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Methodenartikel

Bestimmung der die Abrechnung bei Ton/Cyanobakterien Stapelfaser

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DOI:

10.3791/57176

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11. Juni 2018

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1Department of Earth and Atmospheric Sciences, University of Alberta, 2Department of Biological Sciences, University of Alberta, 3Department of Earth Sciences, Simon Fraser University, 4Earth Sciences Department, University of Toronto

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Das Zusammenspiel und die Sedimentation von Ton und Bakterienzellen im marinen Bereich, beobachtet in natürlichen Umgebungen, können am besten in einer kontrollierten Laborumgebung untersucht werden. Hier beschreiben wir ein detailliertes Protokoll, das eine neuartige Methode zur Messung der Sedimentation Rate von Lehm und Cyanobakterien Stapelfaser skizziert.

Zusammenfassung

Die Mechanismen für die Ablagerung von feinkörnigen, sind reich an organischen Sedimente noch weitgehend umstritten. Insbesondere wird die Auswirkungen der Interaktion von tonteilchen mit reaktiven, planktonischen Cyanobakterien Zellen in den sedimentären Datensatz unter untersucht. Diese Interaktion ist potenziell maßgeblich an Schiefer Ablagerungsbedingungen Modelle. In einer Laborumgebung können die Flockung und Sedimentation Preise dieser Materialien geprüft und in einer kontrollierten Umgebung gemessen werden. Hier zeigen wir ein Protokoll zur Messung der Sedimentation Rate von Cyanobakterien/Ton-Gemischen. Diese Methode wird durch die Beschreibung von zwei Probe-Experimenten demonstriert: die erste verwendet vorkommenden SP. PCC 7002 (ein marine kokkoiden Cyanobakterien) und Kaolin (eine trockene Form von Kaolinit) und die zweite Kaolin und Synechocystis SP. PCC 6803 (ein Süßwasser kokkoiden Cyanobakterien). Cyanobakterielle Kulturen werden mit unterschiedlichen Mengen Lehm in einen speziell entwickelten Panzer Apparat so optimiert, dass kontinuierliche, Echtzeit-Video und fotografische Aufzeichnung können gemischt. Die Stichprobenverfahren sind sowie ein Post-Sammlung-Protokoll zur präzisen Messung von Chlorophyll eine detaillierte aus denen die Konzentration von Cyanobakterien Zellen bleiben in der Schwebe bestimmt werden kann. Durch experimentelle Replikation ein Profil erstellt, die Sedimentation Rate zeigt.

Einleitung

Mit heutigen Umweltbedingungen und Prozesse, vorbei an Erosionsprozesse Mechanismen abzuleiten ist seit langem eine Untermauerung der Sedimentologie. Während moderne Ablagerungsbedingungen Analoga, wie das Schwarze Meer verwendet wurden, um die Ablagerung von organischen reichen, feinkörnige Ablagerungen zu verstehen, haben Labor-Experimente das Potenzial, zusätzlichen Aufschluss über die Herkunft der Schiefer-Lagerstätten. Eine ist Anfrage bei der Entstehung der schwarzen Schiefer die Abscheiderate und Mechanismus der ursprünglichen Formation. Traditionell hat theoretisiert, daß schwarze Schiefer Umgebungen gebildet wo die Sedimentation Rate, PRIMÄRPRODUKTIVITÄT und organischer Substanz Atmung Preise die Erhaltung der organischen Substanz im Sediment1,2 fördern ,3. Jedoch die Rolle der Cyanobakterien und Ton Flockung ist weitgehend unberücksichtigt geblieben. Dieser Mechanismus der Flockung würde es ermöglichen schnelle Ablagerung von organischen reichen, feinkörnige Sedimente auftreten, und ist nicht erforderlich, sauerstoffarmen. In Anbetracht dieser Prämisse dieses Protokolls hat zwei Ziele: (1) messen die Sedimentation Rate der Cyanobakterien/Ton Stapelfaser, und (2) den Sedimentationsprozess in Echtzeit zu visualisieren. Diese Methodik, neben geochemische Analyse wurde verwendet, zu zeigen, dass Cyanobakterien/Ton Flockung in der Tat ein wichtiger Mechanismus für Shale Formation1sein kann. Während ursprünglich für die Modellierung von Schiefer Ablagerung, gilt diese Methode zu anderen Disziplinen wie Biologie und Umweltsanierung wo der Einfluss der Ton-Eingang auf bakteriellen Stoffwechsel und Bevölkerung gemessen werden muss.

