Summary
Detta protokoll beskriver en tvåpunktsinjektion av lysofosfatidylkolin via en stereotaxisk ram för att generera en stabil och reproducerbar demyeliniseringsmodell hos möss.
Abstract
Receptormedierad lysofosfolipidsignalering bidrar till patofysiologin för olika neurologiska sjukdomar, särskilt multipel skleros (MS). Lysofosfatidylkolin (LPC) är en endogen lysofosfolipid associerad med inflammation, och det kan inducera snabb skada med toxicitet för myelinlipider, vilket leder till fokal demyelinering. Här presenteras ett detaljerat protokoll för stereotaktisk tvåpunkts LPC-injektion som direkt kan orsaka allvarlig demyelinering och replikera den experimentella demyelineringsskadan snabbt och stabilt hos möss genom kirurgiskt ingrepp. Således är denna modell mycket relevant för demyelineringssjukdomar, särskilt MS, och den kan bidra till den relaterade framåtskridande kliniskt relevanta forskningen. Dessutom användes immunofluorescens och Luxol snabbblå färgningsmetoder för att skildra tidsförloppet för demyelinering i corpus callosum hos möss injicerade med LPC. Dessutom användes beteendemetoden för att utvärdera mössens kognitiva funktion efter modellering. Sammantaget är tvåpunktsinjektionen av lysofosfatidylkolin via en stereotaxisk ram en stabil och reproducerbar metod för att generera en demyelineringsmodell hos möss för vidare studier.
Introduction
Receptormedierad lysofosfolipidsignalering involverar olika fysiologiska processer i nästan alla organsystem1. I centrala nervsystemet (CNS) spelar denna signalering en kritisk roll i patogenerna för autoimmuna neurologiska sjukdomar såsom multipel skleros (MS). Multipel skleros är en kronisk immunmedierad sjukdom som kännetecknas av patologisk demyelinering och inflammatoriskt svar, vilket orsakar neurologisk dysfunktion och kognitiv försämring 2,3. Efter kontinuerlig återfall och remittering under den tidiga sjukdomen utvecklas de flesta patienter så småningom till det sekundärprogressiva stadiet, vilket kan orsaka irreversibel skada på hjärnan och resulterande funktionshinder4. Man tror att det patologiska kännetecknet för den sekundära progressiva kursen är demyeliniserande plack orsakade av inflammatoriska lesioner5. Befintliga behandlingar mot MS kan avsevärt minska risken för återfall. Det finns dock fortfarande ingen effektiv behandling för långvariga demyeliniserande skador orsakade av progressiv MS6. Således krävs en stabilt etablerad och lätt reproducerbar modell för att studera prekliniska terapier som fokuserar på degeneration av vit substans.
Demyelinering och remyelinering är två stora patologiska processer för att utveckla multipel skleros. Demyelinering är förlusten av myelinhölje runt axoner inducerad av mikroglia med proinflammatoriska fenotyper7, och det leder till långsam ledning av nervimpulser och resulterar i förlust av neuroner och neurologiska störningar. Remyelinering är ett endogent reparationssvar medierat av oligodendrocyter, där störningar kan leda till neurodegeneration och kognitiv försämring8. Det inflammatoriska svaret är avgörande för hela processen, vilket påverkar både graden av myelinskada och reparation.
