצוות סביב קצה להב סכין קהה.
  7. קלטת האלקטרודה עם תום הארכת במקצת מעל קצה הלוח השחור עם ווים כלפי מעלה. מערבבים את דבק סיליקון על צלחת פלסטיק עבור 10 s וגלישת בועה דבק מסביב האלקטרודה 1-2 מ מ הקרס.
  8. לאפשר לו להתייבש במשך כ- 5 דקות לפני השימוש (איור 1). רצועת טפלון של מקטע ארוך יותר בצד השני, כדי לאפשר חיבור ממריץ.
    הערה: עם מחדש עושה הווים בקצה הדיסטלי, האלקטרודה חוזר פעמים רבות.

2. הכנת החיה

  1. לאחר מאלחש את החיה, לגלח את החצי התחתון של הבטן, צוואר, שריר חיץ הנקבים. לשפשף את החיה עם אלכוהול 70% ואחריו povidone יוד שלוש פעמים. מניחים את החולדה על כרית מחוממת כירורגי במצב פרקדן. החל הוטרינר העין משחה, לעבור את ההרדמה לידי קונוס האף עם 2.5% חמצן איזופלוריין ו- 0.8 L/min כנשא.
    הערה: התאם את רמת איזופלוריין וחמצן כדי להשיג רמה סבירה של הרדמה.

3. הכנה presurgical

  1. בצע את ההליך הכירורגי כולו תחת מיקרוסקופ הפעלה: הגדלה ועד 3.15 X 20 X מספיקה. שימוש בכפפות, לשמור על סביבה נקייה במהלך הניתוח. מניחים את החולדה על תלוי.

4. Ischiocavernosus שרירים לנתיחה למדידה של ICP

  1. עם סכין, מספריים ישר ושימוש דומונט #7 מעוקל מלקחיים מיקרו לגרום של 1 ס מ אנכי העור חתך רוחבי 5 מ מ עד האמצע מתחיל ברמה של הבסיס של הפין והארכת כלפי מטה (איור 2 א). השתמש מקלון, הפרד בזהירות את הכביש הצדדי fascia אל שק האשכים (איור 2B). לאחר לנתח fascia, לצרף רטרקטורים, ימשש עם כותנה-טיפ-החלפה כדי למצוא את tuberosity ischial (איור 2C).
  2. לנתח דרך המדיאלי רקמת שומן בנקודה זו עד לשריר ischiocavernosus הוא מדמיין (איור 3 א). השתמש זוג מלקחיים מיקרו מעוקל דומונט #7, longitudinally נפרדות השריר. Albuginea tunica יופיעו כמבנה לבנים בהירים (איור 3B). באמצעות מלקחיים מיקרו מיקרו מספריים, לחשוף את albuginea tunica במידה מספקת כדי לראות כמובן שלה (איור 3C).
  3. לאחר כיול של ההגדרות מערכות, הכנס אבובים דרך העור על חיץ הנקבים, לוודא שהוא אכן פועל במקביל מנ הפין (איור 4). אשאיר את הקו במקום ולשמור את החתך לח עם תמיסת מלח.

5. CN לנתיחה לגירוי

  1. לעשות 2 ס מ נמוך, קו האמצע החתך בבטן דרך העור, שימוש, ראשית, אזמל, ולאחר מכן עם זוג מספריים ישרים וחדים מיקרו. ליצור חתך התאמת דרך fascia לאורך לינאה אלבה, שרירי הרקמה הבסיסית ולחשוף את שלפוחית השתן, בלוטת הערמונית.
  2. השתמש רטרקטורים לקבל חשיפה טובה. השתמש מטליות צמר גפן-טיפ הערמונית להפריד רקמת שומן כדי לקבל הדמיה ברורה של גנגליון האגן הגדולות (MPG) ו- CN, פועל על ההיבט דורסולטרלי של הערמונית (איור 5).
  3. לאחר ויזואליזציה של MPG ו- CN, בזהירות פצעים וחתכים fascia המכסים העצב דיסטלי ל MPG 2-5 מ"מ עם מספריים בזווית מיקרו (איור 6a). עם השימוש של מלקחיים מיקרו #5, להפיץ את הרקמה בכל צד של העצב ותחתיו לשחרר חלק ארוך 4 מ מ (איור 6b) והחלק 9-0 בתפר תחת העצב (איור 6 c).
  4. להעלות את רמת העצב מעט בעזרת התפר (איור 7 א) כדי להקל על השמה של הווים של האלקטרודה דו-קוטבי סביב העצב (איור 7 ב). תן עוזר תערובת דבק סיליקון שני עם קצה אינסולין מחט יבש ס' 5 העצב ולהחיל הדבק על האזור סביב הווים, העצב (איור 7 c, d). לשמור את העצב מוגברות על ידי משיכת מעט האלקטרודה עבור 1 דקות לאפשר את הדבק להתייבש.
  5. הסר את רטרקטורים, למעט רטרקטורים שבצד ימין כדי להימנע מכל מושך או פיתול של האלקטרודה. הרטב את האיברים החשופים עם גזה מלוחים ושכב טבולים תמיסת מלח מעל החתך.

