Summary
I detta protokoll beskrivs en metod för murinisletisolering och transplantation i inguinal subkutan vit fettvävnad. Isolerade syngeneic murine holmar transplanteras till en murine mottagare med hjälp av en källare membran hydrogel. Mottagarnas blodsockernivå övervakas och histologianalys av holmetransplantaten utförs.
Abstract
Pankreasholmstransplantation är en väletablerad terapeutisk behandling för typ 1-diabetes. Njurkapseln är den vanligaste platsen för holmtransplantation hos gnagare modeller. Den snäva njurkapseln begränsar dock transplantationen av tillräckliga öar hos stora djur och människor. Den inguinal subkutana vita fettvävnad (ISWAT), en ny subkutan utrymme, befanns vara en potentiellt värdefull plats för holme transplantation. Denna webbplats har bättre blodtillförsel än andra subkutanutrymmen. Dessutom rymmer ISWAT en större holme massa än njurkapseln, och transplantation i det är enkelt. Detta manuskript beskriver förfarandet för musislet isolering och transplantation i ISWAT platsen för syngeneic diabetiker mus mottagare. Med hjälp av detta protokoll isolerades murine bukspottkörteln holmar av standard kollagen matsmältningen och en källare membran matris hydrogel användes för fastställande av renade holmar i ISWAT webbplats. Mottagarmössens blodsockernivåer övervakades i mer än 100 dagar. Holme ympkvistar hämtades dag 100 efter transplantation för histologisk analys. Protokollet för holmtransplantation på ISWAT-webbplatsen som beskrivs i detta manuskript är enkelt och effektivt.
Introduction
Den globala förekomsten och förekomsten av typ 1 diabetes mellitus (T1DM) ökar snabbt, enligt statistiska uppgifter från International Diabetes Federation (IDF)1. Holme transplantation är en av de mest lovande metoder för behandling av T1DM4. Eftersom det stora genombrott som gjorts i klinisk holme transplantation med Edmonton protokoll2 rapporterades, fungerande holme moderplantor överlevnad i T1DM mottagare efter 5 år når nu ca 50%3.
Tidigare undersöktes flera transplantationsplatser, såsom lever, njurkapsel, mjälte, intramuskulära regionen, subkutant utrymme, benmärg och omental påse för experimentell holmetransplantation5,6,7. Några av ovanstående platser har testats i kliniska inställningar8. Även om holme transplantation i levern är fortfarande den mest använda metoden i klinisk tillämpning för närvarande9,Det finns flera viktiga problem att ta itu med när du använder denna webbplats. Till exempel, hur man kan minska tidig förlust av de transplanterade holmarna som orsakas av omedelbar blod medierad inflammatorisk reaktion (IBMIR) och dålig syresättning leverans10,11 och hur man hämtar holme ympkvistar om det behövs, eftersom de diffust lokalisera i levern. Njurkapseln kan vara en idealisk plats för gnagare mottagare. Den snäva njurkapseln begränsar dock transplantationen av tillräckliga allogena holmar hos människor, även om det kan vara en bättre passform för holme xenotransplantation på grund av de starkt renade svinholmspreparatsom används kliniskt5,12. Därför pågår sökandet efter en lämpligare plats för holmtransplantation.
Det subkutana utrymmet kan användas som ett kliniskt tillämpligt område för holmtransplantation på grund av dess tillgänglighet. Emellertid, effektiviteten av holme transplantation i subkutan utrymme är extremt låg, vilket kräver ett relativt stort antal öar för att vända hyperglykemi13. Nyligen fann en japansk forskargrupp ISWAT, en ny subkutan plats överlägsen för holme transplantation i en murine modell jämfört med levern14. ISWAT innehåller epigastrigasartär och ven, så den rika blodtillförseln kan säkerställa holme graft revascularization. I detta manuskript föreslår vi en enkel implantationsmetod med hjälp av en membranmatrishydrogel för att fixa syngeneic murine holmar i ISWAT. Detta protokoll visar sig vara effektivt för holme transplantation.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla förfaranden i detta protokoll följde principerna om djurskydd i etikprövningskommittén för Shenzhen Second People's Hospital. Holme moderplantor mottagare och givare var 8- till 10-veckor gamla C57BL/6 manliga möss köpt från Medical Animal Center i Guangdong-provinsen. Förfarandet för skörd, isolering, kultur eller administrering av de skördade cellerna utfördes under aseptiska förhållanden.