Zahlreiche Studien wurden durchgeführt, um die Flockung von Cyanobakterien und Lehm, zur Abschwächung der schädlichen Algenblüten2,3,4,5,6,7 beobachten , 8 , 9 , 10 , 11 , 1 2. jedoch während der Messung Zellkonzentration im Laufe der Zeit, diese Studien haben nicht angewendet Cyanobakterien/Ton Flockung zur Modellierung der Ablagerung von der Rock-Datensatz. So fehlt diese Studien eine visuelle Komponente, die entscheidend sein kann, wenn Vergangenheit sedimentologische Prozesse zu modellieren. Zusätzlich zu die Mehrzahl der Studien nutzen Zellzählung (z. B. Pan Et Al. 11), die mühsam sein kann. Unsere Methode, mit der jüngsten Fortschritte in der Messtechnik Cyanobakterien Flockung, bestimmt die Änderungen in Cyanobakterien Zellkonzentration durch Messung Chlorophyll ein (Chl eine) in diskreten Zeitintervallen. Paarung Chl eine Messung mit visuellen Daten ist ein neuer Ansatz, die Erosionsprozesse Bedingungen abzuleiten verwendet werden können. Erzeugten Bilder können auch zur Sedimentation Rate nach der Arbeit von Du Et al.zu berechnen. 13. die Kombination von visuellen und numerischen Daten stärkt die Zuverlässigkeit der Ergebnisse. Darüber hinaus erläutern wir weitere Protokolle für die Sedimentation der Toten Biomasse und Ton ermöglichen auch beobachtet werden. Dies ist wichtig, wenn man vorbei an sedimentologische Umgebungen, wo Leben und tot Biomasse Co aufgetreten. Unterschiede im Verhalten der Toten Biomasse während der Flockung (z. B. Rückgang der Flockung Tarif) hätte möglicherweise sedimentologische folgen.