Därför är en stabil djurmodell av ihållande inflammatorisk demyelinering meningsfull för vidare utforskning av terapeutiska strategier för MS. På grund av komplexiteten hos MS har olika typer av djurmodeller etablerats för att efterlikna demyeliniserande lesioner in vivo, inklusive experimentell autoimmun encefalomyelit (EAE), toxisk-demyeliniserande modeller, cuprizon (CPZ) och lysofosfatidylkolin (LPC)9 . LPC är en endogen lysofosfolipid associerad med inflammation, och det kan inducera snabb skada med toxicitet för myelinlipider, vilket leder till fokal demyelinering. Baserat på tidigare rapporter och forskning 10,11 tillhandahålls ett detaljerat protokoll för tvåpunktsinjektion med vissa modifieringar. I allmänhet producerar den klassiska enpunkts LPC-injektionsmodellen endast lokal demyelinering på injektionsstället och åtföljs ofta av spontan remyelinering12,13. Tvåpunktsinjektions-LPC-modellen kan dock visa att LPC direkt kan inducera demyelinering i muskorpus callosum och orsaka mer hållbar demyelinering med liten myelinregenerering.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla djurprocedurer godkändes av Institute of Animal Care Committee vid Tongji Medical College, Huazhong University of Science and Technology, Kina. Vuxna C57BL/6 han- och honmöss (vild typ, WT; 20-25 g; 8-10 veckor gamla) användes för den aktuella studien. Mössen erhölls från kommersiella källor (se materialtabell). Möss inhystes i en specifik patogenfri (SPF) djuranläggning med vatten och mat som levererades ad libitum. De hölls i en alternerande 12-timmarsperiod av ljus och mörk cykel under standardförhållandena 22 ° C temperatur och relativ fuktighet på 55% -60%.
1. Beredning av LPC-lösning
- Lös upp 25 mg LPC-pulver (se materialtabell) med 250 μl kloroform och metanolblandad lösning (1:1) för att göra en 10% LPC-lösning och överför den till ett 500 μL centrifugrör.
OBS: Om LPC inte är helt upplöst, placera centrifugröret i en ultraljudsrengörare och ultraljud vid 40 kHz i ~ 1 h för att få en enhetlig lösning. - Dela lösningen i 3 μl/rör och förvara vid −80 °C.
OBS: Lösningen kan lagras i ~ 2 år. - Späd lösningen (steg 1.2) före operationen med 27 μl 0,9 % NaCl-lösning och håll lösningen i ett vattenbad med konstant temperatur vid 37 °C.
OBS: Förbered lösningen precis innan injektionen påbörjas.
2. Kirurgisk förberedelse
- Använd en 32 G, 2 i nål för att ansluta till en 5 μL spruta (se materialtabell). Se till att mikrolitersprutan är fri. Dra upp 5 μl LPC-lösning för beredning av injektionen.
- Bedöva musen i en induktionskammare ansluten till en isofluranförångare med 3% isofluran blandat med 100% syre med en hastighet av ca 0,3 L/min.
- Bekräfta anestesidjupet genom bristen på tå-nypreflex medan andningen är jämn.
- Raka musens huvud mellan öronen med en elektrisk rakapparat. Applicera smörjande ögondroppar för att förhindra torrhet i hornhinnan under proceduren.
- Placera sedan musen i en stereotaxisk ram (se materialtabell) med ryggsidan uppåt och säkra huvudet med en näskon och tandklämma. Behåll anestesi med 1,2% -1,6% isofluran genom näsan.
OBS: Isoflurankoncentrationen kan justeras efter mössens andningsstatus.
3. Kirurgiskt ingrepp
OBS: Djur placeras på en värmedyna under alla procedurer.
- Fäst musen på stereotaxiska apparaten med bilaterala öronstänger. Se till att öronstängerna är plana och att huvudet är horisontellt och stabilt.
- Desinficera huden på huvudet genom att torka flera gånger med jodofor följt av alkohol i cirkulär rörelse. Använd sedan en skalpell för att skära ett litet snitt på cirka 1,5 cm längs hårbottens mittlinje för att exponera skallen.
- Torka av skallen med en bomullspinne doppad i 1% väteperoxid tills bregma, lambda och bakre fontanell exponeras. Placera sprutan på stereotaxiska apparaten.
OBS: Använd väteperoxid med försiktighet och undvik att röra vid de omgivande vävnaderna. - Se till att djurets huvud placeras horisontellt (både fram och bak och vänster och höger).
