Summary
Den nuværende protokol beskriver en topunktsinjektion af lysophosphatidylcholin via en stereotaksisk ramme for at generere en stabil og reproducerbar demyeliniseringsmodel hos mus.
Abstract
Receptormedieret lysophospholipid signalering bidrager til patofysiologien af forskellige neurologiske sygdomme, især multipel sklerose (MS). Lysophosphatidylcholin (LPC) er et endogent lysophospholipid forbundet med inflammation, og det kan fremkalde hurtig skade med toksicitet for myelinlipider, hvilket fører til fokal demyelinination. Her præsenteres en detaljeret protokol for stereotaktisk topunkts LPC-injektion, der direkte kan forårsage alvorlig demyelinering og replikere den eksperimentelle demyelineringsskade hurtigt og stabilt hos mus ved kirurgisk procedure. Denne model er således yderst relevant for demyelineringssygdomme, især MS, og den kan bidrage til den relaterede fremadskridende klinisk relevante forskning. Immunofluorescens og Luxol hurtige blå farvningsmetoder blev også brugt til at skildre tidsforløbet for demyelinisering i corpus callosum hos mus injiceret med LPC. Derudover blev adfærdsmetoden brugt til at evaluere musens kognitive funktion efter modellering. Samlet set er topunktsinjektionen af lysophosphatidylcholin via en stereotaxisk ramme en stabil og reproducerbar metode til at generere en demyelineringsmodel hos mus til yderligere undersøgelse.
Introduction
Receptormedieret lysophospholipid signalering involverer forskellige fysiologiske processer i næsten alle organsystemer1. I centralnervesystemet (CNS) spiller denne signalering en kritisk rolle i patogenerne af autoimmune neurologiske sygdomme såsom multipel sklerose (MS). Multipel sklerose er en kronisk immunmedieret lidelse karakteriseret ved patologisk demyelinering og inflammatorisk respons, der forårsager neurologisk dysfunktion og kognitiv svækkelse 2,3. Efter kontinuerlig tilbagefald og remittering under den tidlige sygdom udvikler de fleste patienter sig til sidst til det sekundære progressive stadium, hvilket kan forårsage irreversibel skade på hjernen og deraf følgende handicap4. Det antages, at det patologiske kendetegn ved det sekundære progressive kursus er demyeliniserende plaques forårsaget af inflammatoriske læsioner5. Eksisterende behandlinger for MS kan reducere risikoen for tilbagefald betydeligt. Der er dog stadig ingen effektiv terapi til langvarig demyeliniserende skade forårsaget af progressiv MS6. Således kræves en stabilt etableret og let reproducerbar model for at studere prækliniske terapier, der fokuserer på degeneration af hvidt stof.
Demyelinering og remyelinering er to store patologiske processer i udviklingen af multipel sklerose. Demyelinisering er tabet af myelinskede omkring axoner induceret af microglia med proinflammatoriske fænotyper7, og det fører til langsom ledning af nerveimpulser og resulterer i tab af neuroner og neurologiske lidelser. Remyelinering er et endogent reparationsrespons medieret af oligodendrocytter, hvor lidelser kan føre til neurodegeneration og kognitiv svækkelse8. Det inflammatoriske respons er afgørende for hele processen og påvirker både graden af myelinskader og reparation.
