Summary
Aqui, apresentamos um protocolo utilizar injeção guiada por ultra-som de neuroblastoma (NB) e células (ES) de sarcoma de Ewing (estabeleceu linhas celulares e células tumorais do paciente-derivado) biologicamente relevantes locais para criar modelos pré-clínicos confiáveis para câncer pesquisa.
Abstract
Testes pré-clínicos de terapias anticâncer baseia-se em modelos de xenoenxertos relevantes que imitam as tendências inatas de câncer. Vantagens dos modelos padrão flanco subcutânea incluem facilidade processual e a capacidade de resposta sem imagens invasivas e progressão do tumor do monitor. Tais modelos são muitas vezes inconsistentes em ensaios clínicos translacionais e limitaram características biologicamente relevantes com baixa propensão para produzir metástase, como há uma falta de um microambiente nativo. Em comparação, modelos de transplante ortotópico em localizações tumorais nativos foram mostrados para imitar o microambiente do tumor e replicar características importantes doenças tais como a propagação metastática distante. Estes modelos geralmente exigem procedimentos cirúrgicos tediosos com períodos prolongados de tempo e recuperação anestésicos. Para resolver isso, pesquisadores de câncer recentemente tem utilizado técnicas de injeção guiada por ultra-som para estabelecer modelos de enxerto heterólogo câncer para experimentos pré-clínicos, que permite a criação rápida e fiável de modelos murino tecido-dirigido. Visualização de ultra-som também fornece um método não invasivo para avaliação longitudinal da enxertia de tumor e crescimento. Aqui, descrevemos o método de injeção guiada por ultra-som de células de câncer, utilizando a glândula adrenal para NB e cápsula renal sub para ES. Esta abordagem minimamente invasiva supera a implantação de cirurgia aberta tedioso de células cancerosas em locais específicos do tecido para o crescimento e a metástase e períodos de recuperação mórbida de abates. Descrevemos a utilização de linhagens celulares estabelecidas e de linhas de células derivadas paciente ortotópico injectável. Pre-feitos jogos comerciais estão disponíveis para dissociação de tumor e de luciferase marcação de células. Injeção da suspensão de células usando imagem-orientação fornece uma plataforma minimamente invasiva e pode ser reproduzida para a criação de modelos pré-clínicos. Este método é utilizado para criar modelos pré-clínicos confiáveis para outros tipos de câncer como bexiga, fígado e pâncreas, exemplificando seu potencial inexplorado de numerosos modelos de câncer.
Introduction
Modelos animais xenoenxertos são ferramentas essenciais para estudos pré-clínicos de romance terapias anticâncer. Xenografts murino padrão dependem de implantação subcutânea de flanco das células, fornecendo um local facilmente acessível e eficiente para monitorar o crescimento do tumor. A desvantagem dos modelos subcutâneos é a falta de características biológicas específicas do tumor, que pode limitar seu potencial de metástase1. Tais limitações são superadas pelo uso de xenografts ortotópico no qual tumor células estão incorporadas nos sítios de tecidos nativos, proporcionando um microambiente relevante com potencial metastático2. Modelos de transplante ortotópico mantêm características biológicas originais e fornecem modelos de confiança para descoberta de drogas pré-clínicos3,4. As células cancerosas utilizadas para implantação de tecido-dirigido são linhagens celulares estabelecidas ou paciente-derivado de células de tumores de pacientes. Xenografts estabelecidos de linhas de células de câncer podem apresentar alta divergência genética do tumor primário em relação ao paciente xenografts derivada5. Diante disso, o estabelecimento de paciente-derivado ortotópico xenografts tornou-se o padrão preferencial para teste novela terapêutica na descoberta da droga de cancro.
No neuroblastoma de câncer pediátrico (NB), modelos de transplante ortotópico recapitular a biologia do tumor primário em desenvolvem metástases para locais típicos de NB espalhar6,7. NB se desenvolve na glândula adrenal ou ao longo da cadeia simpática paravertebral. Os métodos mais comuns de implantação ortotópico requerem procedimentos cirúrgicos trans-abdominal abertos. Tais métodos são muitas vezes tediosos, têm alta taxa de mortalidade animal e períodos de recuperação complexa. Ultra-som de alta resolução tem sido recentemente utilizada para tecido-dirigido a implantação de células tumorais no desenvolvimento de vários modelos de murino para câncer pesquisa8,9. A técnica é confiável, pode ser reproduzido, eficiente e segura para o estabelecimento de tumor metastático relevantes xenografts10,11.