- Justera Z-axelvredet på stereotaxisk ram så att nålspetsen och skallen bara rör utan att böja sig och mät sedan Z-axelkoordinaten. Kontrollera Z-koordinaterna för bregma och bakre fontanell.
- Justera öronstången så att skillnaden mellan Z-koordinaterna för bregma och bakre fontanell inte är mer än 0,02 mm. Följ sedan samma metod för att mäta Z-koordinaterna för motsvarande positioner på vänster och höger sida av mittlinjen. Justera öronstången för att säkerställa att vänster och höger är på samma nivå.
- Leta reda på corpus callosum. Ställ in XYZ-ursprunget till bregma.
OBS: Det första injektionsstället är 1,0 mm i sidled mot bregma, 2,4 mm djupt och 1,1 mm främre. Det andra injektionsstället är 1,0 mm i sidled mot bregma, 2,1 mm djupt och 0,6 mm främre. Till exempel är koordinaten för bregma (0,0,0). Mät Z-koordinaten för motsvarande plats markerad som (-1, 1.1, X) och (-1, 0.6, Y). Det kan bestämmas att den första koordinaten för injektionsstället för corpus callosum är (-1, 1,1, −[X + 2,4]) och det andra injektionsstället är (-1, 0,6, −[Y + 2,1]). - När injektionsstället är bestämt, gör ett märke med en steril markör på skallen och registrera koordinaterna.
- Borra försiktigt den markerade platsen med en skallborr (se materialtabell). Var noga med att undvika blödning.
- Flytta långsamt nålen till de angivna koordinaterna och starta injektionen. För att inducera demyelinering av corpus callosum, injicera 2 μl LPC-lösning (steg 1) vid varje injektionsställe (steg 3.5) med en hastighet av 0,4 μl/min.
- Efter injektionen, håll nålen på varje plats i ytterligare 10 minuter.
OBS: Se till att intervallet för två injektioner inte är mer än 20 min. - Suturera huden med en 4-0 sutur och vänta tills djuret vaknar inom 10 minuter. Administrera smärtstillande medel postoperativt i enlighet med institutionella djurvårdsbestämmelser.
OBS: Den rekommenderade tiden för eutanasi kan bestämmas enligt syftet med experimentet.
4. Provextraktion för fokal demyelinering
OBS: För mer information om detta steg, se den tidigare publicerade rapporten14.
- Lös upp neutralt rött färgämne (se materialtabell) i en 1% lösning i fosfatbuffrad saltlösning (PBS).
- timmar innan mössen offras (för närmare uppgifter, se föregående referens10), injicera 500 μl neutralt rött färgämne i PBS genom intraperitoneal injektion för varje mus.
- Utför hjärtperfusion12 med 30 ml 0,1% PBS förkyld vid 4 °C.
- Skär hjärnan i 1 mm med en hjärnform (se Materialtabell).
- Visualisera lesionen färgad med neutral röd under mikroskopet och dissociera lesionen.
OBS: Ta bort så mycket omgivande normal vävnad som möjligt för att förbättra noggrannheten i efterföljande analys. Lesionsvävnaden kan undersökas med RT-PCR, elektronmikroskopi och western blot-analyser.
5. Histologisk färgning och immunofluorescens
- För histologisk färgning och immunofluorescens12, efter hjärtperfusion (steg 4.3), ta bort hjärnan10, fixera i 4% PFA över natten (vid 4 °C) och dehydrera fullständigt i 30% sackaros.
- Skär i 20 mm koronahjärnsektioner med en frusenskivare 10 vid konstant temperatur (−20 °C).
