Summary
Den nåværende protokollen beskriver en topunktsinjeksjon av lysofosfatidylkolin via en stereotaksisk ramme for å generere en stabil og reproduserbar demyeliniseringsmodell hos mus.
Abstract
Reseptormediert lysofosfolipidsignalering bidrar til patofysiologien ved ulike nevrologiske sykdommer, spesielt multippel sklerose (MS). Lysofosfatidylkolin (LPC) er et endogent lysofosfolipid assosiert med betennelse, og det kan indusere rask skade med toksisitet for myelinlipider, noe som fører til fokal demyelinisering. Her presenteres en detaljert protokoll for stereotaktisk topunkts LPC-injeksjon som direkte kan forårsake alvorlig demyelinisering og replikere den eksperimentelle demyeliniseringsskaden raskt og stabilt hos mus ved kirurgisk prosedyre. Dermed er denne modellen svært relevant for demyeliniseringssykdommer, spesielt MS, og den kan bidra til den relaterte fremme klinisk relevante forskningen. Også immunfluorescens og Luxol raske blåfargingsmetoder ble brukt til å skildre tidsforløpet for demyelinisering i corpus callosum av mus injisert med LPC. I tillegg ble atferdsmetoden brukt til å evaluere musens kognitive funksjon etter modellering. Samlet sett er topunktsinjeksjonen av lysofosfatidylkolin via en stereotaksisk ramme en stabil og reproduserbar metode for å generere en demyeliniseringsmodell hos mus for videre studier.
Introduction
Reseptormediert lysofosfolipidsignalering involverer ulike fysiologiske prosesser i nesten alle organsystemer1. I sentralnervesystemet (CNS) spiller denne signaliseringen en kritisk rolle i patogenene til autoimmune nevrologiske sykdommer som multippel sklerose (MS). Multippel sklerose er en kronisk immunmediert lidelse preget av patologisk demyelinisering og inflammatorisk respons, som forårsaker nevrologisk dysfunksjon og kognitiv svekkelse 2,3. Etter kontinuerlig relapsing og remitting under den tidlige sykdommen, utvikler de fleste pasienter til slutt til det sekundære progressive stadiet, noe som kan forårsake irreversibel skade på hjernen og resulterende funksjonshemming. Det antas at det patologiske kjennetegnet for det sekundære progressive kurset er demyeliniserende plakk forårsaket av inflammatoriske lesjoner5. Eksisterende behandlinger for MS kan redusere risikoen for tilbakefall betydelig. Imidlertid er det fortsatt ingen effektiv behandling for langvarig demyeliniserende skade forårsaket av progressiv MS6. Dermed er det nødvendig med en stabilt etablert og lett reproduserbar modell for å studere prekliniske terapier som fokuserer på degenerasjon av hvit substans.
Demyelinisering og remyelinisering er to store patologiske prosesser for å utvikle multippel sklerose. Demyelinisering er tap av myelinskjede rundt aksoner indusert av mikroglia med proinflammatoriske fenotyper7, og det fører til langsom ledning av nerveimpulser og resulterer i tap av nevroner og nevrologiske lidelser. Remyelinisering er en endogen reparasjonsrespons mediert av oligodendrocytter, hvor lidelser kan føre til nevrodegenerasjon og kognitiv svekkelse8. Den inflammatoriske responsen er avgjørende for hele prosessen, og påvirker både graden av myelinskader og reparasjon.