O estabelecimento de xenografts câncer pediátrico por alvo guiada por ultra-som órgão localização e agulha implantação de linhas de células e células tumorais do paciente-derivado é demonstrada11. A técnica foi utilizada para NB direcionado para a glândula adrenal murino. Sarcoma de Ewing (ES) é predominantemente um câncer ósseo, comumente visto em ossos longos como fêmur e ossos pélvicos12. Relatos de casos têm demonstrado que, para determinar se o crescimento de um câncer ósseo predominantemente é viável no tecido renal, uma localização capsular sub renal foi escolhida para ortotópico implantação13. Implantação de célula capsular sub renal de células do tumor tem sido utilizada como um modelo promissor para estudar metástases espontâneas para ES14.
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Protocol
Todo o trabalho foi feito de acordo com o Conselho de revisão institucional da Universidade de Michigan (HUM 00052430) e está de acordo com procedimentos aprovados pelo Comitê de Universidade no uso e cuidado dos animais (UCUCA). A unidade para o laboratório de medicina Animal (ULAM) supervisionou cuidados com animais.
Todo o trabalho foi feito com a aprovação do Conselho de revisão institucional da Universidade de Michigan (HUM 00052430) e está em conformidade com todos os regulamentos de Comitê de ética de pesquisa humana. As células humanas são consideradas para ser um material potencialmente de risco biológico, então siga todas as precauções especiais e práticas apropriadas de biossegurança exigidos pela sua instituição. NSG ratos são severamente imunocomprometidos e suscetíveis a doenças causadas por bactérias comumente encontradas no ambiente.
Sempre use técnica asséptica rigorosa quando preparar materiais para implantação e realizar as injeções.
1. cultura de pilha
- Crescer estabelecida humana NB linhas celulares (SH-SY5Y, SK-N-BE2 e IMR32) em meio essencial mínimo, suplementado com 10% de soro fetal bovino, glutamina 2 mM, 100 unidades/mL penicilina e estreptomicina 100 de μg/mL. Suplemento IMR32 células ainda mais com 1 mM piruvato e 0,075% NaHCO3. Manter todas as células em 37 ° C, 5% de CO2 e confluência de 70-80%.
- Cresce humano ES linhas celulares (TC32, A673, CHLA-25 e A4573) em meio RPMI suplementado com 10% de soro fetal bovino e 6 mM L-glutamina. Manter todas as células a 37 ° C, 5% de CO2 na confluência de 70-80%.
- Envie todas as linhas de célula para autenticação.
Nota: A célula autenticação é feita em uma instalação externa, consulte reconhecimentos.
2. preparação de células de Tumor primário do paciente-derivado
- Com o consentimento do paciente e o parecer favorável, colheita descartados NB tumor tecido humano de pacientes submetidos à ressecção cirúrgica para controle local e transporte para o laboratório em solução de armazenamento de tecido para preservação.
Nota: Todas as amostras são de identificados e tratadas em conformidade com as diretrizes do Conselho de revisão institucional. - Gere uma suspensão de células de câncer único paciente-derivado (UMNBL001, UMNBL002) do tecido do tumor usando um kit de dissociação do tumor. Transferência de cerca de 0,5 g de tumor para um prato de cultura de célula 100mm contendo 5 mL de tampão RPMI, 200 µ l da enzima H, 100 µ l de enzima R e 25 µ l da enzima A partir do kit de dissociação de tumor humano.
- Picar o tumor em pedaços pequenos (2-4 mm cada) usando uma tesoura e pinça de tecido. Estes fragmentos se misturam com as soluções no passo 2.2.
- Pipetar a mistura de tumor em um tubo de dissociador e fechar o tubo. Inverter o tubo e instale no manga do dissociador do tecido. Execute no programa h_tumor_01.
- Incube a suspensão de células de tumor obtida acima a 37 ° C por 1h em uma cremalheira de giro com trituração intermitente cada 15 min.