Derfor er en stabil dyremodel med vedvarende inflammatorisk demyelinering meningsfuld for yderligere udforskning af terapeutiske strategier for MS. På grund af kompleksiteten af MS er der etableret forskellige typer dyremodeller til at efterligne demyeliniserende læsioner in vivo, herunder eksperimentel autoimmun encephalomyelitis (EAE), toksisk-demyeliniserende modeller, cuprizon (CPZ) og lysophosphatidylcholin (LPC)9 . LPC er et endogent lysophospholipid forbundet med inflammation, og det kan fremkalde hurtig skade med toksicitet for myelinlipider, hvilket fører til fokal demyelinisering. Baseret på tidligere rapporter og forskning 10,11 leveres en detaljeret protokol med topunktsinjektion med nogle ændringer. Generelt producerer den klassiske etpunkts LPC-injektionsmodel kun lokal demyelinering på injektionsstedet og ledsages ofte af spontan remyelinering12,13. Imidlertid kan topunktsinjektions-LPC-modellen demonstrere, at LPC direkte kan inducere demyelinisering i musens corpus callosum og forårsage mere holdbar demyelinisering med lidt myelinregenerering.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle dyreprocedurer blev godkendt af Institute of Animal Care Committee of Tongji Medical College, Huazhong University of Science and Technology, Kina. Voksne C57BL/6 han- og hunmus (vildtype, WT; 20-25 g; 8-10 uger gamle) blev anvendt til denne undersøgelse. Musene blev fremstillet fra kommercielle kilder (se Materialetabel). Mus blev opstaldet i et specifikt patogenfrit (SPF) dyreanlæg med vand og mad leveret ad libitum. De blev holdt i en vekslende 12 timers periode med lys og mørk cyklus under standardbetingelserne på 22 ° C temperatur og relativ fugtighed på 55% -60%.
1. Forberedelse af LPC-opløsning
- 25 mg LPC-pulver (se materialetabel) opløses med 250 μL chloroform og methanolblandet opløsning (1:1) for at fremstille en 10 % LPC-opløsning og overføre den til et 500 μL centrifugeglas.
BEMÆRK: Hvis LPC'en ikke er helt opløst, skal centrifugerøret placeres i en ultralydsrenser og ultralydsapparat ved 40 kHz i ~ 1 time for at opnå en ensartet opløsning. - Opløsningen opdeles i 3 μL/rør og opbevares ved −80 °C.
BEMÆRK: Opløsningen kan opbevares i ~2 år. - Før operationen fortyndes opløsningen (trin 1.2) med 27 μL 0,9% NaCl-opløsning og opbevares i et vandbad ved konstant temperatur ved 37 °C.
BEMÆRK: Forbered opløsningen lige før injektionen påbegyndes.
2. Kirurgisk forberedelse
- Brug en 32 G, 2 i nål til at oprette forbindelse til en 5 μL sprøjte (se Materialetabel). Sørg for, at mikrolitersprøjten er uhindret. 5 μL LPC-opløsning trækkes ud til injektionsvæske, opløsning.
- Bedøv musen i et induktionskammer forbundet til en isofluranfordamper med 3% isofluran blandet med 100% ilt med en hastighed på ca. 0,3 l / min.
- Bekræft dybden af anæstesi ved manglen på tå-knivspidsrefleks, mens vejrtrækningen er glat.
- Barber musens hoved mellem ørerne ved hjælp af en elektrisk barbermaskine. Påfør smørende øjendråber for at forhindre hornhinde tørhed under proceduren.
- Placer derefter musen i en stereotaksisk ramme (se Materialetabel) med rygsiden opad, og fastgør hovedet med en næsekegle og tandklemme. Oprethold anæstesi med 1,2% -1,6% isofluran gennem næsen.
BEMÆRK: Isoflurankoncentrationen kan justeres i henhold til musenes åndedrætsstatus.
3. Kirurgisk procedure
BEMÆRK: Dyr placeres på en varmepude under alle procedurer.
- Fastgør musen til stereotaxic apparatet med bilaterale ørestænger. Sørg for, at ørestængerne er plane, og at hovedet er vandret og stabilt.
- Desinficere huden på hovedet ved at tørre flere gange med iodophor efterfulgt af alkohol i cirkulær bevægelse. Brug derefter en skalpel til at skære et lille snit på ca. 1,5 cm langs hovedbundens midterlinje for at udsætte kraniet.
- Tør kraniet af med en vatpind dyppet i 1% hydrogenperoxid, indtil bregma, lambda og posterior fontanelle er udsat. Anbring sprøjten på stereotaxapparatet.
BEMÆRK: Brug hydrogenperoxid med omhu og undgå at røre ved det omgivende væv. - Sørg for vandret placering af dyrets hoved (både foran og bag og venstre og højre).