Derfor er en stabil dyremodell med vedvarende inflammatorisk demyelinisering meningsfull for videre utforskning av terapeutiske strategier for MS. På grunn av kompleksiteten til MS er det etablert ulike typer dyremodeller for å etterligne demyeliniserende lesjoner in vivo, inkludert eksperimentell autoimmun encefalomyelitt (EAE), toksiske demyeliniserende modeller, cuprizon (CPZ) og lysofosphatidylcholine (LPC)9 . LPC er et endogent lysofosfolipid assosiert med betennelse, og det kan indusere rask skade med toksisitet mot myelinlipider, noe som fører til fokal demyelinisering. Basert på tidligere rapporter og forskning 10,11, er en detaljert protokoll for topunktsinjeksjon med noen modifikasjoner gitt. Vanligvis gir den klassiske ettpunkts LPC-injeksjonsmodellen bare lokal demyelinisering på injeksjonsstedet og ledsages ofte av spontan remyelinisering12,13. Imidlertid kan topunktsinjeksjons-LPC-modellen demonstrere at LPC direkte kan indusere demyelinisering i musekorpuskallosum og forårsake mer holdbar demyelinisering med lite myelinregenerering.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle dyreprosedyrer ble godkjent av Institute of Animal Care Committee of Tongji Medical College, Huazhong University of Science and Technology, Kina. Voksne C57BL/6 hann- og hunnmus (villtype, WT; 20-25 g; 8-10 uker gamle) ble brukt i denne studien. Musene ble hentet fra kommersielle kilder (se Materialtabell). Mus ble plassert i et spesifikt patogenfritt (SPF) dyreanlegg med vann og mat levert ad libitum. De ble holdt i en vekslende 12 timers periode med lys og mørke syklus under standardforholdene på 22 ° C temperatur og relativ fuktighet på 55% -60%.
1. Forberedelse av LPC-oppløsning
- Løs opp 25 mg LPC-pulver (se materialtabell) med 250 μL kloroform og metanol blandet oppløsning (1: 1) for å lage en 10% LPC-løsning og overfør den til et 500 μL sentrifugerør.
MERK: Hvis LPC ikke er helt oppløst, plasser sentrifugerrøret i et ultralydrenser og ultralyd ved 40 kHz i ~ 1 time for å oppnå en jevn løsning. - Del oppløsningen i 3 μL/rør og oppbevar ved −80 °C.
MERK: Løsningen kan lagres i ~2 år. - Før kirurgi, fortynn oppløsningen (trinn 1.2) med 27 μL 0,9% NaCl-oppløsning, og hold oppløsningen i et vannbad med konstant temperatur ved 37 °C.
MERK: Klargjør oppløsningen rett før injeksjonen påbegynnes.
2. Kirurgisk forberedelse
- Bruk en 32 G, 2 tommers kanyle for å koble til en 5 μL sprøyte (se tabell over materialer). Forsikre deg om at mikrolitersprøyten er uhindret. Trekk opp 5 μL LPC oppløsning til tilberedning av injeksjonen.
- Bedøv musen i et induksjonskammer koblet til en isofluranfordamper med 3 % isofluran blandet med 100 % oksygen med en hastighet på ca. 0,3 l/min.
- Bekreft dybden av anestesi ved mangel på tå-klyperefleks mens pusten er jevn.
- Barber musens hode mellom ørene ved hjelp av en elektrisk barbermaskin. Påfør smørende øyedråper for å forhindre tørrhet i hornhinnen under prosedyren.
- Plasser deretter musen i en stereotaksisk ramme (se Materialtabell) med dorsalsiden opp, og fest hodet med en nesekjegle og tannklemme. Opprettholde anestesi med 1,2% -1,6% isofluran gjennom nesen.
MERK: Isoflurankonsentrasjonen kan justeres i henhold til musens respirasjonsstatus.
3. Kirurgisk prosedyre
MERK: Dyr plasseres på en varmepute under alle prosedyrer.
- Fest musen til det stereotaksiske apparatet med bilaterale ørestenger. Sørg for at ørestengene er i vater og hodet er horisontalt og stabilt.
- Desinfiser huden på hodet ved å tørke flere ganger med jodfor etterfulgt av alkohol i sirkulær bevegelse. Bruk deretter en skalpell til å kutte et lite snitt på ca 1,5 cm langs midtlinjen av hodebunnen for å eksponere skallen.
- Tørk skallen med en bomullspinne dyppet i 1% hydrogenperoksid til bregma, lambda og bakre fontanelle er utsatt. Plasser sprøyten på det stereotaksiske apparatet.
MERK: Bruk hydrogenperoksid med forsiktighet og unngå å berøre det omkringliggende vevet. - Sørg for horisontal posisjonering av dyrets hode (både foran og bak og venstre og høyre).