- Använd skivorna för Luxol fast blue (LFB) färgning, immunofluorescens och western blot10.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Tvåpunktsinjektion av LPC resulterade i en mer hållbar demyelinering
LPC leder huvudsakligen till snabb skada med toxicitet för myelin och klyvning av axonintegriteten15. Injektionsdagen betraktades som dag 0. Möss hölls under en period av 10-28 dagar (10 dpi och 28 dpi). Luxol fast blue (LFB) färgning10 användes för att utvärdera området för demyelinering hos möss vid dessa tidpunkter. I tvåpunktsinjektionsmodellen fanns det signifikant demyelinering på 10 dpi jämfört med bluffgruppen, vilket visar att lokaliserad injektion av LPC framgångsrikt kan demyelinisera corpus callosum. En relativt hög grad av demyelinering finns fortfarande vid 28 dpi, vilket indikerar ihållande och stabil demyelinering på grund av tvåpunkts LPC-injektionen (figur 1D-E).
För att ytterligare utvärdera förlusten av myelinhölje valdes 10 dagar som en viktig tidpunkt när demyelineringen är relativt uppenbar. Genom immunofluorescensfärgning försämrat myelinbasprotein (dMBP) observerades en anmärkningsvärd ökning av dMBP i den LPC-injicerade gruppen vid 10 dpi (figur 1F), vilket representerar myelinförlust i corpus callosum. Dessutom användes proteinet i den erhållna lesionsvävnaden (steg 4.) för att analysera uttrycket av MBP av western blot. Efter modellering enligt protokollet visade MBP en signifikant förlust (Figur 1G). Dessa resultat överensstämde med LFB och immunofluorescensfärgningen.
Myelinmorfologin i corpus callosum 10 dagar efter LPC-injektion observerades med elektronmikroskopet (lesionsvävnaden extraherades enligt steg 4.). Den uppenbara demyelineringen verifierar modelleringens framgång (Figur 2).
Tvåpunkts LPC-injektion påverkade myelinregenerering
Differentieringen och mognaden av oligodendrocyter (OLG) spelar en avgörande roll för att reparera myelinhöljet i MS. Myelinregenerering sker främst genom att differentiera oligodendrocytprekursorceller (OPC) till myeliniserande oligodendrocyter. Således kommer myelinreparationsprocessen att påverkas när differentieringen av OPC: er till OLG blockeras. Gst-π är markören för OPC-differentieringsmognad16. Efter 10 dagars LPC-injektion kan man genom immunofluorescens se att Gst-π minskat jämfört med bluffgruppen (figur 3A). Samtidigt kan oligodendrocyternas proliferationsförmåga återspeglas av förhållandet mellan Ki67 (oligodendrocyter prolifererar) och Olig2 (totala oligodendrocytlinjeceller)17,18. Det högre Ki67/ Olig2+ samlokaliseringsförhållandet representerar mer spridning av oligodendrocyter efter 10 dpi (figur 3B). Dessa bilder tyder på att lesionsområdet försöker reparera genom mognad och spridning av OPC efter LPC-injektion.
Tvåpunkts LPC-injektion försämrade mössens rumsliga minne
För att analysera den rumsliga minnesförmågan hos LPC-injektion hos möss användes Morris vattenlabyrint (WMM)19 och visade ingen skillnad i simhastighet mellan bluff- och LPC-injicerade möss. Men när plattformen togs bort i Morris vattenlabyrint minskade latensen för att hitta den dolda plattformen (nedsatt rumslig inlärning) och tiden i målkvadranten ökade (nedsatt minnesretention) (figur 4). Resultaten tyder på att det rumsliga minnet hos demyeliniserade möss försämras signifikant i tvåpunkts LPC-injektionsmodellen. Antalet djur som används i olika försök anges i tabell 1. Varje mus fick träning från och med dag 2 eller dag 20.