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Protokoll

1. Vorbereitung der Cyanobakterielle Kulturen

  1. Vorbereitung der Inokulation Kulturen mit festen Medien
    1. Erhalten Sie axenic Zellen Zellen von der American Type Culture Collection oder Pasteur Culture Collection. Zum Beispiel die einzelligen, marine vorkommenden SP. PCC 7002 wurde von Pasteur Culture Collection erhalten, es wird im folgenden vorkommendenbezeichnet werden.
    2. Vorkommenden Zellen auf Tellern mit festen Medien (A + flüssige Medien14 und 1,5 % Agar15) zu erhalten. Diese werden im folgenden als Impfung Kulturen bezeichnet.
    3. Inkubieren Sie die Platten bei 32 ± 2 ° C mit Dauerlicht zur Verfügung gestellt um 30 – 50 µmol Photonen m-2 s-1,15,18.
    4. Wiederholen Sie die Schritte 1.1-1.3 und ersetzen A + Medien mit BG-11-16 im Schritt 1.1.2 für Cyanobakterien Süßwasserarten wie Synechocystis SP. PCC 680316,17, im folgenden genannten Synechocystis. Die Zusammensetzung des A + und BG-11 Medien finden Sie unter Tabellen 1 – 4 .
  2. Flüssige Kulturen vorbereiten: jeder Tank Experiment erfordert eine 400 mL Cyanobakterien Kultur.
    1. Sammeln Sie ein 250 mL und zwei 1 L hitzebeständige Erlenmeyerkolben.
    2. Spülen Sie jede Flasche mit einer 4 M Salzsäure (HCl)-Lösung (30 mL HCl-Lösung für jede Flasche), gefolgt von destilliertem Wasser.
      Achtung: Salzsäure ist ätzend und giftig. Stellen Sie sicher, dass ein Laborkittel, Schutzbrille und säureresistente Handschuhe getragen werden, wobei die 4 M HCl-Lösung. Führen Sie diesen Schritt in einem Labor-Waschbecken und befolgen Sie die örtliche Vorschriften bei der Entsorgung von 4 M HCl-Lösung
    3. Füllen Sie die 250 mL Flasche mit 50 mL flüssiger Medien (A + oder BG-11). Füllen Sie eine 1 L Flasche mit 400 mL flüssiger Medien (A + oder BG-11) und der andere 1 L Flasche mit 600 mL Medien (A + oder BG-11).
    4. Jede Flasche mit einem Gas durchlässige Schaum stopfen verschließen und den Schaum Stopper und Kolben Hals mit Alufolie abdecken.
    5. Label und Autoklaven ermöglichen die Fläschchen bei 121 ° C und 100 kPa für 25 min. der Kolben auf Raumtemperatur abkühlen lassen.
    6. Bereiten Sie eine laminare Strömung Kapuze durch Sterilisierung der Oberfläche mit 70 % Alkohol.
    7. Sammeln Sie eine Drahtschlinge Inokulation, ein Bunsenbrenner, gekühlten 50 mL flüssige Medien Kolben (aus Schritt 1.2.5) und die Impfung-Kultur (ab Schritt 1.1). Legen Sie diese Elemente in die sterilisierten Fluss-Haube.
    8. Sterilisieren Sie die Drahtschlinge Impfung kurz mit der Flamme einen Bunsenbrenner zu und lassen Sie es abkühlen.
    9. Ziehen Sie die coole Schleife entlang der Oberfläche der Inokulation Kultur um Cyanobakterien Zellen zu sammeln.
    10. Entfernen Sie die Schaumstoff-Stöpsel und Folie Kappe aus der 250 mL-Flasche (ohne Berührung den Schaum-Stopper) und Sterilisieren Sie den Rand der Erlenmeyerkolben zu, indem man es kurz durch die Flamme.
    11. Kippen Sie die Flasche zu, so dass das Medium in der Nähe von den Hals der Flasche ist, und legen Sie die Impfschlinge beschichtet mit Zellen in den Kolben. Sobald die Schleife in den Medien eingetaucht ist, rühren Sie die Impfschlinge um die Zellen zu entfernen.
    12. Entfernen Sie die Impfschlinge und resterilisieren Sie die Lippe des Kolbens mit dem Bunsenbrenner Flamme.
    13. Ersetzen Sie den Schaumstoff-Stöpsel und Folie Kappe auf dem Erlenmeyerkolben (ohne Berührung den Schaum-Stopper).
    14. Die Impfschlinge innerhalb der Bunsenbrenner-Flamme zu sterilisieren.
    15. Bereiten Sie ein Wachstum Zimmer (das Wachstum Kammer genannt) wo die Temperatur bleibt bei 30 ° C15,18 und Lichtintensität ist 30 – 50 µmol Photonen m-2 s-1,15,18 . Feuchtigkeit wird nicht aktiv gesteuert.
    16. Ermöglichen Sie die beimpften 50 mL Kultur auszubrüten durch Schütteln bei 150 u/min in der Wachstums-Kammer mit einer gepflegten Temperatur von 30 ° C. Halten Sie den Mund des Kolbens bedeckt, während die Erregung zu kontrollieren Verdunstungsverluste und Verunreinigung zu verhindern.
    17. Lassen Sie die Cyanobakterien Kultur(en) für 96 h wachsen. Eine erfolgreiche Kultur sollte erscheinen leuchtend grün und haben eine optische Dichte (OD) bei 750 nm von 0,4 – 0,6.
    18. Die Kultur genug geworden ist, legen Sie die 50 mL-Kultur und die 1 L Flasche mit 400 mL flüssiger Medien (aus Schritt 1.2.5) in der Laminar-Flow-Haube. Sicherstellen Sie, dass die Strömung Haube sterilisierte Folgeschritt 1.2.6 ist.
    19. Wiederholen Sie Schritt 1.2.10 für beide Flaschen innerhalb einer Laminar-Flow-Haube.
    20. Die 50 mL-Kultur in der 400 mL der Medien in der 1 L Flasche Gießen und die Lippe der 1 L Flasche mit dem Bunsenbrenner Flamme resterilisieren.
    21. An die Stelle der Schaum stopfen und Folie Kappe befestigen Sie einen sterilen sprudelnden Apparat, bestehend aus einem Schaumstoff-stopfen, Pipette, Kunststoffrohre, Inline-Filter und vereiteln Sie Abdeckung bis zur Mündung des Kolbens zu.
    22. Schütteln Sie die 1 L Flasche mit 150 u/min bei 30 ° C mit dem Wäscher Apparat angebracht zu einer Luftpumpe, die eine befeuchtete Luft-Gemisch durch die Lösung15,18 bei 300 mL/min zirkuliert.
    23. Lassen Sie Kultur(en) innerhalb der Kammer Wachstum bei 30 ° C für 120-168 h wachsen. Eine erfolgreiche Kultur sollte erscheinen leuchtend grün und haben ein OD750 nm von 0,4 – 0,6.
    24. Wiederholen Sie Schritt 1.2 zu einer Kontrollkultur zu produzieren, die nicht mit dem Ton gemischt werden.
    25. Experimente mit Toten Biomasse erfordern einen zusätzlichen Schritt. Autoklaven die 1 L Flasche Kultur für 60 min bei 121 ° C und auf Raumtemperatur abkühlen lassen.