- Juster Z-akseknappen på den stereotaksiske rammen slik at nålespissen og skallen bare berører uten å bøye, og mål deretter Z-aksekoordinaten. Sjekk Z-koordinatene til bregma og posterior fontanelle.
- Juster ørestangen slik at forskjellen mellom Z-koordinatene til bregma og posterior fontanelle ikke er mer enn 0,02 mm. Følg deretter samme metode for å måle Z-koordinatene til de tilsvarende posisjonene på venstre og høyre side av midtlinjen. Juster ørestangen for å sikre at venstre og høyre er på samme nivå.
- Finn corpus callosum. Sett XYZ-opprinnelsen til bregma.
MERK: Det første injeksjonsstedet er 1,0 mm lateralt til bregma, 2,4 mm dypt og 1,1 mm fremre. Det andre injeksjonsstedet er 1,0 mm lateralt mot bregma, 2,1 mm dypt og 0,6 mm fremre. For eksempel er koordinaten til bregma (0,0,0). Mål Z-koordinaten til det tilsvarende stedet merket som (-1, 1.1, X) og (-1, 0.6, Y). Det kan bestemmes at den første injeksjonsstedekoordinaten til corpus callosum er (-1, 1,1, −[X + 2,4]), og det andre injeksjonsstedet er (-1, 0,6, −[Y + 2,1]). - Når injeksjonsstedet er bestemt, gjør et merke med en steril markør på skallen og registrer koordinatene.
- Bor det merkede stedet forsiktig med en hodeskallebor (se Materialtabell). Pass på å unngå blødning.
- Beveg kanylen sakte til de gitte koordinatene og start injeksjonen. For å indusere corpus callosum demyelinisering injiseres 2 μl LPC oppløsning (trinn 1) på hvert injeksjonssted (trinn 3.5) med en hastighet på 0,4 mikrolit/min.
- Etter injeksjonen skal kanylen holdes på hvert sted i ytterligere 10 minutter.
MERK: Sørg for at intervallet på to injeksjoner ikke er mer enn 20 minutter. - Suturer huden med en 4-0 sutur og vent til dyret våkner innen 10 minutter. Administrer analgetika postoperativt i samsvar med institusjonelle dyrepleieforskrifter.
MERK: Anbefalt tid for eutanasi kan bestemmes i henhold til formålet med forsøket.
4. Prøveekstraksjon for fokal demyelinisering
MERK: For detaljer om dette trinnet, se den tidligere publiserte rapporten14.
- Løs opp nøytralt rødt fargestoff (se materialtabell) i en 1% løsning i fosfatbufret saltvann (PBS).
- timer før ofring av musene (for detaljer, se forrige referanse10), injiser 500 μL 1% nøytralt rødt fargestoff i PBS ved intraperitoneal injeksjon for hver mus.
- Utfør hjerteperfusjon12 med 30 ml 0,1 % PBS forkjølt ved 4 °C.
- Skjær hjernen i 1 mm med hjerneform (se materialtabell).
- Visualiser lesjonen farget med nøytral rød under mikroskopet og dissosier lesjonen.
MERK: Fjern så mye omkringliggende normalt vev som mulig for å forbedre nøyaktigheten av påfølgende analyse. Lesjonsvevet kan undersøkes med RT-PCR, elektronmikroskopi og western blot-analyser.
5. Histologisk farging og immunfluorescens
- For histologisk farging og immunfluorescens12, etter hjerteperfusjon (trinn 4.3.), fjern hjernen10, fikse i 4% PFA over natten (ved 4 ° C), og fullstendig dehydrert i 30% sukrose.
- Skjær i 20 mm koronale hjerneseksjoner ved hjelp av en frossen slicer10 ved konstant temperatur (−20 °C).