Figur 1: Tvåpunktsinjektion av LPC-inducerad demyelinisering. (B) Representation av injektionsställena (1,0 mm i sidled, 2,1 mm djup och 0,6 mm främre). (C) Illustration av detektionstidpunkter. (D) Detektion av vitsubstansskador via LFB-färgning. LFB-färgning vid 10 dagar efter injektion (dpi) och 28 dpi, vilket visar ihållande demyelinering av corpus callosum (skalstång = 200 μm). E) Kvantifiering av demyelineringsområdet vid olika tidpunkter. Data representeras som medelvärde ± SD, enkelriktad ANOVA följt av Bonferronis flera jämförelsetester. ****p < 0,0001, n = 6 per grupp. (F) Representativa bilder av dMBP-immunfärgning i corpus callosum (skalstreck = 100 μm). Jämfört med bluffen, som nästan inte hade någon dMBP, kunde uppenbar dMBP ses efter LPC-injektion. (G) Western blot-analys av MBP-uttryck. MBP visade en signifikant förlust efter injektion av LPC. β-aktin användes som lastningskontroll för att mäta baslinjeuttryck. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2: Elektronmikroskopibilder bekräftar myeliniserad ultrastruktur i corpus callosum av bluff jämfört med den demyeliniserade i de LPC-injicerade mössen (skalstreck = 1 μm). Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 3: Tvåpunktsinjektion påverkade mognaden och spridningen av OPCs. (A) Representativa bilder av GST-π i corpus callosum hos bluff- och LPC-injicerade möss (skalstreck = 20 μm). Det röda betyder GST-π. (B) Representativa bilder av Olig2 och Ki67 samlokalisering (skalstreck = 20 μm). Det röda betyder Ki67 och det gröna betyder Olig2. Bilderna togs med hjälp av ett konfokalt mikroskopisystem med 488 nm och 594 nm laserlinjer. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 4: Nedsatt rumsligt minne inducerat av LPC-injektion. (A) Representativa bilder av mössens simbana i varje grupp i plattformens närvaro (inlärningsfas). (B) Representativa bilder av mössens simbanor i varje grupp efter att plattformen tagits bort (minnesfas). Antalet använda djur anges i tabell 1. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
| Grupp | Bluff | LPC-koncernen |
| LFB-färgning | 6 | 12 (10 dpi, 6; 28 dpi, 6) |
| Elektronmikroskopi | 4 | 4 |
| Om | 6 | 6 |
| Västra Fläcken | 4 | 4 |
| Morrris vattenlabyrint | 12 | 12 |
Tabell 1: Antalet djur som använts för de olika testerna.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
MS, en kronisk demyeliniserande sjukdom i CNS, är en av de vanligaste orsakerna till neurologisk dysfunktion hos unga vuxna20. Kliniskt upplever cirka 60%-80% av MS-patienterna cykeln av återfall och remissioner innan de utvecklar en sekundär-progressiv MS21,22, och det leder så småningom till kumulativa rörelsehinder och kognitiva underskott över tid23. För närvarande täcker ingen enda experimentell modell hela variationen av kliniska, patologiska eller immunologiska egenskaper hos sjukdomen24. För att simulera den patologiska processen och patogenesen av MS i olika stadier finns det tre vanliga demyeliniserande djurmodeller med sina fördelar och begränsningar, inklusive EAE-modellen, utfodring av djur CPZ och LPC-inducerade demyeliniseringsmodeller.
Hos möss induceras EAE av ett immunsvar efter injektion av myelinantigener, vilket resulterar i mikroglial aktivering och infiltration av perivaskulära T- och B-lymfocyter, och den medföljande myelinskadan är ofta förknippad med återkommande sjukdom20,25. Det simulerar bättre egenskaperna hos ms-återfallsperioden. Men det har också flera begränsningar. Till exempel är EAE främst en sjukdom som påverkar ryggmärgens vita substans, medan MS huvudsakligen orsakar demyelinering av hjärnbarken, och placeringen och tidpunkten för lesionerna är slumpmässiga, vilket gör det svårt att få lesioner exakt19.
CPZ och LPC är de vanligaste ämnena för att inducera toxiska demyeliniserande modeller. De kan alla orsaka CNS-demyelinering efter administrering. I CPZ-modellen resulterade matning av unga möss kopparchelator cuprizone i oligodendrocytdöd och efterföljande reversibel demyelinering. Efter uttag av cuprizon utlöstes en spontan remyelineringsprocess inom 4 dagar26,27. CPZ resulterar huvudsakligen i omfattande demyelinering, medan LPC-injektion lutar mot fokal demyelinering. På grund av toxinet och det inflammatoriska svaret utlöser den klassiska enpunktsinjektionen av LPC en snabb och mycket reproducerbar form av demyelinering28.