1. Holme beredning
- Förbered en kollagentyp V-arbetslösning. Väg kollagen typ V och lös upp med D-Hanks buffert till en slutlig koncentration på 1 mg/ml, filtrera med en 0,22 μm sprutdriven filterenhet och en 60 ml spruta och förkyl i is. En volym på 5 ml för varje givare mottagare krävs.
- Avliva en 10 veckor gammal C57BL/6 hanmus (23 ± 2 g) genom livmoderhalscancer störning och spraya den yttre delen av musen med 75% etanol i några sekunder. Under tiden, fyll en 5 ml spruta med kollagenlösning och byt sprutanål med en böjd trubbigt pekade perfusion nål (32 G).
- Sätt givaren musen i ryggläge på en ispåse under dissekerande omfattning, skär en tvärgående öppning med rakt spetsiga oftalmiska sax i huden på blygdområdet, och helt snitta huden mot huvudet. Öppna sedan buken helt via ett V-snitt från blygdregionen till xiphoidprocessen.
- Exponera gallblåsan och hela längden på den gemensamma gallgången genom att flytta levern. Kläm sedan på tolvfingertaröppningen av den gemensamma gallgången med en vaskulär klämma och skär en liten öppning i gallblåsan.
OBS: Optimal nålplacering är viktigt för att förhindra ryggflöde i levern och gallblåsan. - Kanyllera den gemensamma gallgången från gallblåsan öppning med perfusion nål i steg 1,2, injicera sedan ~ 2 ml kollagenomlösning i bukspottkörteln. Därefter separerar perfused bukspottkörteln från tarmarna, magen och mjälten med två par noninvasive microtweezers, och lägg den i ett 50 ml koniskt rör på is.
OBS: Upprepa processen för alla donatormöss. Tre perfused bukspottkörtel (högst 40 min isär) kan kombineras till en 50 ml konisk rör förfylld med 3 ml kollagenlösning för varje bukspottkörtel. - Tillsätt 100 μL DNase I (10 mg/ml) per bukspottkörtel i de 50 ml koniska rören och smält bukvecken i ett vattenbad vid 37 °C genom att skaka om de koniska rören i 3–5 min.
OBS: Skaka rören kraftigt 40x i 10 s intervall för att ta bort vävnaden före matsmältningen i vattenbadet, och sedan måttligt skaka rören under matsmältningen. - Lägg stopplösning (2,5 mg/ml BSA-HBSS-lösning) upp till en slutlig volym på 50 ml för att blockera matsmältningen och pulscentrifugera rören till en hastighet av 750 x g vid 4 °C och snabbt stanna.
- Häll av supernatanten och tvätta pellets2x genom att försiktigt avbryta i 15–25 ml BSA-HBSS. Pulscentrifugerröret med samma hastighetsförhållanden som beskrivs i steg 1.7 i 1 min.
- Häll av supernatant och slå ihop pelletsen i de tre koniska rören i ett 50 ml koniskt rör. Resuspend pellets i en total volym av 10 ml histopaque-1119. Blanda homogent, och sekventiellt tillsätt 5 ml histopaque-1077 och 5 ml HBSS genom rörledningar långsamt längs sidan av röret.
- Snurra proverna i centrifugen vid 750 x g vid 4 °C i 10 min utan bromsar.
- Aspirera öarna från HBSS/histopaque-1077-gränssnittet till ett 50 ml koniskt rör med en engångs5 mL Pastörpipett, tillsätt BSA-HBSS till en slutlig volym på 50 ml och pulscentrifug vid 750 x g vid 4 °C.