6. חלול הגוף תעלות למדידה של ICP

  1. לשחזר את החזיית albuginea tunica באמצעות רטרקטורים. הקפד לא לצרף את רטרקטורים לשריר ischiocavernosus כמו זה יעוות את מנ.
  2. לצרף את המחט ותורידי את הצנרור עם מלוחים heparinized לפני החדרת אותו לתוך albuginea tunica. שמור את albuginea tunica מתוח, באמצעות מלקחיים מיקרו מעוקל דומונט #7 ביד אחת (הלא-דומיננטי), מחזיק את albuginea tunica ואת שאר השרירים שמעליה דיסטלי עד לנקודה של ההכנסה. . תחזיקי את המחט עם מלקחיים ישר מיקרו ובשניה דומיננטי וודא להציג את זה במקביל עם הקורס של גוף חלול (איור 8).
  3. לדחוף את המחט 5-8 מ מ לתוך הגוף חלול. לשטוף את הצנרור ולחץ על מנ כדי לבדוק את הקו (איור 9). ודא כי ישנם אין דליפות. הדקו את הצנרור אל השולחן עם קלטת כדי למנוע משיכת בשוגג על הקו. הסר את רטרקטורים.

7. גירוי של CN

  1. עם התוכנית הקלטה (למשל, ספייק 2) פועל, ללא הרף להקליט שני תרופתי ומרושעת עורקי הלחץ.
  2. להגדיר את הפרמטרים הבאים ממריץ (למשל, SD9 דשא מכשירים, ראה טבלה של חומרים) לגירוי CN: הנוכחי-mA, תדירות הרץ 16, מתח 3 V, ואת רוחב על גב 5 50 להחיל s של גירוי עם מינימום של 1 דקה של 1.5 לנוח בין stimulations.
    הערה: Stimulations הראשונה בדרך כלל תוצאה של תגובה מופחתת (איור 10).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

השימוש של הפרוטוקול עם ההגדרות המומלצות גירוי, בהרדמה אינהלציה עם איזופלוריין 2.0% חמצן 0.8 L/דקה, צריך לייצר תוצאות כמוצג באיור 11 ואיור12, בו יש מספר גב אל גב stimulations בין 75-80 מ מ כספית. איור 13 מציגה אותה תגובה יציב לאורך 20-מין גירוי עם תגובת יציב-73-77 mm Hg. מבחן הקו למדידה של ICP באמצעות שטיפה הצינור וטפיחות על מנ (איור 9). התגובה המהירה חזרה לקו הוא סימן ההיכר של קו ממוקם היטב. אם בשלמות albuginea tunica פגום, הבדיקה יגרום לחץ שיא נמוך, תגובה איטית חזרה לקו לאחר השטיפה ו הקשה לתגובה מופחתת כאשר גירוי (איור 14). יש גם להיות דליפת NaCl heparinized בעת שטיפה ודימום במהלך stimulations.