Ingen av ovanstående modeller kan emellertid korrekt efterlikna den patologiska processen för progressiv MS som kännetecknas av ihållande demyelinering. Därför föreslår det nuvarande protokollet en modell för en tvåpunktsinjektion av LPC direkt i corpus callosum för att inducera långvarig demyelinering. Kritiska steg i protokollet inkluderar horisontell justering av djurets huvud och lokalisering av injektionskoordinaterna. I steg 3.5., måste man se till att justera bregma och bakre fontanelle nivå först och sedan justera vänster och höger nivå. Samtidigt måste det noteras att nollpunkten, efter justering av vänster och höger nivå, måste omplaceras före efterföljande operationer. Detta steg är avgörande eftersom det är direkt relaterat till positioneringens noggrannhet. I steg 3.6., vid bestämning av koordinaterna för Z-axeln, måste man se till att nålens ände och skallen förblir i exakt kontakt, och forskaren kan observera om nålen är böjd. I steg 3.10. stannar nålen på plats i 10 minuter för att förhindra att läkemedlet rinner ut ur nålpassagen.
Det nuvarande protokollet har vissa begränsningar. Liksom andra toxicitetsinducerade demyeliniserande modeller saknar den modellering av immunologiska processer. För det andra, även om tvåpunktsinjektionsmodellen kan upprätthålla demyelinering under relativt lång tid, åtföljs den fortfarande oundvikligen av en liten grad av myelinregenerering när sjukdomen fortskrider till ett senare skede. Det kanske inte är en mer lämplig modell för simulering av sekundär progressiv multipel skleros än myelin oligodendrocytglykoprotein (MOG)-inducerad experimentell autoimmun encefalomyelit29,30. Den klassiska enpunkts LPC-injektionsmodellen producerar endast lokaliserad inflammatorisk demyelinering åtföljd av spontan remyelinering. Tidigare forskning har visat att infiltration av T-celler, B-celler och makrofager efter LPC-injektion är en nyckelfaktor i myelinreparation15. Jämfört med den klassiska injektionsmodellen inducerar emellertid tvåpunktsinjektions-LPC-modellen snabb fokal demyelinering av corpus callosum och bibehåller graden av demyelinering under en längre period med liten remyelinering.
På grund av komplexiteten i MS kräver olika sjukdomsstadier att olika modeller beskrivs bättre. Tvåpunktsinjektion av LPC via en stereotaxisk ram är en stabil, effektiv och reproducerbar experimentell musmodell. Denna modell kan leda till långvarig demyelinering, åtföljd av mindre myelinreparation över tiden. Det betyder att tvåpunktsinjektionsmodellen inte bara kan användas för att studera demyeliniseringssjukdomar utan också för att studera myelinreparationsinterventioner. Dessutom kan denna modell enkelt och snabbt utvärdera demyelineringen efter ingreppet genom immunofluorescens och histologiska metoder, och den kognitiva dysfunktionen hos MS kan återspeglas av det nedsatta rumsliga minnet hos demyeliniserade möss i beteendetestet. Sammanfattningsvis kan denna modell av stabil demyelinering underlätta patologiska och prekliniska studier både på den sekundära utvecklingen av MS och den skovvis remitterande MS.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inget att avslöja.