- A suspensão de células de transferência para um novo tubo cónico de 50 mL e adicionar 10 mL de RPMI. Centrifugar a suspensão de eritrócitos a 314 x g por 5 min.
- Remover o sobrenadante e suspender o sedimento em 5 mL de RPMI. Passe esta solução através de um filtro de célula de 40 µm e coletar a solução tensa em um tubo de cónico de 50 mL. Lavar o filtro uma vez com 5 mL de mídia RPMI e centrifugar a mistura a 314 x g por 5 min coletar uma pelota.
- Medir a densidade de células usando um hemacytometer15. Suspenda o sedimento obtido de cima em RPMI para obter uma concentração final de 4 × 105 células/10 µ l. Pegue 5 µ l da suspensão celular e 5 µ l de matrigel tornar-se 10 µ l de solução de célula para cada injeção.
Nota: A quantidade de RPMI usado depende da medição de densidade celular. Por exemplo, se a densidade celular medido a pelota obtida é 4 x 105 células, suspenda o sedimento em 10 µ l de RPMI.
3. luciferase de marcação das células cancerosas
- Fazer 10 mL de mídia de transdução com 5 mL de viral sobrenadante EF1a-Luc2-IRES-mCherry e 5 mL de mídia de células-tronco. Adicione 7,5 µ l de polybrene 1x.
- Mix 5 × 106 células cancerosas em mídia de transdução e prato em chapa de fixação ultra baixo de 100 mm. Incube a 37 ° C e 5% de CO2 durante a noite.
Nota: Como as placas de fixação baixo são usadas, as células não aderirão à placa. - Após 24h, trazer a placa de 100 mm, contendo células sob capa de cultura de tecidos e transferir a mistura em um tubo cônico de 15 mL. Centrifugar a suspensão de eritrócitos a 314 x g por 5 min obter o centrifugado. Lave o centrifugado uma vez com 1 mL de tampão fosfato salino (PBS) de 1x e suspender o centrifugado em 1 mL de HBSS contendo 1% de soro fetal bovino (FBS).
- Classificar as células luciferase baseadas no sinal de GFP-positivo na fluorescência-ativado da pilha classificação análise (FACS). Chapa classificadas células em cultura de tecidos de 100mm tratados prato e mantêm-se na confluência de 70-80%, a 37 ° C e 5% CO2 até necessária.
- Confirme o sinal do luciferase com kit de ensaio do luciferase. Placa 10 x 104 classificados células por poço em um illuminometer compatível 96 bem a placa e incubam as células durante a noite a 37 ° C e 5% de CO2. Após 24 h, levar a placa bem 96 à temperatura e adicionar Reagente estacionário-Glo a media cultivada em poços na proporção 1:1. Permitir que células lyse por 5 min e ler luminescência em espectrofotômetro.
- Trazer o prato de 100 mm sob uma capa de cultura de tecidos. Descarte a sobrenadante mídia. Lave as células uma vez com 2 mL de 1X PBS.
- Adicionar 2 mL de tripsina 0,25% e devolver o prato de 100 mm a incubadora para 2-3 min. Após 2-3 min, verifique desalojadas células sob o microscópio e adicionar 8 mL de RPMI para desactivar a tripsina.
- Recolha a suspensão de células em um tubo cônico de 15 mL e centrifugar a 314 x g por 5 min obter uma pelota. Desprezar o sobrenadante. Lavar o centrifugado com 1 mL de 1X PBS, suspender o sedimento em 5 mL de RPMI e determinar a densidade de células usando um hemacytometer15. Centrifugue o yhe restante solução de célula a 314 x g por 5 min obter uma pelota.
- Suspenda o sedimento em RPMI para obter uma concentração de 4 x 105 células/10 µ l. Pegue 5 µ l da suspensão celular e 5 µ l de matrigel tornar-se 10 µ l de solução de célula para cada injeção.
4. ultrasound guiado glândula Adrenal (NB) ou Sub Renal cápsula (ES) de implantação
Nota: Todos os procedimentos de ultra-som são executados usando uma alta resolução na vivo sistema de imagem. Para os procedimentos descritos, utilizou-se o transdutor, que tem uma frequência central de 40 MHz e uma largura de banda de 22-55 MHz.
- Utilize ratos NSG 6 8-week-old imune deficiente para todos os procedimentos de injeção.