- Juster Z-akseknappen på stereotaxrammen, så nålespidsen og kraniet bare rører uden at bøje, og mål derefter Z-aksekoordinaten. Kontroller Z-koordinaterne for bregma og posterior fontanelle.
- Juster ørebjælken, så forskellen mellem Z-koordinaterne for bregma og posterior fontanelle ikke er mere end 0,02 mm. Følg derefter den samme metode til at måle Z-koordinaterne for de tilsvarende positioner på venstre og højre side af midterlinjen. Juster ørebjælken for at sikre, at venstre og højre er på samme niveau.
- Find corpus callosum. Indstil XYZ-oprindelsen til bregma.
BEMÆRK: Det første injektionssted er 1,0 mm lateralt til bregma, 2,4 mm dybt og 1,1 mm foran. Det andet injektionssted er 1,0 mm lateralt til bregma, 2,1 mm dybt og 0,6 mm anterior. For eksempel er koordinaten for bregma (0,0,0). Mål Z-koordinaten for den tilsvarende placering markeret som (-1, 1.1, X) og (-1, 0.6, Y). Det kan bestemmes, at den første injektionsstedskoordinat for corpus callosum er (-1, 1,1, -[X + 2,4]), og det andet injektionssted er (-1, 0,6, -[Y + 2,1]). - Når injektionsstedet er bestemt, skal du lave et mærke med en steril markør på kraniet og registrere koordinaterne.
- Bor forsigtigt det markerede sted med en kranieboremaskine (se Materialetabel). Pas på at undgå blødning.
- Flyt langsomt nålen til de givne koordinater, og start injektionen. For at inducere corpus callosum demyelinering injiceres 2 μL LPC-opløsning (trin 1) på hvert injektionssted (trin 3.5) med en hastighed på 0,4 μL/min.
- Efter injektionen skal du opbevare nålen på hvert sted i yderligere 10 minutter.
BEMÆRK: Sørg for, at intervallet på to injektioner ikke er mere end 20 minutter. - Sutur huden med en 4-0 sutur og vent på, at dyret vågner inden for 10 minutter. Administrer analgetika postoperativt i overensstemmelse med institutionelle dyreplejebestemmelser.
BEMÆRK: Den anbefalede tid for eutanasi kan bestemmes i henhold til formålet med eksperimentet.
4. Prøveekstraktion til fokal demyelinering
BEMÆRK: For detaljer om dette trin, se den tidligere offentliggjorte rapport14.
- Neutralt rødt farvestof opløses (se materialetabel) i en 1% opløsning i fosfatbufferet saltvand (PBS).
- timer før musene ofres (for detaljer, se tidligere reference10), injiceres 500 μL 1% neutralt rødt farvestof i PBS ved intraperitoneal injektion for hver mus.
- Udfør hjerteperfusion12 med 30 ml 0,1% PBS forkølet ved 4 °C.
- Skær hjernen i 1 mm med en hjerneform (se Materialetabel).
- Visualiser læsionen farvet med neutral rød under mikroskopet og dissocier læsionen.
BEMÆRK: Fjern så meget omgivende normalt væv som muligt for at forbedre nøjagtigheden af efterfølgende analyse. Læsionsvævet kan undersøges med RT-PCR, elektronmikroskopi og western blot-analyser.
5. Histologisk farvning og immunfluorescens
- Til histologisk farvning og immunfluorescens12, efter hjerteperfusion (trin 4.3), fjern hjernen10, fix i 4% PFA natten over (ved 4 ° C) og fuldstændig dehydrere i 30% saccharose.
- Skær i 20 mm koronale hjerneafsnit ved hjælp af en frossen skive10 ved konstant temperatur (-20 ° C).