- Bruk skivene til Luxol fast blue (LFB) farging, immunfluorescens og western blot10.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Topunktsinjeksjon av LPC resulterte i en mer holdbar demyelinisering
LPC fører hovedsakelig til rask skade med toksisitet for myelin og spaltning av aksonintegriteten15. Injeksjonsdagen ble regnet som dag 0. Mus ble holdt i en periode på 10-28 dager (10 dpi og 28 dpi). Luxol rask blå (LFB) farging10 ble brukt til å evaluere området for demyelinisering hos mus på disse tidspunktene. I topunktsinjeksjonsmodellen var det signifikant demyelinisering på 10 dpi sammenlignet med humbuggruppen, noe som viser at lokalisert injeksjon av LPC med hell kan demyelinisere corpus callosum. Det foreligger fortsatt en relativt høy grad av demyelinisering ved 28 dpi, noe som indikerer vedvarende og stabil demyelinisering på grunn av topunkts LPC-injeksjon (figur 1D-E).
For ytterligere å evaluere tapet av myelinskjede ble 10 dager valgt som et viktig tidspunkt når demyeliniseringen er relativt tydelig. Gjennom immunfluorescensfarging degradert myelin basisk protein (dMBP), ble en bemerkelsesverdig økning av dMBP observert i LPC-injisert gruppe ved 10 dpi (figur 1F), som representerer myelintap i corpus callosum. Proteinet i lesjonsvevet som ble oppnådd (trinn 4.) ble også brukt til å analysere ekspresjonen av MBP ved western blot. Etter modellering i henhold til protokollen viste MBP et signifikant tap (figur 1G). Disse resultatene var i samsvar med LFB og immunfluorescensfargingen.
Myelinmorfologien i corpus callosum 10 dager etter LPC-injeksjon ble observert med elektronmikroskopet (lesjonsvevet ble ekstrahert i henhold til trinn 4). Den åpenbare demyeliniseringen verifiserer modelleringens suksess (figur 2).
Topunkts LPC-injeksjon påvirket myelinregenerering
Differensiering og modning av oligodendrocytter (OLGs) spiller en avgjørende rolle i å reparere myelinskjede i MS. Myelinregenerering skjer primært ved å differensiere oligodendrocyttforløperceller (OPCs) til myeliniserende oligodendrocytter. Dermed vil myelinreparasjonsprosessen bli påvirket når differensieringen av OPCer i OLGs er blokkert. Gst-π er markøren for OPC-differensieringsmodning16. Etter 10 dager med LPC-injeksjon kan det ses ved immunfluorescens at Gst-π redusert sammenlignet med humbuggruppen (figur 3A). Samtidig kan oligodendrocytters proliferasjonsevne reflekteres av forholdet mellom Ki67 (oligodendrocytter prolifererer) og Olig2 (totale oligodendrocyttlinjeceller)17,18. Det høyere Ki67/ Olig2+ samlokaliseringsforholdet representerer mer proliferasjon av oligodendrocytter etter 10 dpi (figur 3B). Disse bildene antyder at lesjonsområdet forsøker å reparere gjennom modning og spredning av OPC etter LPC-injeksjon.
To-punkts LPC-injeksjon svekket det romlige minnet til mus
For å analysere den romlige minneevnen til LPC-injeksjon hos mus, ble Morris vannlabyrint (WMM)19 brukt og viste ingen forskjell i svømmehastighet mellom humbug og LPC-injiserte mus. Men da plattformen ble fjernet i Morris vannlabyrint, ble ventetiden for å finne den skjulte plattformen redusert (svekket romlig læring), og tiden brukt i målkvadranten økte (nedsatt minneoppbevaring) (figur 4). Resultatene tyder på at det romlige minnet til demyeliniserte mus er betydelig svekket i topunkts LPC-injeksjonsmodellen. Antall dyr brukt i ulike forsøk er listet opp i tabell 1. Hver mus fikk opplæring fra dag 2 eller dag 20.