- Refrigere o matrigel e autoclavadas seringas Hamilton, equipadas com uma agulha 27G (1,25"), e cateteres de 22G (0,9 mm de diâmetro externo, comprimento de 25 mm) durante a noite a 4 ° C.
- Coloque a solução de célula preparada na etapa 3 no gelo.
- Anestesia os ratos em uma câmara de indução usando 2% de isoflurano em O2 entregada a 2 L/min.
Nota: Anestesia adequada é determinada com a falta de movimento ativo e a manutenção da respiração espontânea. - Uma vez anestesiado, depilar as costas e o flanco dos animais usando loção de remoção do cabelo (como Ney) e uma máquina de barbear.
- Transferi o animal para a plataforma de imagem com o lado abdominal, onde o nariz do animal é colocado em um cone de nariz e garantiu ao inalar isoflurano.
- Coloque pomada óptica nos olhos do animal para impedir a secagem. Tape o mouse no lugar para impedir qualquer movimento inadvertido.
- Identifica o fígado murino, veia cava, baço, rim esquerdo e adjacente supra-renal esquerda usando a visualização de ultra-som.
- Use luvas estéreis, máscara e boné para proteção pessoal e a manutenção de condições estéreis. Sob a orientação de ultra-som, delicadamente inserir um catéter 22g através da pele e músculo de volta diretamente na glândula adrenal esquerda para fornecer um canal para injeção celular. Retire a agulha e deixar o cateter no lugar.
- Carregar uma seringa Hamilton refrigerada equipado com uma agulha de pequeno calibre com 10 µ l de solução de célula e, em seguida, orientar a seringa Estereotaxia através do cateter posicionado no centro da glândula adrenal.
- Injete as células do tecido-alvo adrenal. Deixe a agulha no lugar por 1-2 minutos permitir que o matrigel definir. Retire lentamente a agulha, seguida da remoção do cateter.
- Coloque os ratos na jaula e certifique-se de que o mouse recobra a consciência suficiente para manter a prostração esternal.
Nota: devido a natureza esta técnica minimamente invasiva, dor post processual é mínima, mas ainda monitorado em uma base diária com verificações de saúde ratos. "deve ser seguido com uma frase:"se inesperado sinais de dor ou desconforto são identificados durante o curso de um experimento, consulte com o seu aparelho institucional suporte veterinário para obter informações sobre analgesia ou outros cuidados médicos.
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Representative Results
Usando os procedimentos apresentados, guiada por ultra-som implantação de células NB na glândula adrenal foi feita em uma sala de procedimento dedicado equipada com uma mesa cirúrgica aquecida. Almofadas de braço e no pé foram colocadas para monitorar a atividade do coração murino (figura 1A). O animal permaneceu anestesiado com isoflurano usando inalação do cone de nariz. O rim esquerdo usando uma sonda de ultra-som de alta resolução, foi identificado com a glândula adrenal só craniana no rim (figura 1B). Em seguida, a agulha foi avançada na glândula supra-renal sob visualização directa (Figura 1). Durante a utilização desta técnica inicial, uma mistura de corante azul de metileno e matrigel foi usada para confirmar a localização correta da glândula adrenal. O animal foi sacrificado, e o sucesso do procedimento foi confirmado na necropsia visualizando o corante azul de metileno sob a cápsula da glândula adrenal (Figura 1).
Semanal ultrasom e imagem de bioluminescência foram as modalidades usadas para monitorar a taxa de enxertia e crescimento do tumor. Imagens de bioluminescência da região de interesse foi medida como /steridian fótons/s/cm2(p/s/cm2/sr) com um número mínimo de 106 a 108 indicativo do tamanho do tumor adequados para experimentos pré-clínicos9 ( Figura 2). Análise usando o t -teste mostrou aumento estatisticamente significativo na bioluminescência observou-se durante o período de oito semanas (* p< 0,05; * *p< 0,001; * * *p< 0,0001). Ultra-sonografia permitiu medições não-invasivas de volume e a área do tumor. Este, juntamente com a medição de bioluminescência monitorado tanto enxertia de tumor e progressão (Figura 3). Procedimentos semelhantes foram utilizados para células ES injetadas a cápsula renal sub (Figura 4).