- Brug skiverne til Luxol fast blue (LFB) farvning, immunfluorescens og western blot10.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Topunktsinjektion af LPC resulterede i en mere holdbar demyelinering
LPC fører hovedsageligt til hurtig skade med toksicitet for myelin og spaltning af axonintegriteten15. Injektionsdagen blev betragtet som dag 0. Mus blev opbevaret i en periode på 10-28 dage (10 dpi og 28 dpi). Luxol fast blue (LFB) farvning10 blev brugt til at evaluere området for demyelinisering hos mus på disse tidspunkter. I topunktsinjektionsmodellen var der signifikant demyelinering på 10 dpi sammenlignet med sham-gruppen, hvilket viser, at lokaliseret injektion af LPC med succes kan demyelinisere corpus callosum. En relativt høj grad af demyelinering eksisterer stadig ved 28 dpi, hvilket indikerer vedvarende og stabil demyelinering på grund af topunkts LPC-injektionen (figur 1D-E).
For yderligere at evaluere tabet af myelinskede blev 10 dage valgt som et vigtigt tidspunkt, hvor demyelineringen er relativt tydelig. Gennem immunfluorescensfarvning nedbrudt myelinbasisk protein (dMBP) blev der observeret en bemærkelsesværdig stigning i dMBP i den LPC-injicerede gruppe ved 10 dpi (figur 1F), hvilket repræsenterer myelintab i corpus callosum. Proteinet i det opnåede læsionsvæv (trin 4.) blev også anvendt til at analysere ekspressionen af MBP ved western blot. Efter modellering i henhold til protokollen viste MBP et betydeligt tab (figur 1G). Disse resultater var i overensstemmelse med LFB og immunofluorescensfarvningen.
Myelinmorfologien i corpus callosum 10 dage efter LPC-injektion blev observeret med elektronmikroskopet (læsionsvævet blev ekstraheret i henhold til trin 4.). Den åbenlyse demyelinisering verificerer modelleringens succes (figur 2).
To-punkts LPC-injektion påvirkede myelinregenerering
Differentiering og modning af oligodendrocytter (OLG'er) spiller en afgørende rolle i reparationen af myelinskeden i MS. Myelinregenerering sker primært ved at differentiere oligodendrocytprecursorceller (OPC'er) til myeliniserende oligodendrocytter. Således vil myelinreparationsprocessen blive påvirket, når differentieringen af OPC'er i OLG'er er blokeret. Gst-π er markøren for OPC-differentieringsmodning16. Efter 10 dages LPC-injektion kan det ses ved immunfluorescens, at Gst-π faldt sammenlignet med sham-gruppen (figur 3A). Samtidig kan oligodendrocytters proliferationsevne afspejles ved forholdet mellem Ki67 (oligodendrocytter prolifererer) og Olig2 (samlede oligodendrocytafstamningsceller)17,18. Det højere Ki67 / Olig2 + co-lokaliseringsforhold repræsenterer mere proliferation af oligodendrocytter efter 10 dpi (figur 3B). Disse billeder tyder på, at læsionsområdet forsøger at reparere gennem modning og spredning af OPC'er efter LPC-injektion.
To-punkts LPC-injektion svækkede musens rumlige hukommelse
For at analysere den rumlige hukommelsesevne ved LPC-injektion hos mus blev Morris-vandlabyrinten (WMM)19 brugt og viste ingen forskel i svømmehastighed mellem falske og LPC-injicerede mus. Men da platformen blev fjernet i Morris-vandlabyrinten, blev latenstiden for at finde den skjulte platform reduceret (nedsat rumlig læring), og tiden i målkvadranten steg (nedsat hukommelsesretention) (figur 4). Resultaterne tyder på, at den rumlige hukommelse hos demyeliniserede mus er signifikant svækket i topunkts LPC-injektionsmodellen. Antallet af dyr, der er anvendt til forskellige forsøg, er anført i tabel 1. Hver mus modtog træning fra dag 2 eller dag 20.