סוגי ואת רמות של הרדמה, כמו גם השימוש החמצן הייתה השפעה גדולה על ICP. איור 15 מדגים את ההשפעה של רמות שונות של איזופלוריין על ICP, עם תגובה ירד וגם פחות יציב מישור. עם איזופלוריין ב-2%, היה יציב תגובה במדידה של ICP עם stimulations מספר על 78 mm Hg. הגדלת ריכוז איזופלוריין 3.5%, לעומת זאת, גרמו ירידה מהירה של 50% ל- 34 מ מ כספית מרובה, stimulations הבאים. אותו האפקט נצפתה בעת החלפת את איזופלוריין מ- 2.0% ל- 3.0%, איפה ירידה 19% בתגובה נצפתה, וראו מ 2.5% עד 5%, איפה מהירה יותר ירידה בתגובה של 70%. לחץ דם נשאר יציב לאורך כל stimulations. בחולדות ומורדמת באמצעות ההרדמה איזופלוריין/חמצן במהלך הניתוח, stimulations הראשוני, מי מכן קיבלו 25% של המינון המומלץ של פנטניל/midazolam (בעוד איזופלוריין הופסק), הייתה תגובה דומה יציב אבל זה עלה בכ-25% במהלך ההרדמה פנטניל/midazolam בהשוואה איזופלוריין (איור 16).

הניהול של חמצן דרך קונוס האף מוגברת של חמצן בדם מ 61-75% ל- 99-100% ב- 20 s. כאשר חמצון נעצרה, הירידה באותו נראתה על פני כ 1 מינימלית לחץ הדם היה יציב לאורך stimulations, אבל ניהול חמצן דרך קונוס האף (0.8 L/דקה) הייתה השפעה גדולה על המדידה של ICP המרבי, לצמצם אותו על-ידי 35-45% stimulations גב אל גב (איור 17).

Figure 1
איור 1 . הפרעה דו קוטבית טפלון מצופה כסף האלקטרודה. (א) דבק בועה באזור המעבר בין האלקטרודה נייר עם ציפוי וללא. (B) Distal 2 ס מ של האלקטרודה היטב בסגנון צמה. (ג) מקבילים ללא ציפוי ווים 1 מ מ אחד מהשני. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.

Figure 2
איור 2 . דיסקציה של גוף חלול – אתרים- (א) 1 ס מ אנכי חתך, כלפי מטה לרוחב 2 מ מ החל מהבסיס של הפין. (B) Fascia לרוחב כדי האשכים מופרדים באמצעות מטליות שקצהו כותנה. (ג) תצוגה של שדה הפעולה לאחר הצבת רטרקטורים (pm: בן-סחלב שריר, זה: נקודת הכניסה של מנ ל tuberosity ischial). אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.

Figure 3
איור 3 . לחשוף את albuginea tunica. (א) ischiocavernosus השריר (חץ). (B) Tunica albuginea (חץ). מציג את הקורס של גוף חלול ההגדלה של צריכת חשמל נמוכה (C). אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.

Figure 4
איור 4 . קו להקלטה לחץ חלול. מחט הציג דרך העור על חיץ הנקבים פועל במקביל עם גוף חלול (חץ). אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.

Figure 5
איור 5 . חשיפת MPG מסומן על ידי חץ, CN פועל אנכי על ההיבט דורסולטרלי של הערמונית. מרכזי האגן גנגליון (MPG) מסומן על ידי חץ, עצב חלול (CN). אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.

Figure 6
איור 6 . דיסקציה של עצב חלול. (א) חיתוך fascia המכסים את העצב חלול עם מספריים מיקרו. (B) הפרדת העצב מהרקמה שתחתיו באמצעות מלקחיים מיקרו. (ג) הצבת חבל 9-0 מתחת העצב. מרכזי האגן גנגליון (MPG) מסומן על ידי חץ, עצב חלול (CN). אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.

Figure 7
איור 7 . חיבור של העצב. (א) היא מרוממת את העצבים על ידי משיכת בעדינות את התפר. עצב (B) נח על הווים של האלקטרודה. (ג) עצב, אלקטרודה מתחם מבודד עם דבק סיליקון מסתיימים. בועה דבק נוספים (D) הוסיף לבודד לחלוטין את המתחם עצב-אלקטרודה. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.

Figure 8
איור 8 . תעלות של albuginea tunica. מחט 23 גרם מחובר לצנרת PE-50 מוכנס לתוך tunica albuginea. נקודת הכניסה מסומן על ידי חץ. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.

Figure 9
איור 9 . בדיקות הקו תרופתי. התגובות ראיתי עם מיקום הקו הנכון. שימו לב שטיפה של קו, תגובתה הקשה על מנ. כמו כן, שימו לב הירידה הלחץ המהיר בחזרה לקו. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.