Análise histológica e bruto de tumores resultantes caracteriza-se a tumores primários e metástases na necropsia. Amostras de tecido examinadas para padrões de célula morfológica e manchadas por marcadores de proteínas específicas do tumor (Figura 5, Figura 6). Enxertia do tumor primário para linha de celular NB (IMR32, SH-SY-5Y, SK-N-BE2, UMNBL001, UMNBL002) variou de 62-100%, com metástases vistos no 0-100% dos ratos injetados. As metástases mais robustas foram vistas no SK-N-BE2 (33%) e UMNBL002 (100%). Sites metastáticos para NB foram linfonodos, fígado, pulmão e osso cortical. Enxertia de capsular sub renal para linhas de células de ES (A4573, A673, CHLA-25, 32-TC) variou entre 60-100%, com metástases vistos em 0-40% dos ratos injetados. Metastáticos sites examinados para ES incluídos nódulos linfáticos, ossos corticais e pulmões. A enxertia mais robusta (100%) e metástases (40%) foram vistos em ratos de enxerto heterólogo TC-32.
Figura 1 . Localização de murino glândula adrenal e guiada por ultra-som NB celular implantação. (A) ultra-sonografia alta resolução dos órgãos abdominais murino permitiu a implantação da glândula supra-renal de células tumorais. (B) esquerdo rim foi identificado. (C) da glândula adrenal esquerda situa-se adjacente ao rim esquerdo como uma Hipoecoica (escura) redonda estrutura. A agulha foi avançada para a glândula adrenal, seguida por injeção de célula. (D) uma mistura de matrigel e corante azul de metileno foi usada para avaliar a precisão dos processos de injeção. Imagem representativa ex vivo do rim esquerdo e glândula adrenal com corante matrigel e azul de metileno na cápsula da glândula adrenal e espaço peri-adrenal. Esta figura foi modificada com a permissão de Van Noord, R.A et al. 11. clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2 . Na vivo imagens de bioluminescência de taxa de enxertia e crescimento do tumor. (A) humanos xenografts adrenais de NB foram monitorados para enxertia e crescimento do tumor ao longo de oito semanas. (B) sinal de bioluminescência máxima foi determinada dentro da região de interesse. Linhas de células NB (SH-SY5Y, 32 IMR, SK-N-BE2) e paciente-derivado de células (UMNBL001, UMNBL002) tinham aumentado padrões de brilho e crescimento ao longo do tempo. Aumento de bioluminescência durante o período de oito semanas foi estatisticamente significante (*p< 0,05; * *p< 0,001; * * *p< 0,0001). Esta figura foi modificada com a permissão de Van Noord, R.A et al. 11. clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3 . Na vivo ecografia de enxertia de tumor e crescimento. Ecografia monitorado na vivo progressão do tumor. São mostradas imagens de ultra-som e correspondentes imagens de bioluminescência em um, dois e oito semanas. Em uma semana, enxertia foi visualizada em ambas as modalidades de imagem. Volume e área de tumor foram calculadas utilizando imagens de ultra-som. Imagens de ultra-som 3D espelhado extirpados tumores após a conclusão do estudo. Esta figura foi modificada com a permissão de Van Noord, R.A et al. 11. clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4 . Localização de murino rim e guiada por ultra-som de implantação de células ES. (A) bioluminescência foi usada para monitorar o crescimento e o esplendor do tumor. (B-C) Os animais desenvolveram tumores localmente invasivos que distorcidos em torno de estruturas abdominais e invadiram em estruturas locais, como os músculos. Esta figura foi modificada com a permissão de Van Noord, R.A et al. 11. clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 5 . Histopatologia de tumor de NB e ES tumores xenoenxertos. (A) os ratos de enxerto NB tiveram localmente infiltrativa tumores primários dos locais da glândula adrenal e peri-adrenal, que distorceu os órgãos abdominais adjacentes. (B) microscopicamente (20 X, barra = 50 µm), os tumores adrenais xenoenxertos mostraram características morfológicas consistente com NB humana (aglomerados de mal diferenciadas angular para arredondar as células), incluindo pseudo ocasional formação de roseta (seta). Tecido (C) Tumor mostrou imunorreatividade de forte Tirosina Hidroxilase (marcador tumoral NB) (40 X, bar = 40 µm; controle positivo coloração