Figur 1: Topunktsinjektion af den LPC-inducerede demyelinering. (A) Repræsentation af injektionsstederne (1,0 mm lateral, 2,4 mm dyb og 1,1 mm forreste). (B) Repræsentation af injektionsstederne (1,0 mm lateral, 2,1 mm dyb og 0,6 mm forreste). (C) Illustration af detektionstidspunkter. (D) Påvisning af læsioner af hvidt stof via LFB-farvning. LFB-farvning 10 dage efter injektion (dpi) og 28 dpi, hvilket viser vedvarende demyelinisering af corpus callosum (skalabjælke = 200 μm). (E) Kvantificering af demyeliniseringsområdet på forskellige tidspunkter. Data er repræsenteret som middel ± SD, envejs ANOVA efterfulgt af Bonferronis flere sammenligningstest. ****p < 0,0001, n = 6 pr. gruppe. (F) Repræsentative billeder af dMBP immunostaining i corpus callosum (skala bar = 100 μm). Sammenlignet med sham, som næsten ikke havde nogen dMBP, kunne der ses indlysende dMBP efter LPC-injektion. (G) Western blot analyse af MBP udtryk. MBP viste et signifikant tab efter injektion af LPC. β-actin blev brugt som indlæsningskontrol til måling af baseline-udtryk. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 2: Elektronmikroskopibilleder bekræfter myeliniseret ultrastruktur i corpus callosum af sham sammenlignet med den demyeliniserede i de LPC-injicerede mus (skalabjælke = 1 μm). Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 3: Topunktsinjektion påvirkede modningen og proliferationen af OPC'er. (A) Repræsentative billeder af GST-π i corpus callosum af sham og LPC-injicerede mus (skala bar = 20 μm). Den røde betyder GST-π. (B) Repræsentative billeder af Olig2 og Ki67 co-lokalisering (skala bar = 20 μm). Den røde betyder Ki67, og den grønne betyder Olig2. Billederne blev taget ved hjælp af et konfokalt mikroskopisystem med 488 nm og 594 nm laserlinjer. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 4: Rumlig hukommelsessvigt induceret af LPC-injektion. (A) Repræsentative billeder af musenes svømmebane i hver gruppe i platformens tilstedeværelse (læringsfase). (B) Repræsentative billeder af musenes svømmebaner i hver gruppe efter fjernelse af platformen (hukommelsesfase). Antallet af brugte dyr fremgår af tabel 1. Klik her for at se en større version af denne figur.
| Gruppe | Sham | LPC-Gruppen |
| LFB farvning | 6 | 12 (10 dpi, 6; 28 dpi, 6) |
| Elektronmikroskopi | 4 | 4 |
| Hvis | 6 | 6 |
| Western Blot | 4 | 4 |
| Morrris vand labyrint | 12 | 12 |
Tabel 1: Antallet af dyr, der er anvendt til de forskellige forsøg.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
MS, en kronisk demyeliniserende sygdom i CNS, er en af de mest almindelige årsager til neurologisk dysfunktion hos unge voksne20. Klinisk oplever ca. 60%-80% af MS-patienter cyklussen af tilbagefald og remissioner, før de udvikler en sekundær progressiv MS21,22, og det fører i sidste ende til kumulative bevægelsesforstyrrelser og kognitive underskud over tid23. I øjeblikket dækker ingen enkelt eksperimentel model hele rækken af kliniske, patologiske eller immunologiske egenskaber ved sygdommen24. For at simulere den patologiske proces og patogenesen af MS på forskellige stadier er der tre almindelige demyeliniserende dyremodeller med deres fordele og begrænsninger, herunder EAE-modellen, fodring af dyr CPZ og LPC-inducerede demyelineringsmodeller.
Hos mus induceres EAE af et immunrespons efter injektion af myelinantigener, hvilket resulterer i mikroglial aktivering og infiltration af perivaskulære T- og B-lymfocytter, og den ledsagende myelinskade er ofte forbundet med gentagelse af sygdommen20,25. Det simulerer bedre egenskaberne ved ms recidiverende-remitterende periode. Det har dog også flere begrænsninger. For eksempel er EAE primært en sygdom, der påvirker rygmarvens hvide substans, mens MS hovedsageligt forårsager demyelinering af hjernebarken, og placeringen og timingen af læsionerne er tilfældige, hvilket gør det vanskeligt at opnå læsioner nøjagtigt19.