Figur 1: Topunktsinjeksjon av LPC-indusert demyelinisering. (A) Representasjon av injeksjonsstedene (1,0 mm lateral, 2,4 mm dyp og 1,1 mm fremre). (B) Representasjon av injeksjonsstedene (1,0 mm lateralt, 2,1 mm dypt og 0,6 mm fremre). (C) Illustrasjon av deteksjonstidspunkter. (D) Påvisning av lesjoner i hvit substans via LFB-farging. LFB-farging 10 dager etter injeksjon (dpi) og 28 dpi, som viser vedvarende demyelinisering av corpus callosum (skala bar = 200 μm). (E) Kvantifisering av demyeliniseringsområdet ved forskjellige tidspunkter. Data er representert som gjennomsnittlig ± SD, enveis ANOVA etterfulgt av Bonferronis flere sammenligningstester. ****p < 0,0001, n = 6 per gruppe. (F) Representative bilder av dMBP-immunostaining i corpus callosum (skala bar = 100 μm). Sammenlignet med humbug, som nesten ikke hadde dMBP, kunne man se tydelig dMBP etter LPC-injeksjon. (G) Western blot analyse av MBP uttrykk. MBP viste et signifikant tap etter injeksjon av LPC. β-aktin ble brukt som lastkontroll for å måle baselineuttrykk. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Elektronmikroskopibilder bekrefter myelinisert ultrastruktur i corpus callosum av humbug sammenlignet med den demyeliniserte i de LPC-injiserte musene (skala bar = 1 μm). Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: Topunktsinjeksjon påvirket modningen og spredningen av OPCs. (A) Representative bilder av GST-π i corpus callosum av humbug og LPC-injiserte mus (skala bar = 20 μm). Den røde betyr GST-π. (B) Representative bilder av Olig2 og Ki67 samlokalisering (skala bar = 20 μm). Den røde betyr Ki67, og den grønne betyr Olig2. Bildene ble tatt ved hjelp av et konfokalt mikroskopisystem med 488 nm og 594 nm laserlinjer. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 4: Romlig hukommelsessvikt indusert av LPC-injeksjon. (A) Representative bilder av musenes svømmebane i hver gruppe i plattformens nærvær (læringsfase). (B) Representative bilder av musenes svømmestier i hver gruppe etter fjerning av plattformen (minnefase). Antall brukte dyr er listet opp i tabell 1. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
| Gruppe | Uekte | LPC-gruppen |
| LFB-farging | 6 | 12 (10 ppt, 6; 28 ppt, 6) |
| Elektronmikroskopi | 4 | 4 |
| Hvis | 6 | 6 |
| Western Blot | 4 | 4 |
| Morrris Vann Maze | 12 | 12 |
Tabell 1: Antall dyr som brukes til de ulike testene.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
MS, en kronisk demyeliniserende sykdom i CNS, er en av de vanligste årsakene til nevrologisk dysfunksjon hos unge voksne20. Klinisk opplever omtrent 60% -80% av MS-pasientene syklusen av tilbakefall og remisjoner før de utvikler en sekundær progressiv MS21,22, og det fører til slutt til kumulative bevegelseshemminger og kognitive underskudd over tid23. For tiden dekker ingen enkelt eksperimentell modell hele spekteret av kliniske, patologiske eller immunologiske trekk ved sykdommen24. For å simulere den patologiske prosessen og patogenesen av MS på forskjellige stadier, er det tre vanlige demyeliniserende dyremodeller med deres fordeler og begrensninger, inkludert EAE-modellen, fôring av dyr CPZ og LPC-induserte demyeliniseringsmodeller.
Hos mus induseres EAE av en immunrespons etter injeksjon av myelinantigener, noe som resulterer i mikrogliaaktivering og infiltrasjon av perivaskulære T- og B-lymfocytter, og den medfølgende myelinskaden er ofte forbundet med tilbakefall av sykdommen20,25. Det simulerer bedre egenskapene til MS-relapsing-remitting-perioden. Det har imidlertid også flere begrensninger. For eksempel er EAE først og fremst en sykdom som påvirker den hvite substansen i ryggmargen, mens MS hovedsakelig forårsaker demyelinisering av hjernebarken, og plasseringen og tidspunktet for lesjonene er tilfeldige, noe som gjør det vanskelig å oppnå lesjoner nøyaktig19.