- Häll av supernatant och tvätta öarna med 30 ml BSA-HBSS. Centrifug i 1 min vid 750 x g vid 4 °C.
- Resuspend öarna med 30 ml kulturmedium (10% FBS-1%P/S-CMRL-1066) per rör och häll i en ljusstram odlad 10 cm diameter. Under ett stereomikroskop, med hjälp av 200 μL gel-loading pipet tips, handplocka holmarna från lösningen baserat på deras morfologi (dvs. spheroidal, vit). Sätt i en obehandlad cell kultur rätt med 10 ml kulturmedium.
OBS: En begagnad handplockning kan utföras om renheten hos förstreniserade holmar inte är optimal efter den första plockningen. - Kontrollera renhet handplockade holmar genom dithizone färgning under ett ljust mikroskop och upptäcka livskraften hos holmar genom fluorescein diacetate (FDA)-propidium jodid (PI) färgning under ett fluorescerande mikroskop.
- Kultur de isolerade öarna i kulturmedium (som i steg 1.13) i en inkubator vid 37 °C, 95% air-5% CO2 före transplantation.
2. ISWAT holme transplantation
- Inducera diabetes hos de 8 veckor gamla mössen C57BL/6 (22 ± 2 g) genom en enda injektion av streptozotocin (STZ). På dag -4, snabba mössen för ~4–6 h, förbered sedan en 2% STZ-lösning med 0,1 M citratbuffert (pH 4,4). Väg, återsuspend i buffert och injicera mössen intraperitoneally vid en dos på 180 mg/kg.
Obs: STZ-lösningen måste vara nyförberedd före användning och täckt med aluminiumfolie på grund av dess ljuskänslighet. Det bör användas omedelbart, eftersom det kommer att förlora aktivitet inom 15-20 min. - Punktera caudalvenerna hos STZ-injicerade möss för att samla in lite blod vid 10-tiden på dagen -1 och dag 0 och mät den icke-fasta blodsockernivån med hjälp av en testremsa och ett grundläggande blodsockerövervakningsinstrument. Mössen kommer att användas som mottagare av holmetransplantation om blodsockernivåerna för de 2 på varandra följande testdagarna är minst 20 mmol/L.
- Dag 0, väg a och markera alla mottagarmöss. Bedövningsmedel varje mottagare genom att injicera 60 mg/kg pentobarbital natrium intraperitoneally.
OBS: Administrera en tå nypa för att kontrollera djupet av anestesi. Om mottagaren musen har ingen tillbakadragande reflex, är nivån på anestesi tillräckligt för kirurgi. Om inte, administrera ytterligare 10 mg/kg pentobarbitnatrium. Det pentobarbitalnatrium som användes späddes ut i steril fysiologisk koksaltlösning vid koncentrationen av 2% (m/v). - Ta hydrogelut från en -20 °C frys och hålla den på is för att möjliggöra upptining. Hydrogeln är flytande vid 4–10 °C och stelnar vid en högre temperatur.
- Välj ~450–500 holmeekvivalenter (IEQ) för varje mottagare till ett sterilt centrifugrör på 1,5 ml under stereomikroskopin (som i steg 1.13) med 200 μL odlingsmedium och håll på is tills det är klart för transplantation.
- Svabb den vänstra inguinal området av mottagaren med 75% etanol. Placera den i supine position och fixa de fyra lemmarna med kirurgisktejp. Raka av håret runt operationsstället med elektriska klippare och svabb området med Iodophor.
- Gör en vertikal hud snitt i detta område med hjälp av oftalmiska sax och noninvasive microtweezers, identifiera sämre epigastric artär och ven i ISWAT, och skapa en liten ficka ovanför fartygen.
- Snurra holmarröret i 30 s vid 200 x g och ta bort supernatanten så mycket som möjligt. Aspirera 20 μL av helt upptinad hydrogel och ladda den i röret med holmarna. Resuspend öarna försiktigt, undvika bubblor.
- Leverera hela holmehydrogelblandningen i röret i fickan (steg 2.7) av mottagaren med en 200 μL pipettspets.