CPZ og LPC er de mest almindeligt anvendte stoffer til at inducere toksiske demyeliniserende modeller. De er alle i stand til at forårsage CNS demyelinering efter administration. I CPZ-modellen resulterede fodring af unge mus kobberchelator cuprizon i oligodendrocytdød og efterfølgende reversibel demyelinering. Efter tilbagetrækning af cuprizon blev en spontan remyelineringsproces udløst inden for 4 dage26,27. CPZ resulterer hovedsageligt i omfattende demyelinering, mens LPC-injektion hælder mod fokal demyelinisering. På grund af toksinet og det inflammatoriske respons udløser den klassiske etpunktsinjektion af LPC en hurtig og meget reproducerbar form for demyelinering28.
Imidlertid kan ingen af ovenstående modeller korrekt efterligne den patologiske proces med progressiv MS karakteriseret ved vedvarende demyelinering. Derfor foreslår denne protokol en model for en topunktsinjektion af LPC direkte i corpus callosum for at inducere langvarig demyelinering. Kritiske trin i protokollen omfatter vandret justering af dyrets hoved og lokalisering af injektionskoordinaterne. I trin 3.5. skal man sørge for at justere bregma- og posterior fontanelle-niveauet først og derefter justere venstre og højre niveau. Samtidig skal det bemærkes, at nulpunktet efter justering af venstre og højre niveau skal omplaceres før efterfølgende operationer. Dette trin er afgørende, fordi det er direkte relateret til nøjagtigheden af positioneringen. I trin 3.6. skal man ved bestemmelse af Z-aksens koordinater sikre, at enden af nålen og kraniet forbliver i nøjagtig kontakt, og forskeren kan observere, om nålen er bøjet. I trin 3.10. forbliver nålen på plads i 10 minutter for at forhindre lægemidlet i at strømme ud af nålepassagen.
Den nuværende protokol har nogle begrænsninger. Ligesom andre toksicitetsinducerede demyeliniserende modeller mangler den modellering af immunologiske processer. For det andet, selvom topunktsinjektionsmodellen kan opretholde demyelinisering i relativt lang tid, ledsages den stadig uundgåeligt af en lille grad af myelinregenerering, når sygdommen skrider frem til et senere stadium. Det er muligvis ikke en mere egnet model til simulering af sekundær progressiv multipel sklerose end myelin oligodendrocyt glycoprotein (MOG)-induceret eksperimentel autoimmun encephalomyelitis29,30. Den klassiske etpunkts LPC-injektionsmodel producerer kun lokaliseret inflammatorisk demyelinering ledsaget af spontan remyelinering. Tidligere forskning har vist, at infiltration af T-celler, B-celler og makrofager efter LPC-injektion er en nøglefaktor i myelinreparation15. Sammenlignet med den klassiske injektionsmodel inducerer topunktsinjektions-LPC-modellen imidlertid hurtig fokal demyelinering af corpus callosum og opretholder graden af demyelinering i en længere periode med ringe remyelinering.
På grund af kompleksiteten af MS kræver forskellige sygdomsstadier, at forskellige modeller beskrives bedre. Topunktsinjektion af LPC via en stereotaksisk ramme er en stabil, effektiv og reproducerbar eksperimentel musemodel. Denne model kan føre til langvarig demyelinisering ledsaget af mindre myelinreparation over tid. Det betyder, at topunktsinjektionsmodellen ikke kun kan bruges til at studere demyeliniseringssygdomme, men også til at studere myelinreparationsinterventioner. Desuden kan denne model nemt og hurtigt evaluere demyelineringen efter interventionen gennem immunfluorescens og histologiske metoder, og den kognitive dysfunktion af MS kan afspejles af den svækkede rumlige hukommelse hos demyeliniserede mus i adfærdstesten. Afslutningsvis kan denne model for stabil demyelinering lette patologiske og prækliniske undersøgelser både af den sekundære progression af MS og den recidiverende-remitterende MS.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har intet at afsløre.