CPZ og LPC er de mest brukte stoffene for å indusere toksiske demyeliniserende modeller. De er alle i stand til å forårsake CNS-demyelinisering etter administrering. I CPZ-modellen resulterte fôring av unge mus kobberkelatorkoprizonen i oligodendrocyttdød og påfølgende reversibel demyelinisering. Etter seponering av cuprizon ble spontan remyelinisering utløst innen 4 dager26,27. CPZ resulterer hovedsakelig i omfattende demyelinisering, mens LPC-injeksjon heller mot fokal demyelinisering. På grunn av toksinet og den inflammatoriske responsen utløser den klassiske ettpunktsinjeksjonen av LPC en rask og svært reproduserbar form for demyelinisering28.
Imidlertid kan ingen av de ovennevnte modellene riktig etterligne den patologiske prosessen med progressiv MS preget av vedvarende demyelinisering. Derfor foreslår denne protokollen en modell for en topunkts injeksjon av LPC direkte inn i corpus callosum for å indusere langsiktig demyelinisering. Kritiske trinn i protokollen inkluderer horisontal justering av dyrets hode og lokalisering av injeksjonskoordinatene. I trinn 3.5., må man sørge for å justere bregma og posterior fontanelle nivå først og deretter justere venstre og høyre nivå. Samtidig må det bemerkes at nullpunktet etter justering av venstre og høyre nivå må omplasseres før etterfølgende operasjoner. Dette trinnet er avgjørende fordi det er direkte relatert til nøyaktigheten av posisjoneringen. I trinn 3.6., når man bestemmer koordinatene til Z-aksen, må man sørge for at enden av nålen og skallen forblir i nøyaktig kontakt, og forskeren kan observere om nålen er bøyd. I trinn 3.10 forblir nålen på plass i 10 minutter for å forhindre at legemidlet strømmer ut av nålepassasjen.
Denne protokollen har noen begrensninger. Som andre toksisitetsinduserte demyeliniserende modeller mangler den modellering av immunologiske prosesser. For det andre, selv om topunktsinjeksjonsmodellen kan opprettholde demyelinisering i relativt lang tid, er den fortsatt uunngåelig ledsaget av en liten grad av myelinregenerering etter hvert som sykdommen utvikler seg til et senere stadium. Det er kanskje ikke en mer egnet modell for simulering av sekundær progressiv multippel sklerose enn myelin oligodendrocytt glykoprotein (MOG)-indusert eksperimentell autoimmun encefalomyelitt29,30. Den klassiske ettpunkts LPC-injeksjonsmodellen produserer bare lokalisert inflammatorisk demyelinisering ledsaget av spontan remyelinisering. Tidligere forskning har vist at infiltrasjon av T-celler, B-celler og makrofager etter LPC-injeksjon er en nøkkelfaktor i myelinreparasjon15. Sammenlignet med den klassiske injeksjonsmodellen induserer imidlertid topunktsinjeksjonsmodellen LPC rask fokal demyelinisering av corpus callosum og opprettholder graden av demyelinisering i en lengre periode med liten remyelinisering.
På grunn av kompleksiteten til MS, krever ulike sykdomsstadier forskjellige modeller for å bli bedre beskrevet. Topunktsinjeksjon av LPC via en stereotaksisk ramme er en stabil, effektiv og reproduserbar eksperimentell musemodell. Denne modellen kan føre til langsiktig demyelinisering, ledsaget av mindre myelinreparasjon over tid. Det betyr at topunktsinjeksjonsmodellen ikke bare kan brukes til å studere demyeliniseringssykdommer, men også til å studere myelinreparasjonsintervensjoner. Dessuten kan denne modellen enkelt og raskt evaluere demyeliniseringen etter intervensjonen gjennom immunfluorescens og histologiske metoder, og den kognitive dysfunksjonen av MS kan reflekteres av det svekkede romlige minnet til demyeliniserte mus i atferdstesten. Avslutningsvis kan denne modellen for stabil demyelinisering lette patologiske og prekliniske studier både på sekundærprogresjon av MS og relapsing-remitting MS.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingenting å avsløre.