mostrado no painel a esquerda; 1: 100). (D) tumor de enxerto heterólogo ES tinha características histológicas consistentes com ES infiltrativa (40 X, bar = 40 µm), aglomerados de angular para arredondar as células epitelioides separaram por uma estroma vascular bem fibro, apagar e comprimindo o rim normal adjacente (seta; compactados remanescentes do parênquima renal). (E) tecido do tumor ES mostrou imunorreatividade membrana forte para o marcador tumoral ES CD99 (40 X, bar = 40 µm; controle positivo coloração mostrado no painel a esquerda; 1: 100). Esta figura foi modificada com a permissão de Van Noord, R.A et al. 11. clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 6 . Metástases distantes desenvolveram em xenografts estabelecidos pela técnica de injeção guiada por ultra-som. (A) bioluminescência de imagens mostrando o tumor primário de NB no espaço da glândula adrenal e focos metastáticos detectados no osso cortical. (B) microscópico análise demonstrou um tumor metastático (seta) apagar a cavidade de medula e osso cortical de fêmur proximal (4 X, barra = 400 µm). (C) imunorreatividade citoplasmática de tirosina hidroxilase do site metastático do osso cortical NB (40 X, bar = 40 µm). (D) microscopia de transplante ortotópico paciente-derivado (UMNBL002) com uma metástase hepática (seta) dentro de uma veia hepática (ponta de seta demonstra células endoteliais) e infiltração do parênquima do fígado adjacentes (L) (20 X, barra = 50 µm). (E) metástase micro neuroblastoma (seta) dentro do parênquima pulmonar (40 X, bar = 40 µm). Esta figura foi modificada com a permissão de Van Noord, R.A et al. 11. clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
Guiada por ultra-som de implantação de células NB e ES é um método eficiente e seguro para estabelecer confiança xenografts murino para estudos pré-clínicos em biologia do câncer. Críticos para o sucesso de guiada por ultra-som implantação de tecido-alvo é a presença e a disponibilidade de pessoal treinado com conhecimentos especializados em localizar anatomicamente o órgão de interesse e na injeção estereotáxica de células tumorais.
A dissociação do tecido do tumor provou para ser um passo crucial no desenvolvimento do modelo descrito enxerto heterólogo derivado de paciente. Tecido do tumor nativo inclui um microambiente celular e estroma circundante que pode afetar a absorção de tumor ou enxertia. Celular conta, após o processo de dissociação foi completo, fornecido um medidor da densidade celular na amostra, com 2 x 105 células/10 μL, considerado uma contagem de célula ideal para implantação e enxertia de tumor bem sucedida.
Luciferase marcação de células permitidas para a validação da enxertia de tumor e monitoramento do crescimento do tumor medindo sinal de bioluminescência, com 106 108 sendo considerada indicativa de tumor absorção9. Para garantir o sucesso transdução, atividade do luciferase foi confirmada em vitro antes da injeção de células. Isto foi feito por imunofluorescência, kits de ensaio do luciferase e, também, examinando-se as células para sinal de bioluminescência. As configurações usadas para medir a bioluminescência foram mantidas constantes, fornecendo dados consistentes durante as medições semanais.
Ex vivo análise histopatológica dos tumores confirmou o tipo de célula e a morfologia dos tumores resultantes com a coloração específica para marcadores de proteína. A análise histopatológica confirmou enxertia do tumor e metástases demonstrada por ultrasom e imagem bioluminescente.
Vantagens de implantação celular guiada por ultra-som incluem a sua natureza não-invasiva, tempo mínimo de recuperação animal e crescente sucesso no estabelecimento de vários modelos de transplante bem sucedido. Ecografia também fornece um método confiável para monitorar na vivo tumor progressão e tumor volumes. Nestes modelos pré-clínicos, tumores progrediram a doença localmente invasiva com metástase dentro de 5 semanas. Limitações incluem a disponibilidade de tecnologia de imagem de alta resolução e a capacidade de localizar consistentemente o órgão-alvo. Disponibilidade de pessoal com experiência em ecografia do órgão de interesse são componentes críticos da técnica.