Acknowledgments
Dette arbejde blev støttet af National Natural Science Foundation of China (Tilskud: 82071380, 81873743).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| L-α-Lysophosphatidylcholine from egg yolk | Sigma-Aldrich | L4129-25MG | |
| 32 gauge Needle | HAMILTON | 7762-05 | |
| 10 μl syringe | HAMILTON | 80014 | |
| high speed skull drill | strong,korea | strong204 | |
| drill | Hager & Meisinger, Germany | REF 500 104 001 001 005 | |
| Matrx Animal Aneathesia Ventilator | MIDMARK | VMR | |
| Portable Stereotaxic Instrument for Mouse | Reward | 68507 | |
| Micro syringe | Reward | KDS LEGATO 130 | |
| Isoflurane | VETEASY | ||
| Paraformaldehyde | Servicebio | G1101 | |
| Phosphate buffer | BOSTER | PYG0021 | |
| LuxoL fast bLue | Servicebio | G1030-100ML | |
| Suture | FUSUNPHARMA | 20152021225 | |
| Brain mold | Reward | 68707 | |
| Electron microscope fixative | Servicebio | G1102-100ML | |
| Neutral red (C.I. 50040), for microscopy Certistain | Sigma-Aldrich | 1.01376 | |
| Anti-Myelin Basic Protein Antibody | Millipore | #AB5864 | |
| Anti-GST-P pAb | MBL | #311 | |
| Ki-67 Monoclonal Antibody (SolA15) | Thermo Fisher Scientific | 14-5698-95 | |
| Beta Actin Monoclonal Antibody | Proteintech | 66009-1-Ig | |
| Myelin Basic Protein Polyclonal Antibody | Proteintech | 10458-1-AP | |
| OLIG2 Polyclonal Antibody | Proteintech | 13999-1-AP | |
| Alexa Fluor 488 AffiniPure Donkey anti-Rabbit IgG (H+L) | YEASEN | 34206ES60 | |
| Alexa Fluor 594 AffiniPure Donkey Anti-Rat IgG (H+L) | YEASEN | 34412ES60 | |
| Alexa Fluor 594 AffiniPure Donkey Anti-Rabbit IgG (H+L) | YEASEN | 34212ES60 | |
| HRP Goat Anti-Rabbit IgG (H+L) | abclonal | AS014 | |
| HRP Goat Anti-Mouse IgG (H+L) | abclonal | AS003 | |
| Adult C57BL/6 male and female mice | Hunan SJA Laboratory Animal Co. Ltd |
References
- Gaire, B. P., Choi, J. W. Critical roles of lysophospholipid receptors in activation of neuroglia and their neuroinflammatory responses. International Journal of Molecular Sciences. 22 (15), 7864 (2021).
- Compston, A., Coles, A. Multiple sclerosis. Lancet. 372 (9648), 1502-1517 (2008).
- Dobson, R., Giovannoni, G. Multiple sclerosis - a review. European Journal of Neurology. 26 (1), 27-40 (2019).
- Mahad, D. H., Trapp, B. D., Lassmann, H. Pathological mechanisms in progressive multiple sclerosis. The Lancet Neurology. 14 (2), 183-193 (2015).
- Filippi, M., et al. Multiple sclerosis. Nature Reviews Disease Primers. 4 (1), 43 (2018).
- Villoslada, P., Steinman, L. New targets and therapeutics for neuroprotection, remyelination and repair in multiple sclerosis. Expert Opinion on Investigational Drugs. 29 (5), 443-459 (2020).
- Lassmann, H. Multiple sclerosis pathology. Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 8 (3), 028936 (2018).
- Franklin, R. J., Ffrench-Constant, C. Remyelination in the CNS: From biology to therapy. Nature Reviews Neuroscience. 9 (11), 839-855 (2008).
- Gentile, A., et al. Immunomodulatory effects of exercise in experimental multiple sclerosis. Frontiers in Immunology. 10, 2197 (2019).
- Chen, M., et al. Deficiency of microglial Hv1 channel is associated with activation of autophagic pathway and ROS production in LPC-induced demyelination mouse model. Journal of Neuroinflammation. 17 (1), 333 (2020).