OBS: Denna process kräver två tekniker, en för att plocka upp kanterna på fickan med noninvasive microtweezers, och den andra för att leverera holme blandningen i fickan. - Tillsätt 20 μl cephalosporin (~5–10 mg) i transplantationsstället efter att holmarna-hydrogelblandningen är helt stelnat och använd sedan en 5-0 kirurgisk sutur för att stänga muskeln och huden med den kontinuerliga suturmetoden.
OBS: Hydrogelbehöver ca 3 min för att stelna på grund av kroppstemperaturen. - Placera mottagaren i en ren bur och hålla värmen med hjälp av en termisk pad. Håll övervakningen tills mottagaren återhämtar sig helt och börjar röra sig självständigt. Administrera sedan 0,03 mg/ml Buprenorfin med steril fysiologisk koks intraperitoneally, enligt 0,1 mg/kg dos.
- Upprepa steg 2.3–2.11 för varje mottagarmus.
- Mät de icke-fasta blodsockernivåerna hos mottagarmössen (som i steg 2.2) 3–4x i veckan under den första månaden och därefter 1x i veckan.
- I slutet av uppföljningen (100 dagar efter transplantation), under anestesi (som utförs som i steg 2.3) punktskatter ISWAT bär transplantatet från mottagarna efter de sterila steg som beskrivs i steg 2.6. Fixa vävnaden i formalin och paraformaldehyd enligt histologiska protokoll för hematoxylin och eosin (H&E) färgning och immunfluorescens av insulin och glukagon.
- Tillsätt cephalosporin och stäng snitt av mottagarna som i steg 2.10, förbered sedan för återhämtning som i steg 2.11.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Två förfaranden införs i detta protokoll: murine holme förberedelse och holme transplantation i ISWAT webbplats. I det första förfarandet, efter genomblandning och smältning med typ V kollagenomlösning, renande med Histopaque-1119 och Histopaque-1077 och ytterligare handplockning steg, de isolerade murine holmar kommer att vara tillräckligt ren för transplantation (som visas i figur 1) och de isolerade holmar som har en hög lönsamhet kommer att användas för transplantation (som visas i figur 2). I det andra förfarandet är diabetesinduktion med STZ kemikalie kritisk. Den optimala dosen av STZ beror på musstam och ålder, och framgångsrik induktion av diabetes definieras av icke-snabba blodsockernivåer på mer än 16,7 mmol/L samtidigt på två dagar i följd. Diabetiker möss kan överleva utan holme transplantation i några veckor. Holme ympkvistar bör blandas helt med hydrogel innan de transplanteras i ISWAT-området, och några minuter måste passera för att transplantaten ska fästas i IWSAT(figur 3). När transplanteras i ISWAT, holme ympkvistar omvänd hyperglykemi i ungefär en månad, och kroppsvikten hos mottagaren möss gradvis ökat(figur 4). Vid 100 dagar efter transplantation, holme ympkvistar hämtades för histologisk analys(figur 5). Som visas i figur 4,icke-fasta blod vid ~ 10 AM på testdagarna steg snabbt efter ympkvistar togs bort. H & E färgning visade att holme ympkvistar förblev intakt. Insulin och glukagon immunofluorescens färgning visade transplanterade holmar fungerade bra (Figur 5).