A disponibilidade da ultra-sonografia de alta resolução aumentou consideravelmente na última década, e seu uso continua em expansão, não só na prática clínica, mas também em pesquisas de laboratório. A utilização de ultra-som para o desenvolvimento da modernas xenografts murino é uma aplicação promissora, com potencial para promover modelos de pesquisa pré-clínica para descoberta de drogas câncer.
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Disclosures
Os autores têm sem divulgações.
Acknowledgments
Este trabalho recebeu apoio a Robert Wood Johnson Foundation/Amos faculdade desenvolvimento programa, Taubman Instituto de investigação médica e a seção de cirurgia pediátrica, a Universidade de Michigan. Os autores desejam agradecer a Kimber iniciantes-Borges e Dr. Marcus Jarboe para a assistência com procedimentos de injeção de ultra-som e a plataforma de imagem. Agradecemos a Paul Trombley por sua ajuda com os gráficos da figura. Agradecemos também o departamento de Radiologia da Universidade de Michigan para a utilização do centro de imagem Molecular e o núcleo do Tumor Imaging, sustentados em parte por abrangente Cancer Center NIH, conceda P30 CA046592. A Universidade de Michigan fisiologia fenotipagem Core que é suportado em parte pela concessão de financiamento do NIH (OD016502) e do centro do sistema circulatório de Frankel. Autenticação de linha celular foi feita em instalações de bio-investigação IDEXX RADIL, Columbia, MO. Agradecemos a Tammy Stoll, Dr. Rajen Mody e o programa de Oncologia Tumor sólido Mott. Nossos pacientes e familiares com gratidão são reconhecidos por sua inspiração, coragem e apoio permanente da nossa pesquisa.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Mice | |||
| NOD-SCID | Charles River | 394 | |
| NSG | The Jackson Laboratory | 5557 | |
| Cell Line | |||
| NB | |||
| IMR-32 | ATCC | CCL-127 | Established human neuroblastoma cell line |
| SH-SY5Y | ATCC | CRL-2266 | Established human neuroblastoma cell line |
| SK-N-Be2 | ATCC | CRL-2271 | Established human neuroblastoma cell line |
| ES | |||
| TC32 | COGcell.ORG | Established human Ewing's Sarcoma cell line | |
| A673 | COGcell.ORG | Established human Ewing's Sarcoma cell line | |
| CHLA-25 | COGcell.ORG | Established human Ewing's Sarcoma cell line | |
| A4573 | COGcell.ORG | Established human Ewing's Sarcoma cell line | |
| Cell Line media | |||
| RPMI | Life Technologies | 11875-093 | |
| Matrigel | BD BioSciences | 354234 | |
| Dissociation | |||
| Dissection Tools | KentScientific | INSMOUSEKIT | |
| Human Tumor Dissociation Kit | MACS Miltenyi Biotec | 130-095-929 | |
| gentleMACS dissociator | MACS Miltenyi Biotec | 130-093-235 | |
| gentleMACS C tubes | MACS Miltenyi Biotec | 130-096-334 | |
| Cell Strainer | Corning | 431751 | |
| Luciferase Tagging | |||
| Lenti-GFP1 virus | University of Michigan, Vector Core | Luciferase Virus | |
| Steady Glo-Luciferase Assay Kit | Promega | E2510 | |
| Bioluminescence Imaging | |||
| Ivis Spectrum Imaging System | PerkinElmer | 124262 | |
| D-Luciferin | Promega | E160X | |
| Anesthetic | |||
| Inhaled Isoflurane | Piramal Critical Care Inc | 66794-0017-25 | |
| Ultrasound Guided Injection | |||
| Vevo 2100 High Resolution Imaging | Vevo | 2100 | |
| Hamilton Syringes (27 gauge needle) | Hamilton | 80000 | |
| 22 Gauge Angiocatheter | BD Biosciences | 381423 | |
| Optical ointment | Major Pharmaceuticals | 301909 | |
| Nair | Church & Dwight Co | Hair Removal agent | |
| Aquasonic 100 Ultrasound Transmission gel | Parker | Ultrasound gel | |