(2) experimentelle einrichten

  1. Platzieren Sie einen rechteckige Acryl Tank (Länge 20 cm), Breite 5,1 cm und Höhe von 30 cm vor einer Bank von Leuchtstoffröhren (neun T8 Lampen, mindestens 2.600 Lumen; Abbildung 1) 19.
  2. Legen Sie eine durchscheinende, weiße Plastikfolie zwischen der Bank von Lichtern und den Tank, das Licht zu verbreiten, der den Tank durchscheint. Diese Einrichtung wurde von Sutherland Et al. 19
  3. Mark Acryl Tank in einer Höhe von 10 cm, gemessen senkrecht von der Basis. Alle Messungen sollten in dieser Höhe in der Wassersäule, die Kohärenz der alle Probenahme erfolgen.
  4. Legen Sie eine Kamera auf einem Stativ, 1 m vor dem Tank, jedes Experiment aufzunehmen. Eine Videokamera wird empfohlen, da Bilder aus video-Dateien extrahiert werden können, und mithilfe mathematischer Modellierungssoftware Videodateien können zur Beilegung Dynamik19modelliert.
  5. Platzieren Sie ein schwarzes Tuch über die leichte Bank, Tank und Kamera, das Experiment von externen Lichtquellen (Abbildung 1) zu schützen.

(3) Flockung experimentelles Protokoll

  1. Sammeln Sie die 400 mL Kultur (Schritt 1.2), einen großen Messzylinder und 600 mL zusätzliche Wachstum Medien in eine 1 L Flasche (Schritt 1.2.5).
  2. Verdünnen Sie die 400 mL-Kultur (erste Zellkonzentration von 4 – 6 mg/mL) mit zusätzlichen Wachstumsmedien (A + oder BG-11) zu Endvolumen von 1 L mit den Messzylinder. Fügen Sie diese Lösung mit dem Acryl Tank.
  3. Bereiten Sie 2 mL Microfuge Röhren durch Kennzeichnung und legte sie in einer günstigen Lage in der Nähe von Acryl Tank. 50 g aus Ton für das Experiment zu messen.
  4. Beginnen Sie video-Aufzeichnung. Im Falle mehrerer Experimente können ein Zeichen mit dem Experiment Bezeichner vorübergehend vor der Kamera statt.
  5. Mit einer Pipette, nehmen Sie eine 1 mL Probe und platzieren Sie es in einem beschrifteten Microfuge Rohr. Verwenden Sie dieses Beispiel, um die ersten Cyanobakterien Zellzahl bestimmen durch die Messung der OD750 nm Werte. Nehmen Sie alle Proben in dreifacher Ausfertigung, um exakte Ergebnisse zu gewährleisten.
  6. Gießen Sie schnell den Ton (50 g) in den Tank unter kräftigen rühren mit einem mitreißenden Stick für 10 – 15 s.
  7. Der Timer gestartet und die ersten 1 mL Probe Chl eine Bestimmung mit einer Pipette P1000 (Probe Zeit0).
  8. Nehmen Sie zusätzliche Proben in angemessenen Zeitabständen (z.B., 1 min, 2 min, 3 min, 4 min, 5 min, 10 min, 15 min, 30 min, 60 min, 180 min und 240 min.).
  9. Wenn das Experiment beendet ist, speichern Sie die Videodatei, schalten Sie die Video-Kamera und verarbeiten Sie alle Proben für Chl eine Bestimmung (Schritt 4).
  10. Autoklaven der restliche Lehm/Cyanobakterien Lösung. Abhängig von Cyanobakterien Arten, lokaler Gesetzgebung und Politik Lab entsorgen Sie die Lösung mit geeigneten Methoden. Reinigen der Tank mit Wasser und Seife, spülen Sie ihn mit destilliertem Wasser und Luft trocknen.
  11. Bereiten Sie ein kontrollexperiment mit kein Ton hinzugefügt. Nehmen Sie Proben zu den gleichen Zeitpunkten. Diese Daten können verglichen werden, an die anderen experimentellen Daten zu bestätigen, dass die Einschwingzeit Preise aufgrund der Flockung mit Ton, kein Ergebnis einer natürlichen Abrechnung verbessert werden.
  12. Wenn Tote Biomasse während des Experiments verwendet wird, verwenden Sie die gleichen experimentelle Verfahren. Jedoch erfordert die Beseitigung Verfahren der Lösung nicht autoklavieren.