Acknowledgments
Detta arbete stöddes av National Natural Science Foundation of China (Bidrag: 82071380, 81873743).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| L-α-Lysophosphatidylcholine from egg yolk | Sigma-Aldrich | L4129-25MG | |
| 32 gauge Needle | HAMILTON | 7762-05 | |
| 10 μl syringe | HAMILTON | 80014 | |
| high speed skull drill | strong,korea | strong204 | |
| drill | Hager & Meisinger, Germany | REF 500 104 001 001 005 | |
| Matrx Animal Aneathesia Ventilator | MIDMARK | VMR | |
| Portable Stereotaxic Instrument for Mouse | Reward | 68507 | |
| Micro syringe | Reward | KDS LEGATO 130 | |
| Isoflurane | VETEASY | ||
| Paraformaldehyde | Servicebio | G1101 | |
| Phosphate buffer | BOSTER | PYG0021 | |
| LuxoL fast bLue | Servicebio | G1030-100ML | |
| Suture | FUSUNPHARMA | 20152021225 | |
| Brain mold | Reward | 68707 | |
| Electron microscope fixative | Servicebio | G1102-100ML | |
| Neutral red (C.I. 50040), for microscopy Certistain | Sigma-Aldrich | 1.01376 | |
| Anti-Myelin Basic Protein Antibody | Millipore | #AB5864 | |
| Anti-GST-P pAb | MBL | #311 | |
| Ki-67 Monoclonal Antibody (SolA15) | Thermo Fisher Scientific | 14-5698-95 | |
| Beta Actin Monoclonal Antibody | Proteintech | 66009-1-Ig | |
| Myelin Basic Protein Polyclonal Antibody | Proteintech | 10458-1-AP | |
| OLIG2 Polyclonal Antibody | Proteintech | 13999-1-AP | |
| Alexa Fluor 488 AffiniPure Donkey anti-Rabbit IgG (H+L) | YEASEN | 34206ES60 | |
| Alexa Fluor 594 AffiniPure Donkey Anti-Rat IgG (H+L) | YEASEN | 34412ES60 | |
| Alexa Fluor 594 AffiniPure Donkey Anti-Rabbit IgG (H+L) | YEASEN | 34212ES60 | |
| HRP Goat Anti-Rabbit IgG (H+L) | abclonal | AS014 | |
| HRP Goat Anti-Mouse IgG (H+L) | abclonal | AS003 | |
| Adult C57BL/6 male and female mice | Hunan SJA Laboratory Animal Co. Ltd |
References
- Gaire, B. P., Choi, J. W. Critical roles of lysophospholipid receptors in activation of neuroglia and their neuroinflammatory responses. International Journal of Molecular Sciences. 22 (15), 7864 (2021).
- Compston, A., Coles, A. Multiple sclerosis. Lancet. 372 (9648), 1502-1517 (2008).
- Dobson, R., Giovannoni, G. Multiple sclerosis - a review. European Journal of Neurology. 26 (1), 27-40 (2019).
- Mahad, D. H., Trapp, B. D., Lassmann, H. Pathological mechanisms in progressive multiple sclerosis. The Lancet Neurology. 14 (2), 183-193 (2015).
- Filippi, M., et al. Multiple sclerosis. Nature Reviews Disease Primers. 4 (1), 43 (2018).
- Villoslada, P., Steinman, L. New targets and therapeutics for neuroprotection, remyelination and repair in multiple sclerosis. Expert Opinion on Investigational Drugs. 29 (5), 443-459 (2020).
- Lassmann, H. Multiple sclerosis pathology. Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 8 (3), 028936 (2018).
- Franklin, R. J., Ffrench-Constant, C. Remyelination in the CNS: From biology to therapy. Nature Reviews Neuroscience. 9 (11), 839-855 (2008).
- Gentile, A., et al. Immunomodulatory effects of exercise in experimental multiple sclerosis. Frontiers in Immunology. 10, 2197 (2019).
- Chen, M., et al. Deficiency of microglial Hv1 channel is associated with activation of autophagic pathway and ROS production in LPC-induced demyelination mouse model. Journal of Neuroinflammation. 17 (1), 333 (2020).
- Luo, Q., et al. A stable and easily reproducible model of focal white matter demyelination. Journal of Neuroscience Methods. 307, 230-239 (2018).