Figur 1: Bukspottkörteln perfusion och matsmältning och holmerening. A)Processen för bukspottkörteln perfusion (A1–A6). (B)Slutpunkten för bukspottkörtelns matsmältning, med partiklar upphängda. (C)Renade holmar som observerats under ljusmikroskopet. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2: Renhet och livskraft renade holmar. (A)Holmrrenhet bestäms genom diditzon färgning. Holme lönsamhet bedöms av FDA-PI dubbel färgning. (B)Lätt mikroskopibild av holmar. (C)FDA färgning visar livskraftiga celler i grönt. (D)PI fluorescensröd indikerar döda celler. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Bild 3: Holme transplantation. (A)Efter anestesi, raka håret på transplantationsplatsen med ett rakrblad och fixa mottagarlemmar i buken uppåt läge med kirurgisktejp. (B)Efter laparotomy exponeras ISWAT-transplantationsplatsen. (C)Holmar blandade i hydrogel transplanteras långsamt till ISWAT-området. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 4: Blodsockernivåer och kroppsvikt posttransplantation. Icke-fasta blodsockernivåer (röd linje) och kroppsvikter (blå linje) av mottagaren möss transplanteras med syngeneic holmar (n = 7). Den svarta pilen indikerar att transplantaten togs bort 100 dagar efter transplantation. Vissa variationer i blodsockernivåer som jämförde de olika mottagarna observerades, vilket återspeglar skillnader i holme kvalitet och funktion. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 5: Histologi och immunfluorescens. Graft sektioner färgas med H & E, DAPI (nuclei), anti-mus insulin antikroppar, och anti-mus glukagon antikroppar. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Pankreas holme transplantation är en lovande terapi för att behandla T1DM. Effekten av denna behandling påverkas av många faktorer och att välja en optimal plats för holme implantation är oerhört viktigt. Den idealiska anatomiska platsen för holmtransplantation bör ha följande egenskaper: tillgänglighet för enkla transplantations-, biopsi- och grafthämtningsförfaranden; minskade komplikationer; hög framgång av blodsockerkontroll; och långsiktig överlevnad av holme ympkvistar15,16.
Vårt team har tidigare beskrivit ett protokoll för holme transplantation i omentum i en murine modell17. I omentumuppnåddes normalt blodsocker vid ett senare tillfälle jämfört med holmetransplantation under njurkapseln. Som ett resultat undersöktes andra platser för implantation av holmar.
ISWAT rapporterades som en alternativ plats till levern, eftersom det behöver färre holmar för att vända hyperglykemi av mottagarna jämfört med transplantation vid levern14. Dessutom är transplantation av holmarna lätt, liksom visualisera och hämta transplantat14. I vår studie har mottagarmöss minskat hyperglykemi inom en månad efter holme transplantation, vilket tyder på att ISWAT kräver längre än njurkapseln för att producera tillräckligt med insulin. Dessa resultat visar därför att ISWAT-anläggningen kanske inte erbjuder bättre förutsättningar för spridning av syre, näringsämnen och för revascularization av transplantatet.
Hög renhet och aktivitet av isolerade holmar är av avgörande betydelse för att vända hyperglykemi av diabetiker mottagare i allo-holme transplantation inställning, och holme isolering protokoll är inte samma mellan olika forskare18,19,20. Matsmältningstiden är mycket avgörande för att få högkvalitativa holmar. Enligt vår erfarenhet bör det inte överstiga 5 min. Isolerade holmar kan odlas i en 37 ° C inkubator över natten för att möjliggöra återvinning från den mekaniska stressen i matsmältningen förfarandet21.
Hydrogelsom används här är en källarmembranmatris som innehåller laminin, kollagen IV och tillväxtfaktorer17. Det stelnar när den når kroppstemperatur och hjälper till att hålla holme ympkvistar i ISWAT webbplats. Även om det inte är giftigt för holmarna, om förekomsten av hydrogel påverkar holme engraftment och funktionen återstår att bestämma.
Sammantaget är ISWAT en ny subkutan utrymme för holme transplantation i gnagare modeller och potentiellt för klinisk användning. För fullständig utvärdering krävs ytterligare studier med större däggdjursprekliniska modeller.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna rapporterar inga intressekonflikter.