4. Probieren Sie Verarbeitung und Auswertung

  1. Chl eine Konzentration in jeder Zelle Probe mittels eines Verfahrens von Owttrim16geändert zu bestimmen. Einmal gesammelt, pellet-Zellen von jeder Probe für 3 min bei 13.000 X g mit einem Microcentrifuge bei Raumtemperatur.
  2. Entfernen Sie überschüssiges Medium mit einer Pipette P1000 und 1 mL 100 % Methanol (20 ° C). Wirbel der Probe auf Hochtouren für 1 min um die Zelle Pellet aufzuwirbeln.
    Achtung: Methanol ist giftig und brennbar. Tragen Sie Handschuhe und Schutzbrille und fernhalten Sie Methanol von Zündquellen.
  3. Inkubieren Sie die Proben bei-20 ° C für 24 h zur Gewinnung von Chl eineErleichterung.
  4. Nach der Inkubation pellet die zelltrümmer wie unter 4.1 beschrieben, die grüne überstand an eine Küvette mit einer Pipette übertragen und legen Sie die Küvette in das Spektrophotometer. Die Probe zur Ruhe im Spektralphotometer für 1 min um sicherzustellen, dass alle verbleibenden Ton innerhalb der Stichprobe setzt sich und nicht bei der Messung stört zu ermöglichen.
  5. Spektralphotometrisch Chl eine Konzentration zu bestimmen, durch Messung der Extinktion bei 665 nm und 652 nm und OD bei 750 nm. Die Chl eine Konzentration wird bestimmt mit der Formel Chl eine = 16,29 x (ein665 - OD750) - 8.54 x (eine652 - OD750) 20. CHL Konzentration dient als Proxy Zellkonzentration. Darüber hinaus ein Umrechnungsfaktor von 7,4 x 1010 Zellen/L = 10 g/L21 kann verwendet werden, um die Zellkonzentration in Gramm einige Cyanobakterien Arten berechnen.
  6. Grundstück berechnet Chl Werte im Vergleich zur Zeit .

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Ergebnisse

Wenn Sie Ton ausgesetzt, werden Zellen Zellen aus Aussetzung22gebracht. Dies zeigt sich in die repräsentativen Ergebnisse hier gegeben. Preise, die Wirkung des Tones auf die Cyanobakterien Bevölkerung bestimmen und die Sedimentation zu beobachten, wurden zwei Experimente durchgeführt, bei denen vorkommenden und Synechocystis 50 g/L-Kaolin-Tonerde (Tabelle 5 – 6, ausgesetzt waren Abbildung 2-3<...

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Diskussion

Flockung, katalysiert durch Cyanobakterien Zelle-Ton Interaktion hat ein großes Interesse in den Bereichen Ökologie und Technik2,3,4,5,6,7 angezogen. ,8,9,10,11,

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Danksagungen

Die Autoren erkennen dankbar, Mittel aus den Naturwissenschaften und Engineering Research Council of Canada (05448, 165831 und 213411).