Figure 10
איור 10 . ראשוניות התגובות גירוי עצבי חלול. התגובה הראשונה מופחתת. גירוי הראשון של 50 מ מ כספית, מישור המשתנות. גירוי השני והשלישי של 66 מ מ כספית. מדידות הבאות נרשמו ברמה רגילה-73 mm Hg. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.

Figure 11
איור 11 . חזר על גירוי עצבי חלול ורישום לחץ תרופתי. מציג את היציבות של התוצאות תוך שימוש בפרוטוקול זה. עשר stimulations רצופות בין 75-78 mm Hg. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.

Figure 12
איור 12 . גירוי עצבי חלול ורישום לחץ. כ-30 stimulations גב אל גב עם < 6 מ מ השתנות Hg בהלחץ. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.

Figure 13
איור 13 . גירוי מתמשך שנמשך 20 דקות תנודות מוגברת הסוף, אבל את stimulations הבאים, לאחר מנוחה 1 דקות, הפיק לתגובה יציב. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.

Figure 14
איור 14 . דולף tunica albuginea. תגובה ממושך בחזרה בסיסית לאחר השטיפה ו הקשה. תגובת ירד לאחר גירוי. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.

Figure 15
איור 15 . השפעת הרדמה במינון על הלחץ תרופתי. ירד, תגובה יותר המשתנות על הגדלת איזופלוריין לעומת התגובה יציב על 2% הראשון 2 ואת שלושת stimulations. איתור הכחול העליון מציג קבוע מתכוון לחץ הדם בעורק. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.

Figure 16
איור 16 . השפעת סוג הרדמה על הלחץ תרופתי. Stimulations הראשוני לבצע תחת הצג הרדמה איזופלוריין עלייה בלחץ של 80 מ"מ כספית, ברגע פנטניל/midazolam היה מנוהל חלה עלייה בתגובה 110 מ מ כספית. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.

Figure 17
איור 17 . ההשפעה של המינהל חמצן דרך האף קונוס. הפסקת ניהול חמצן דרך האף קונוס הביא לירידה משמעותית בלחץ חלול להגדיל עם גירוי עצבי חלול. אין השפעה על הלחץ בעורקים רשע צוין (כחול מעקב לעיל). אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.

Figure 18
איור 18 . השפעת מתח על הלחץ בתגובה לגירוי. המתח בין V 1.5-6 הופק בתגובת הלחץ זהים. התגובה פחתה מתחת 1.5 נ' אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

המטרה העיקרית של מחקר זה היה לתיאור טכניקה כירורגית פשוטה של תעלות הפין מנ להקלטה של ICP ובידוד של CN עבור electrostimulation. הצגנו שינויים הקרע של גוף חלול כדי לפשט את הניתוח לשחזור הקלטות של העלייה של ICP לספק גירוי CN. עם חתך אנכי העור 1 ס מ, לרוחב לבסיס של הפין, באמצעות את tuberosity ischial מוחשי כמו הדרכה, השגנו חשיפה טובה של השריר ואת tunica albuginea ischiocavernosus. ההליך זה מהיר יותר (מתחת לגיל 15 דקות) מאלה המתוארים בספרות וגורם רקמות מינימלי הפרעה2,3,4.

הטכניקה משמש כיום של גירוי CN כולל חיבור, מרים, והוא ייבוש של CN לפני כל electrostimulation יישומית10. טכניקה זו אינה מבטיחה כי התנאים להישאר זהה עבור כל גירוי. בנוסף, הרמה של העצב מחייב שימוש micromanipulator וחזר מתיחה ושחרור של העצב, אשר יכול להוביל neuropraxia. לעומת השיטה הנוכחית של גירוי CN, השימוש של דבק סיליקון מסתיימים לבודד את המתחם עצב-אלקטרודה מפחית את התדירות של העצב מתיחה שני מופעים; פעם אחת כדי להציב האלקטרודה דו-קוטבי סביב העצב, ופעם אחת כדי לבודד את העצב ואת האלקטרודה באמצעות דבק. לאחר מכן, neurostimulations מרובים יכול להתבצע ללא צורך עצב ומניפולציות.