| Histology | |||
| CD99 | DAKO | M3601 | Primary Antibody |
| Tyrosine Hydroxylase | Sigma-Aldrich | T2928 | Primary Antibody |
| Secondary HRP-Polymer antibody | Biocare | BRR4056KG | |
| Miscelleneous | |||
| 10 mL Pipettes | Fisher Scientific | 13-676-10J | |
| 5 mL Pipettes | Fisher Scientific | 13-676-10H | |
| 1.5 mL Microcentrifuge tubes | Fisher Scientific | 05-408-129 | |
| P1000 pipette | Eppendorf | 3120000062 | |
| P200 pipette | Eppendorf | 3120000054 | |
| P1000 pipette tips | Fisher Scientific | 21-375E | |
| P200 pipette tips | Fisher Scientific | 21-375D | |
| Portable pipette aid | Drummond | 4-000-101 | |
| digital animal Weighing Scale | KentScientific | SCL-1015 | |
| Calipers | Fisher Scientific | 06-664-16 | |
| 6well low attachment plates | Corning | 07-200-601 | |
| 10 cm Tissue Culture Treated Dishes | Fisher Scientific | FB012924 | |
| Polybrene | Sigma-Aldrich | TR-1003-G |
References
- Sanmamed, M. F., Chester, C., Melero, I., Kohrt, H. Defining the optimal murine models to investigate immune checkpoint blockers and their combination with other immunotherapies. Ann Oncol. 27 (7), 1190-1198 (2016).
- Fidler, I. J., Hart, I. R. Biological diversity in metastatic neoplasms: origins and implications. Science. 217 (4564), 998-1003 (1982).
- Bibby, M. C. Orthotopic models of cancer for preclinical drug evaluation. Eur J Cancer. 40 (6), 852-857 (2004).
- Killion, J. J., Radinsky, R., Fidler, I. J. Orthotopic Models are Necessary to Predict Therapy of Transplantable Tumors in Mice. Cancer Metastasis Rev. 17 (3), 279-284 (1998).
- Daniel, V. C., et al. A primary xenograft model of small-cell lung cancer reveals irreversible changes in gene expression imposed by culture in vitro. Cancer Res. 69 (8), 3364-3373 (2009).
- Khanna, C., Jaboin, J. J., Drakos, E., Tsokos, M., Thiele, C. J. Biologically relevant orthotopic neuroblastoma xenograft models: Primary adrenal tumor growth and spontaneous distant metastasis. In Vivo. 16 (2), 77-85 (2002).
- Stewart, E., et al. Development and characterization of a human orthotopic neuroblastoma xenograft. Dev Biol. 407, 344-355 (2015).
- Jäger, W., et al. Minimally Invasive Establishment of Murine Orthotopic Bladder Xenografts. J. Vis. Exp. (84), e51123 (2014).
- Teitz, T., et al. Preclinical Models for Neuroblastoma: Establishing a Baseline for Treatment. PLoS ONE. 6 (4), e19133 (2011).
- Braekeveldt, N., et al. Neuroblastoma patient-derived orthotopic xenografts retain metastatic patterns and geno- and phenotypes of patient tumours. International Journal of Cancer. 136 (5), 252-261 (2015).
- Van Noord, R. A., et al. Tissue-directed Implantation Using Ultrasound Visualization for Development of Biologically Relevant Metastatic Tumor Xenografts. In Vivo. 31 (5), 779-791 (2017).
- Vormoor, B., et al. Development of a Preclinical Orthotopic Xenograft Model of Ewing Sarcoma and Other Human Malignant Bone Disease Using Advanced In Vivo Imaging. PLoS ONE. 9 (1), e85128 (2014).
- Hakky, T. S., Gonzalvo, A. A., Lockhart, J. L., Rodriguez, A. R. Primary Ewing sarcoma of the kidney: a symptomatic presentation and review of the literature. Ther Adv Urol. 5 (3), 153-159 (2013).
- Cheng, H., Clarkson, P. W., Gao, D., Pacheco, M., Wang, Y., Nielsen, T. O. Therapeutic Antibodies Targeting CSF1 Impede Macrophage Recruitment in a Xenograft Model of Tenosynovial Giant Cell Tumor. Sarcoma. 2010, 174528 (2010).
- JoVE Science Education Database. Using a Hemacytometer to Count Cells. Basic Methods in Cellular and Molecular Biology. , JoVE. Cambridge, MA. (2018).