- Blakemore, W. F., Franklin, R. J. Remyelination in experimental models of toxin-induced demyelination. Current Topics in Microbiology and Immunology. 318, 193-212 (2008).
- Degaonkar, M. N., Raghunathan, P., Jayasundar, R., Jagannathan, N. R. Determination of relaxation characteristics during preacute stage of lysophosphatidyl choline-induced demyelinating lesion in rat brain: An animal model of multiple sclerosis. Magnetic Resonance Imaging. 23 (1), 69-73 (2005).
- Baydyuk, M., et al. Tracking the evolution of CNS remyelinating lesion in mice with neutral red dye. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (28), 14290-14299 (2019).
- Plemel, J. R., et al. Mechanisms of lysophosphatidylcholine-induced demyelination: A primary lipid disrupting myelinopathy. Glia. 66 (2), 327-347 (2018).
- Nave, K. A. Myelination and support of axonal integrity by glia. Nature. 468 (7321), 244-252 (2010).
- Liu, Z., et al. Induction of oligodendrocyte differentiation by Olig2 and Sox10: evidence for reciprocal interactions and dosage-dependent mechanisms. Developmental Biology. 302 (2), 683-693 (2007).
- Kassis, H., et al. Histone deacetylase expression in white matter oligodendrocytes after stroke. Neurochemistry International. 77, 17-23 (2014).
- Vorhees, C. V., Williams, M. T. Morris water maze: Procedures for assessing spatial and related forms of learning and memory. Nature Protocols. 1 (2), 848-858 (2006).
- Merkler, D., Ernsting, T., Kerschensteiner, M., Bruck, W., Stadelmann, C. A new focal EAE model of cortical demyelination: multiple sclerosis-like lesions with rapid resolution of inflammation and extensive remyelination. Brain. 129, Pt 8 1972-1983 (2006).
- Karussis, D. The diagnosis of multiple sclerosis and the various related demyelinating syndromes: A critical review. Journal of Autoimmunity. 48-49, 134-142 (2014).
- Kamma, E., Lasisi, W., Libner, C., Ng, H. S., Plemel, J. R. Central nervous system macrophages in progressive multiple sclerosis: Relationship to neurodegeneration and therapeutics. Journal of Neuroinflammation. 19 (1), 45 (2022).
- Kutzelnigg, A., et al. Cortical demyelination and diffuse white matter injury in multiple sclerosis. Brain. 128, Pt 11 2705-2712 (2005).
- Lassmann, H., Bradl, M. Multiple sclerosis: Experimental models and reality). Acta Neuropathologica. 133 (2), 223-244 (2017).
- Lamport, A. C., Chedrawe, M., Nichols, M., Robertson, G. S. Experimental autoimmune encephalomyelitis accelerates remyelination after lysophosphatidylcholine-induced demyelination in the corpus callosum. Journal of Neuroimmunology. 334, 576995 (2019).
- Torkildsen, O., Brunborg, L. A., Myhr, K. M., Bo, L. The cuprizone model for demyelination. Acta Neurologica Scandinavica. Supplementum. 188, 72-76 (2008).
- Zhan, J., et al. The cuprizone model: Dos and do nots. Cells. 9 (4), 843 (2020).
- Torre-Fuentes, L., et al. Experimental models of demyelination and remyelination. Neurologia (Barcelona, Spain). 35 (1), 32-39 (2020).
- Merkler, D., et al. Myelin oligodendrocyte glycoprotein-induced experimental autoimmune encephalomyelitis in the common marmoset reflects the immunopathology of pattern II multiple sclerosis lesions. Multiple Sclerosis Journal. 12 (4), 369-374 (2006).
- Ucal, M., et al. Widespread cortical demyelination of both hemispheres can be induced by injection of pro-inflammatory cytokines via an implanted catheter in the cortex of MOG-immunized rats. Experimental Neurology. 294, 32-44 (2017).