Acknowledgments
Dette arbeidet ble støttet av National Natural Science Foundation of China (Grants: 82071380, 81873743).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| L-α-Lysophosphatidylcholine from egg yolk | Sigma-Aldrich | L4129-25MG | |
| 32 gauge Needle | HAMILTON | 7762-05 | |
| 10 μl syringe | HAMILTON | 80014 | |
| high speed skull drill | strong,korea | strong204 | |
| drill | Hager & Meisinger, Germany | REF 500 104 001 001 005 | |
| Matrx Animal Aneathesia Ventilator | MIDMARK | VMR | |
| Portable Stereotaxic Instrument for Mouse | Reward | 68507 | |
| Micro syringe | Reward | KDS LEGATO 130 | |
| Isoflurane | VETEASY | ||
| Paraformaldehyde | Servicebio | G1101 | |
| Phosphate buffer | BOSTER | PYG0021 | |
| LuxoL fast bLue | Servicebio | G1030-100ML | |
| Suture | FUSUNPHARMA | 20152021225 | |
| Brain mold | Reward | 68707 | |
| Electron microscope fixative | Servicebio | G1102-100ML | |
| Neutral red (C.I. 50040), for microscopy Certistain | Sigma-Aldrich | 1.01376 | |
| Anti-Myelin Basic Protein Antibody | Millipore | #AB5864 | |
| Anti-GST-P pAb | MBL | #311 | |
| Ki-67 Monoclonal Antibody (SolA15) | Thermo Fisher Scientific | 14-5698-95 | |
| Beta Actin Monoclonal Antibody | Proteintech | 66009-1-Ig | |
| Myelin Basic Protein Polyclonal Antibody | Proteintech | 10458-1-AP | |
| OLIG2 Polyclonal Antibody | Proteintech | 13999-1-AP | |
| Alexa Fluor 488 AffiniPure Donkey anti-Rabbit IgG (H+L) | YEASEN | 34206ES60 | |
| Alexa Fluor 594 AffiniPure Donkey Anti-Rat IgG (H+L) | YEASEN | 34412ES60 | |
| Alexa Fluor 594 AffiniPure Donkey Anti-Rabbit IgG (H+L) | YEASEN | 34212ES60 | |
| HRP Goat Anti-Rabbit IgG (H+L) | abclonal | AS014 | |
| HRP Goat Anti-Mouse IgG (H+L) | abclonal | AS003 | |
| Adult C57BL/6 male and female mice | Hunan SJA Laboratory Animal Co. Ltd |
References
- Gaire, B. P., Choi, J. W. Critical roles of lysophospholipid receptors in activation of neuroglia and their neuroinflammatory responses. International Journal of Molecular Sciences. 22 (15), 7864 (2021).
- Compston, A., Coles, A. Multiple sclerosis. Lancet. 372 (9648), 1502-1517 (2008).
- Dobson, R., Giovannoni, G. Multiple sclerosis - a review. European Journal of Neurology. 26 (1), 27-40 (2019).
- Mahad, D. H., Trapp, B. D., Lassmann, H. Pathological mechanisms in progressive multiple sclerosis. The Lancet Neurology. 14 (2), 183-193 (2015).
- Filippi, M., et al. Multiple sclerosis. Nature Reviews Disease Primers. 4 (1), 43 (2018).
- Villoslada, P., Steinman, L. New targets and therapeutics for neuroprotection, remyelination and repair in multiple sclerosis. Expert Opinion on Investigational Drugs. 29 (5), 443-459 (2020).
- Lassmann, H. Multiple sclerosis pathology. Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 8 (3), 028936 (2018).
- Franklin, R. J., Ffrench-Constant, C. Remyelination in the CNS: From biology to therapy. Nature Reviews Neuroscience. 9 (11), 839-855 (2008).
- Gentile, A., et al. Immunomodulatory effects of exercise in experimental multiple sclerosis. Frontiers in Immunology. 10, 2197 (2019).
- Chen, M., et al. Deficiency of microglial Hv1 channel is associated with activation of autophagic pathway and ROS production in LPC-induced demyelination mouse model. Journal of Neuroinflammation. 17 (1), 333 (2020).