Acknowledgments
Detta arbete stöddes av bidrag från National Key FoU Program of China (2017YFC1103704)SpecialFunds for the Construction of High Level Hospitals in Guangdong Province (2019), Sanming Project of Medicine in Shenzhen (SZSM201412020), Fund for High Level Medicinsk disciplin Konstruktion av Shenzhen (2016031638), Shenzhen Foundation of Science and Technology (JCJY2016029204849975, GJHZ201703141713575556), Shenzhen Foundation of Health and Family Planning Commission (SZXJ2017021SZXJ2018059), Medical Scientific Research Foundation of Guangdong-provinsen i Kina (A2019218), China Postdoctoral Science Foundation (2018M633218).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.22 μm Syringe-driven Filter Unit | Merck Millipore | SLHV033RB | |
| 1.5 mL centrifuge tube | Axygen | MCT-150-C | |
| 5 mL Pasteur pipette | JingAn Biological, China | J00085 | |
| 5 mL syringe | Szboon, China | 20170829 | |
| 50 mL conical tube | Corning | 430829 | |
| 5-0 surgical suture | sh-Jinhuan, China | CR537 | |
| 60 mL syringe | Szboon, China | 20170623 | |
| 75% Ethanol | LIRCON, China | 9180527 | |
| Alexa Fluor 488 donkey anti-mouse IgG(H+L) | Invitrogen | A21202 | Dilution (1:200) |
| anti-mouse Glucagon antibody | Abcam | ab10988 | Dilution (1:100) |
| anti-mouse insulin antibody | Cell Signaling Technology | 3014s | Dilution (1:100) |
| blunt-pointed perfusion needle | Oloey, China | 005 | 32G, yellow |
| BSA | Meilune, China | MB4219 | |
| C57BL/6 Mice | Medical Animal Center of Guangdong Province | 8~10 weeks | |
| cell culture dish | BIOFIL, China | TCD000100 | General,Non-treated,87.8 mm diameter |
| centrifuge | Thermo Scientific | ST16R | |
| cephalosporin | Lukang medical, China | 150303 | |
| CMRL-1066 | Sigma-Aldrich | C0422 | |
| Codos Pet Clipper | Szcodos, China | CP-8000 | |
| collagenase Type V | Sigma | C9262 | |
| DAPI | Thermo Fisher | D1306 | |
| D-hank's buffer | Coolaber, China | PM5140-10 | |
| dithizone | Sigma-Aldrich | D5130 | |
| Dnase I | Sigma-Aldrich | D4263 | |
| Eosin staining media | Beyotime Biotech, China | C0109 | |
| FBS | GE Healthcare Life Sciences | SH30084 | |
| fluorescein diacetate (FDA) | Thermo Fisher | F1303 | |
| fluorescent microscope | Leica | DMIL | |
| gel-loading pipet tips | Corning | CLS4884 | |
| HBSS | Coolaber, China | PM5150-10 | |
| hematoxylin staining media | Cell Signaling Technology | 14166S | |
| HISTOPAQUE-1077 | Sigma-Aldrich | RNBG0522 | |
| HISTOPAQUE-1119 | Sigma-Aldrich | RNBG0536 | |
| Hydrogel | BD Biosciences | 356234 | Basement Membrane Matrix |
| Iodophor | LIRCON, China | 5190313 | |
| light-tight culture dish | DVS, China | AN-5058548 | self-made, glass dish sprayed with black paint |
| Medical Adhesive Tape | Cofoe, China | K12001 | |
| non-invasive microtweezers | RWD Life Science | F11033-11 and F12016-15 | |
| One Touch ultraeasy Basic blood glucose monitoring system | Johnson & Johnson | 33391713 | |
| ophthalmic scissors | RWD Life Science | S12012-12 and S11001-08 | |
| P/S (penicillin / streptomycin) | Gibco | 15140-122 | |
| pentobarbital sodium | Sigma-Aldrich | P-010 | |
| Propidium iodide | Sigma-Aldrich | P4864 | |
| STZ (streptozotocin) | Sigma-Aldrich | S0130 | |
| Test Strip | GenUltimate | 100-50 | |
| TRITC-conjugated Goat anti-Rabbit IgG(H+L) | proteintech | SA00007-2 | Dilution (1:200) |
| vascular clamp | RWD Life Science | R31006-04 |
References
- Cho, N. H., et al. IDF Diabetes Atlas: Global estimates of diabetes prevalence for 2017 and projections for 2045. Diabetes Research and Clinical Practice. 138, 271-281 (2018).