החדרת המחט לתוך גוף חלול להקלטה לחץ מהווה שלב קריטי. משתמשים חדשים של טכניקה זו צריך לתרגל את החלק הזה לפני תחילת הניסויים. בעת פריסת את המחט לתוך מנ, זה קריטי כי מנ נמתחת, המחט נפרס במקביל כמובן שלה. השלב הקריטי אחרים הוא העצב טיפול במהלך לנתיחה שלה מ הרקמה שמסביב ואת המיקום של האלקטרודה מתחת. בזמן לנתיחה עצמה אינה משימה קשה, כל מתיחה או התאהבות של העצב יכול לגרום נזק. שלנו שינוי של שלב זה הופך את הצורך micromanipulator מיותרים ומפשטת עצב טיפול. השימוש בדבק סיליקון מסתיימים לבודד את העצב ולספק יציבה ואמינה קשר בין האלקטרודה העצב מפחיתה את המניפולציה הכרחי. דבק סיליקון יכול לשמש גם במודלים של בעלי חיים אחרים איפה ויוו בגירוי מוחל.

גירוי הפרמטרים המפורטים במחקרים רבים משתנים בין 14-20 Hz ו 1.5-12 V11,13,14. טכניקה זו הראה כי גירוי באמצעות 1.5 דופק אמא, הרץ 16, 3 V ו- 5 מילי-שניות המיוצר לתגובה מלאה. עם הגדלת גירוי פרמטרים, ICP אינה מגדילה (איור 18). זה מרמז כי גירוי באמצעות פרמטרים כלשהם, שנמצאים מעל הסף עבור מפעילה עורקי (עורק חלול), הרפיה של השריר החלק arteriolar, sinusoidal, מספיקה לעורר את רפלקס, כתוצאה מלא פיזיולוגיים תגובה. העלייה שלאחר מכן תדירות, משרעת או רוחב לא תוביל תגובה פיזיולוגית חזקה יותר והוא יכול לרוקן נוירוטרנסמיטרים או אפילו לגרום עצב פציעה. עם הפרמטרים המתוארים לעיל, הצלחנו להשיג תגובה לשחזור עם תקופת מנוחה קצר ככל 30 s יותר מ-40 פעמים ברציפות.

העומק של ההרדמה משפיע בבירור את התגובה הפיזיולוגית. עם שאיפה הרדמה, זה יכול להיות טוב נשלט, אולם התגובה השיא הוא נמוך יותר, כ- 25% בהשוואה פנטניל/midazolam הרדמה בזריקה. הבחנו כי המינון של איזופלוריין יכול להישמר ברמה נקבע על ידי ריכוז איזופלוריין מינימלי הדרוש כדי לחסל את הבוהן קמצוץ התגובה. רוב החוקרים, השתמש הרדמה הזרקת סודיום פנטוברביטל, פנטניל/midazolam, קטמין/חריגות השירותים הווטרינריים או קטמין/midazolam15.

אף אחד המאמרים שפורסמו הזכיר את השימוש חמצון מבוקר. תוצאות המחקר מראות שיש לזה השפעה גדולה על ICP. לכן, חשוב כי, ללא קשר לסוג של הרדמה המשמש, החיה מקבל חמצן דרך האף קונוס.

השימוש של חולדות יש יתרון בשל גודל וחוסן שלהם. שניהם במחקרים שפורסמו קודם לכן אישר במחקר זה, חולדות ספראג Dawley הוכחו יש מענה שלם CN גירוי בטווח של 6-12 שבועות, במשקל של 200-550 ג' באמצעות עכברים הוא יותר מאתגרת, אבל מועיל בשל הזמינות של טכנולוגיה הטרנסגניים12.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

המחברים אין לחשוף.

Acknowledgments

המחברים לא תודות לך

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Adson forceps Fine Science Tool 11006-12
Dumont #7 forceps Fine Science Tool 11271-30
Dumont #5 forceps Fine Science Tool 11273-20
ToughCut Mayo scissor Fine Science Tool 14110-15
Miniature Vannas Spring scissor Fine Science Tool 15006-09
Ultra Fine Hemostat Fine Science Tool 13020-12
Crile Hemostat Fine Science Tool 13004-14
Kwik-Sil Adhesive World Precision Instruments KWIK-SIL
Teflon coated silver wire 0.125 mm World Precision Instruments AGT0510
Elastic wire retractors Custom made
Scalpel blade Fine Science Tool 10023-00
PE-50 tubing Warner Instruments 64-0753
23 G Needle Kruuse 121272
SD-9 Square Pulse Stimulator Somatco 1077/183
Blood pressure transducer and cable World Precision Instruments BLPR2
Raucotupf Cotton-tipped Applicators Lohmann-Raucher 11966
Pro-ophta Ocular Sticks Lohmann-Raucher 16515
NaCl 0,9 % 100 mL Local pharmacy
Heparin Local pharmacy
25 mL Syringe Odense University Hospital
Vet eye ointment - Viscotears Local pharmacy
silver wires  Science Products GmbH, Heidelberg, Germany
Silicon Glue  Kwik-Sil, World Precision Instruments, Sarasota, FL, USA