- Luo, Q., et al. A stable and easily reproducible model of focal white matter demyelination. Journal of Neuroscience Methods. 307, 230-239 (2018).
- Blakemore, W. F., Franklin, R. J. Remyelination in experimental models of toxin-induced demyelination. Current Topics in Microbiology and Immunology. 318, 193-212 (2008).
- Degaonkar, M. N., Raghunathan, P., Jayasundar, R., Jagannathan, N. R. Determination of relaxation characteristics during preacute stage of lysophosphatidyl choline-induced demyelinating lesion in rat brain: An animal model of multiple sclerosis. Magnetic Resonance Imaging. 23 (1), 69-73 (2005).
- Baydyuk, M., et al. Tracking the evolution of CNS remyelinating lesion in mice with neutral red dye. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (28), 14290-14299 (2019).
- Plemel, J. R., et al. Mechanisms of lysophosphatidylcholine-induced demyelination: A primary lipid disrupting myelinopathy. Glia. 66 (2), 327-347 (2018).
- Nave, K. A. Myelination and support of axonal integrity by glia. Nature. 468 (7321), 244-252 (2010).
- Liu, Z., et al. Induction of oligodendrocyte differentiation by Olig2 and Sox10: evidence for reciprocal interactions and dosage-dependent mechanisms. Developmental Biology. 302 (2), 683-693 (2007).
- Kassis, H., et al. Histone deacetylase expression in white matter oligodendrocytes after stroke. Neurochemistry International. 77, 17-23 (2014).
- Vorhees, C. V., Williams, M. T. Morris water maze: Procedures for assessing spatial and related forms of learning and memory. Nature Protocols. 1 (2), 848-858 (2006).
- Merkler, D., Ernsting, T., Kerschensteiner, M., Bruck, W., Stadelmann, C. A new focal EAE model of cortical demyelination: multiple sclerosis-like lesions with rapid resolution of inflammation and extensive remyelination. Brain. 129, Pt 8 1972-1983 (2006).
- Karussis, D. The diagnosis of multiple sclerosis and the various related demyelinating syndromes: A critical review. Journal of Autoimmunity. 48-49, 134-142 (2014).
- Kamma, E., Lasisi, W., Libner, C., Ng, H. S., Plemel, J. R. Central nervous system macrophages in progressive multiple sclerosis: Relationship to neurodegeneration and therapeutics. Journal of Neuroinflammation. 19 (1), 45 (2022).
- Kutzelnigg, A., et al. Cortical demyelination and diffuse white matter injury in multiple sclerosis. Brain. 128, Pt 11 2705-2712 (2005).
- Lassmann, H., Bradl, M. Multiple sclerosis: Experimental models and reality). Acta Neuropathologica. 133 (2), 223-244 (2017).
- Lamport, A. C., Chedrawe, M., Nichols, M., Robertson, G. S. Experimental autoimmune encephalomyelitis accelerates remyelination after lysophosphatidylcholine-induced demyelination in the corpus callosum. Journal of Neuroimmunology. 334, 576995 (2019).
- Torkildsen, O., Brunborg, L. A., Myhr, K. M., Bo, L. The cuprizone model for demyelination. Acta Neurologica Scandinavica. Supplementum. 188, 72-76 (2008).
- Zhan, J., et al. The cuprizone model: Dos and do nots. Cells. 9 (4), 843 (2020).
- Torre-Fuentes, L., et al. Experimental models of demyelination and remyelination. Neurologia (Barcelona, Spain). 35 (1), 32-39 (2020).
- Merkler, D., et al. Myelin oligodendrocyte glycoprotein-induced experimental autoimmune encephalomyelitis in the common marmoset reflects the immunopathology of pattern II multiple sclerosis lesions. Multiple Sclerosis Journal. 12 (4), 369-374 (2006).
- Ucal, M., et al. Widespread cortical demyelination of both hemispheres can be induced by injection of pro-inflammatory cytokines via an implanted catheter in the cortex of MOG-immunized rats. Experimental Neurology. 294, 32-44 (2017).