- Luo, Q., et al. A stable and easily reproducible model of focal white matter demyelination. Journal of Neuroscience Methods. 307, 230-239 (2018).
- Blakemore, W. F., Franklin, R. J. Remyelination in experimental models of toxin-induced demyelination. Current Topics in Microbiology and Immunology. 318, 193-212 (2008).
- Degaonkar, M. N., Raghunathan, P., Jayasundar, R., Jagannathan, N. R. Determination of relaxation characteristics during preacute stage of lysophosphatidyl choline-induced demyelinating lesion in rat brain: An animal model of multiple sclerosis. Magnetic Resonance Imaging. 23 (1), 69-73 (2005).
- Baydyuk, M., et al. Tracking the evolution of CNS remyelinating lesion in mice with neutral red dye. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (28), 14290-14299 (2019).
- Plemel, J. R., et al. Mechanisms of lysophosphatidylcholine-induced demyelination: A primary lipid disrupting myelinopathy. Glia. 66 (2), 327-347 (2018).
- Nave, K. A. Myelination and support of axonal integrity by glia. Nature. 468 (7321), 244-252 (2010).
- Liu, Z., et al. Induction of oligodendrocyte differentiation by Olig2 and Sox10: evidence for reciprocal interactions and dosage-dependent mechanisms. Developmental Biology. 302 (2), 683-693 (2007).
- Kassis, H., et al. Histone deacetylase expression in white matter oligodendrocytes after stroke. Neurochemistry International. 77, 17-23 (2014).
- Vorhees, C. V., Williams, M. T. Morris water maze: Procedures for assessing spatial and related forms of learning and memory. Nature Protocols. 1 (2), 848-858 (2006).
- Merkler, D., Ernsting, T., Kerschensteiner, M., Bruck, W., Stadelmann, C. A new focal EAE model of cortical demyelination: multiple sclerosis-like lesions with rapid resolution of inflammation and extensive remyelination. Brain. 129, Pt 8 1972-1983 (2006).
- Karussis, D. The diagnosis of multiple sclerosis and the various related demyelinating syndromes: A critical review. Journal of Autoimmunity. 48-49, 134-142 (2014).
- Kamma, E., Lasisi, W., Libner, C., Ng, H. S., Plemel, J. R. Central nervous system macrophages in progressive multiple sclerosis: Relationship to neurodegeneration and therapeutics. Journal of Neuroinflammation. 19 (1), 45 (2022).
- Kutzelnigg, A., et al. Cortical demyelination and diffuse white matter injury in multiple sclerosis. Brain. 128, Pt 11 2705-2712 (2005).
- Lassmann, H., Bradl, M. Multiple sclerosis: Experimental models and reality). Acta Neuropathologica. 133 (2), 223-244 (2017).
- Lamport, A. C., Chedrawe, M., Nichols, M., Robertson, G. S. Experimental autoimmune encephalomyelitis accelerates remyelination after lysophosphatidylcholine-induced demyelination in the corpus callosum. Journal of Neuroimmunology. 334, 576995 (2019).
- Torkildsen, O., Brunborg, L. A., Myhr, K. M., Bo, L. The cuprizone model for demyelination. Acta Neurologica Scandinavica. Supplementum. 188, 72-76 (2008).
- Zhan, J., et al. The cuprizone model: Dos and do nots. Cells. 9 (4), 843 (2020).
- Torre-Fuentes, L., et al. Experimental models of demyelination and remyelination. Neurologia (Barcelona, Spain). 35 (1), 32-39 (2020).
- Merkler, D., et al. Myelin oligodendrocyte glycoprotein-induced experimental autoimmune encephalomyelitis in the common marmoset reflects the immunopathology of pattern II multiple sclerosis lesions. Multiple Sclerosis Journal. 12 (4), 369-374 (2006).
- Ucal, M., et al. Widespread cortical demyelination of both hemispheres can be induced by injection of pro-inflammatory cytokines via an implanted catheter in the cortex of MOG-immunized rats. Experimental Neurology. 294, 32-44 (2017).