- Shapiro, A. M., et al. Islet transplantation in seven patients with type 1 diabetes mellitus using a glucocorticoid-free immunosuppressive regimen. New England Journal of Medicine. 343 (4), 230-238 (2000).
- McCall, M., Shapiro, A. M. Update on islet transplantation. Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 2 (7), 007823 (2012).
- Pathak, V., Pathak, N. M., O'Neill, C. L., Guduric-Fuchs, J., Medina, R. J. Therapies for Type 1 Diabetes: Current Scenario and Future Perspectives. Clinical Medicine Insights: Endocrinology and Diabetes. 12, 1179551419844521 (2019).
- Bottino, R., Knoll, M. F., Knoll, C. A., Bertera, S., Trucco, M. M. The Future of Islet Transplantation Is Now. Frontiers in Medicine (Lausanne). 5, 202 (2018).
- Stokes, R. A., et al. Transplantation sites for human and murine islets. Diabetologia. 60 (10), 1961-1971 (2017).
- van der Windt, D. J., Echeverri, G. J., Ijzermans, J. N., Cooper, D. K. The choice of anatomical site for islet transplantation. Cell Transplantation. 17 (9), 1005-1014 (2008).
- Addison, P., Fatakhova, K., Rodriguez Rilo, H. L. Considerations for an Alternative Site of Islet Cell Transplantation. Journal of Diabetes Science and Technology. , (2019).
- Pepper, A. R., Bruni, A., Shapiro, A. M. J. Clinical islet transplantation: is the future finally now. Current Opinion in Organ Transplantation. 23 (4), 428-439 (2018).
- Bellin, M. D., et al. Similar islet function in islet allotransplant and autotransplant recipients, despite lower islet mass in autotransplants. Transplantation. 91 (3), 367-372 (2011).
- Bruni, A., Gala-Lopez, B., Pepper, A. R., Abualhassan, N. S., Shapiro, A. J. Islet cell transplantation for the treatment of type 1 diabetes: recent advances and future challenges. Diabetes, Metabolic Syndrome and Obesity: Targets and Therapy. 7, 211-223 (2014).
- Smood, B., Bottino, R., Hara, H., Cooper, D. K. C. Is the renal subcapsular space the preferred site for clinical porcine islet xenotransplantation? Review article. International Journal of Surgery and Medicine. 69, 100-107 (2019).
- Luan, N. M., Iwata, H. Long-term allogeneic islet graft survival in prevascularized subcutaneous sites without immunosuppressive treatment. American Journal of Transplantation. 14 (7), 1533-1542 (2014).
- Yasunami, Y., et al. A Novel Subcutaneous Site of Islet Transplantation Superior to the Liver. Transplantation. 102 (6), 945-952 (2018).
- Rajab, A. Islet transplantation: alternative sites. Current Diabetes Reports. 10 (5), 332-337 (2010).
- Ekser, B., Vagefi, P. A. Search for the best site in islet xenotransplantation. International Journal of Surgery and Medicine. 70, 106-107 (2019).
- Lu, Y., et al. A Method for Islet Transplantation to the Omentum in Mouse. Journal of Visualized Experiments. (143), e57160 (2019).
- Neuman, J. C., Truchan, N. A., Joseph, J. W., Kimple, M. E. A method for mouse pancreatic islet isolation and intracellular cAMP determination. Journal of Visualized Experiments. (88), e50374 (2014).
- Zmuda, E. J., Powell, C. A., Hai, T. A method for murine islet isolation and subcapsular kidney transplantation. Journal of Visualized Experiments. (50), e2096 (2011).
- Khatri, R., Hussmann, B., Rawat, D., Gurol, A. O., Linn, T. Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model. Journal of Visualized Experiments. (135), e57559 (2018).
- Carter, J. D., Dula, S. B., Corbin, K. L., Wu, R., Nunemaker, C. S. A practical guide to rodent islet isolation and assessment. Biological Procedures Online. 11, 3-31 (2009).