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Cyanobakterien (in dieser Studie: Synechococcus sp. PCC 7002 und Synechocystis sp. PCC 6803)Pasteurkultur-SammlungPCC 7002 oder PCC 6803zur Inokulation der Platten
AgarThermo ScientificCM0003zur Befüllung von zwei Petrischalen
Petriplatten (Standardbakteriologie, 100 x 15 mm)Sarstedt82.1473.0012 erforderlich
1 L hitzebeständiger ErlenmeyerkolbenPyrex4980-1251 benötigter
250 mL hitzebeständiger ErlenmeyerkolbenPyrex4980-2501 benötigter
Nichrome-Impfschlaufe mit GriffFisher Scientific14-956-1031 benötigte
AlufolieReynolds Wrap Aluminiumfolie89079-06750 cm erforderlich; wird zum Abdecken des Schaumstoffstopfens und des Halses von Erlenmeyerkolben verwendet
Wachstumsmedium (z. B. A+)1050 mL erforderlich; hergestellt unter Verwendung der in den Tabellen 1-4 beschriebenen Zusammensetzung
BunsenbrennerFisher ScientificS959411
erforderlicher KunststoffschlauchFisher ScientificS5045911 m erforderlich; zur Herstellung des Sprudelgeräts
verwendet SchwammstopfenJaece Industries Inc14-127-40E1 erforderlich; Loch in der Mitte für Pipette; Wird für den Bau der Sprudelvorrichtung
Acrylplatte verwendet Home DepotOptix klare Acrylplatte Modell # MC-102S1 erforderlich; zum Bau eines Acryltanks (20 x 30 x 5,1 cm)
klarer wasserfester SilikonkleberHome DepotLoctite klares Silikon Modell # 908570 1erforderlich; zum Bau eines Acryltanks (20 x 30 x 5,1 cm)
Kamera oder VideorekorderPanasonicHC-V770 HD Camcorder1 benötigt
StativMagnusVT-3001 benötigtes
schwarzes Tuchprimomart  EAN-0726670162199; Teilenummer 680254blacknappedfr1 erforderlich; Duvetyne Light Block-Out-Tuch; ca. 152 x 213 cm zum Abdecken des Tanks Experiment
hitzebeständiges serologischesPipettenkorn C70851013-671-101G1 erforderlich; wird zur Herstellung des Blasengeräts
verwendet Probenfläschchen DynalonS30467mindestens 12 (variiert je nach gewähltem Zeitintervall)
hitzebeständige GlaspipetteFisher ScientificCorning Incorporated C708510, 13-671-101G1 erforderlich; wird zur Herstellung des Sprudelgeräts verwendet; Eine serologische Pipette aus Polystyrol würde auch funktionieren, sollte aber mit dem Schlauch und dem Stopfen verbunden werden, nachdem der Rest des Geräts autoklaviert wurde.
MikrozentrifugeEppendorf22 62 120-3  1 erforderlich; Vergleichbare Produkte können verwendet werden, wenn sie in der Lage sind, 1,5 -2 mL Mikrofuge-Röhrchen bei 13.000 x g
Vortex-Maschine (Vortex-Genie 2)zentrifugieren.Scientific Industries, IncSI-02361 erforderlich
100 % MethanolFisher ScientificA412-500 SDSmindestens 12 mL (1 mL pro Probe) erforderlich; Achtung: Entzündlich, giftig. Tragen Sie Handschuhe und eine Schutzbrille. Nicht in der Nähe von Zündquellen verwenden oder lagern. Alternative Quellen können verwendet werden.
Küvetten (1,6  mL, Polystyrol)Sarstedt67.742mindestens 12 erforderlich
SpektralphotometerFisher Scientific222-2716001 erforderlich; Pharmacia Biotech Novaspec ll könnte ebenfalls verwendet werden.
GlühbirnenHome DepotModell # 451807; Internet #205477895; Shop SKU #10010615386-8 Glühbirnen erforderlich, um Licht für die Tankexperimente zu liefern
Pipette (Pipetman Classic P1000GilsonF123602zur Probenentnahme
verwendet 37 % SalzsäureSigma-Aldrich258148Vorsicht: Ätzend und giftig. Tragen Sie während der Anwendung einen Laborkittel, eine Schutzbrille und säurebeständige Handschuhe. Hergestellt auf 4 N vor der Verwendung durch Verdünnung in entionisiertem Wasser in einem chemischen Rauchabzug.
Schaumstoffstopfen (klein)CanlabT 1385
Schaumstoffstopfen (groß)CanlabT 1387Benötigt einige intakte Stopfen und einige mit einem einzigen Loch in der Mitte
30°; C Inkubator/Wachstumsraum mit kontinuierlicher Beleuchtung1 erforderlich
70 % EthanolFisher ScientificBP820150030 mL  erforderlich; Achtung: Giftig und brennbar. Tragen Sie einen Laborkittel und eine Schutzbrille
einen hydrophoben Luftfilter (Midisart 2000, 0,2 µ m)Sartorius178051 benötigte
Tonerde (z.B. Kaolin)Fisher ScientificMFCD00062311mindestens 50 g benötigte
Mikrofuge-Röhrchen (2 mL, Polypropylen)Sarstedt72.695.500Es können vergleichbare Produkte verwendet werden. Mindestens 12 (variiert je nach gewähltem Zeitintervall)
1000 &Mikro; L PipettenspitzenSarstedt70.7621 erforderlich
zu ,

Referenzen

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