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Eckhard, C. Untersuchungen über die Erektion des Hundes In: Beiträge zur Anatomie und Physiologie. , Vol. Band III Giessen: Ferber 123-166 (1863).
  2. Quinlan, D. M., Nelson, R. J., Partin, A. W., Mostwin, J. L., Walsh, P. C. The rat as a model for the study of penile erection. J Urol. 141 (3), 656-661 (1989).
  3. Heaton, J. P., Varrin, S. J., Morales, A. The characterization of a bio-assay of erectile function in a rat model. J Urol. 145 (5), 1099-1102 (1991).
  4. Martinez-Pineiro, L., et al. Rat model for the study of penile erection: pharmacologic and electrical-stimulation parameters. Eur Urol. 25 (1), 62-70 (1994).
  5. Hayashi, N., et al. The effect of FK1706 on erectile function following bilateral cavernous nerve crush injury in a rat model. J Urol. 176 (2), 824-829 (2006).
  6. Burnett, A. L., Becker, R. E. Immunophilin ligands promote penile neurogenesis and erection recovery after cavernous nerve injury. J Urol. 171 (1), 495-500 (2004).
  7. Yamashita, S., et al. Nerve injury-related erectile dysfunction following nerve-sparing radical prostatectomy: a novel experimental dissection model. Int J Urol. 16 (11), 905-911 (2009).
  8. Burnett, A. L., et al. GGF2 is neuroprotective in a rat model of cavernous nerve injury-induced erectile dysfunction. J Sex Med. 12 (4), 897-905 (2015).
  9. Lin, H., et al. Nanoparticle Improved Stem Cell Therapy for Erectile Dysfunction in a Rat Model of Cavernous Nerve Injury. J Urol. 195 (3), 788-795 (2016).
  10. Kapoor, M. S., Khan, S. A., Gupta, S. K., Choudhary, R., Bodakhe, S. H. Animal models of erectile dysfunction. J Pharmacol Toxicol Methods. 76, 43-54 (2015).
  11. Mehta, N., Sikka, S., Rajasekaran, M. Rat as an animal model for male erectile function evaluation in sexual medicine research. J Sex Med. 5 (6), 1278-1283 (2008).
  12. Cellek, S., Bivalacqua, T. J., Burnett, A. L., Chitaley, K., Lin, C. S. Common pitfalls in some of the experimental studies in erectile function and dysfunction: a consensus article. J Sex Med. 9 (11), 2770-2784 (2012).
  13. Chung, E., De Young, L., Brock, G. B. Investigative models in erectile dysfunction: a state-of-the-art review of current animal models. J Sex Med. 8 (12), 3291-3305 (2011).
  14. Mullerad, M., Donohue, J. F., Li, P. S., Scardino, P. T., Mulhall, J. P. Functional sequelae of cavernous nerve injury in the rat: is there model dependency. J Sex Med. 3 (1), 77-83 (2006).
  15. Albersen, M., et al. Injections of adipose tissue-derived stem cells and stem cell lysate improve recovery of erectile function in a rat model of cavernous nerve injury. J Sex Med. 7 (10), 3331-3340 (2010).

Tags

רפואה בעיה 134 אין-אונות עכברוש גירוי עצבי חלול מדידת לחץ תרופתי מנ לנתיחה דבק סיליקון מסתיימים הרדמה חמצון
גירוי עצבי חלול ורישום של תרופתי בלחץ עכברוש
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Hox, M., Mann-Gow, T., Lund, L.,… More

Hox, M., Mann-Gow, T., Lund, L., Zvara, P. Cavernous Nerve Stimulation and Recording of Intracavernous Pressure in a Rat. J. Vis. Exp. (134), e56807, doi:10.3791/56807 (2018).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter