Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Periferik Sinir Hasarı Sonrası Fonksiyonel Kurtarma Değerlendirmesinde Koku Ensheathing Hücre Nakli

11.6K görüntüleme

⸱

DOI:

10.3791/50590

⸱

23 Şubat 2014

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1UPRES EA3830, Institute for Research and Innovation in Biomedicine, University of Rouen, 2Neuroscience, Karolinska Institutet, 3Otorhinolaryngology, Head and Neck Surgery Department, Rouen University Hospital, 4Otorhinolaryngology, Head and Neck Surgery Department, Amiens University Hospital

Bu makalede

Özet

Koku ensheathing hücreleri (OECS), birincil koku nöronların büyümesine izin vermek nöral tepe hücreleri bulunmaktadır. Bu özel özellik, hücresel nakli için de kullanılabilir. Burada bir gırtlak sinir yaralanması modelinde OECS kullanımına göre hücre transplantasyonu bir model mevcut.

Özet

Olfaktor ensheathing hücreleri (OECS) primer koku nöronların büyüme ve büyütme sağlayan nöral krest hücreleri vardır. Gerçekten de, birinci koku alma sistemi bile yetişkin hayvanlarda yeni nöron doğuran yeteneği ile karakterize edilmektedir. Bu özel yeteneği nöron için uygun bir mikro-ortam oluşturmak OECS varlığına kısmen kaynaklanmaktadır. OECS bu özelliği spinal kord yaralanması modellerde olduğu gibi hücresel nakli için kullanılmaktadır. Periferik sinir sistemi, merkezi sinir sistemi dışındaki sinir yaralanmasından sonra yeniden daha büyük bir kapasiteye sahip olmasına rağmen, tam bölümleri laringeal sinir kesisi yüz sonra özellikle aksonal yeniden gelişiminde sırasında yanlış iletilmesi neden. Özellikle, rekürren laringeal sinir (RLN) tam kesit ses tellerinin synkinesis sonuçlanan anormal aksonal çıkma neden olur. Bu özel modelde, OECS nakli akson büyümesini etkin bir şekilde arttırdığını göstermiştir. ve_content "> OECS koku mukoza (OM-OECS) ve koku ampuller (OB-OECS) hem de, birden fazla alt popülasyonlarının oluşmaktadır. Burada içinde OECS bu farklı alt popülasyonlarının kullanımına dayanan hücresel nakli için bir model mevcut RLN yaralanma modeli. bu paradigmayı kullanarak, OB-OECS ve OM-OECS birincil kültürleri RLS bölümü ve anastomoz sonrası Matrigel'de nakledilmiştir. İki ay ameliyat sonrası, biz videolaryngoscopy dayalı tamamlayıcı analizler tarafından nakledilen hayvanların değerlendirildi, elektromiyografi (EMG) ve histolojik çalışmalar. Birincisi, videolaryngoscopy özellikle kas cocontractions fenomen. Ardından, EMG gösterdi zenginliği ve kas faaliyetleri senkronizasyonu analizleri. Nihayet, toluidin mavisi boyama dayalı histolojik çalışmalar numarası ve profil ölçümü izin, bize laringeal fonksiyonlarını değerlendirmek için izin miyelinli lif.

Hep birlikte, biz, kültür, ide izole etmek için nasıl burada açıklamakOM ve OB ntify ve nakli OECS RLN bölüm-anastomoz ve nasıl aksonal büyütme ve laringeal fonksiyonları bu nakledilen hücrelerin etkinliğini değerlendirmek ve analiz etmek sonra.

Giriş

Koku mukoza (OM), merkezi sinir sistemindeki, periferik sinir sistemi ve koku ampul (OB) in, birinci koku alma sistemi, iki ayrı parçadan oluşmaktadır. Birincil koku alma sistemi, memeli türlerinde ömrü boyunca kendini yenilemek için birincil koku nöronların (PON) kapasitesi ile karakterize edilir. Bu özellik nedeniyle OM nöral kök hücrelerin varlığına mümkün olmaktadır. OM gelen OB PON büyüme ve büyütme koku ensheathing hücreleri olarak adlandırılan özel glial hücreler (OECS) tarafından kolaylaştırılır. OECS 1 OB OM gelen PON nöron için olumlu bir mikroortam oluşturmak nöral krest hücreleri vardır. Bu şekilde, hücre OECS 2,3 farklı alt-popülasyonunu oluşturan OM ve OB bulunabilir. OECS farklı özellikleri çeşitli sinir sistemi lezyonu paradigmalar 4 hücresel nakillerinde için bunları kullanmak kurşun bilim adamları var. Nitekim, OECS üretmek büyüme faktörleri, pr, glial korkuturuz azaltmakomote aksonal yeniden büyüme ve özgürce astrocytes 5,6 ile iç içe olabilir. Ancak, bu çalışmaların büyük çoğunluğu spinal kord yaralanması (SKY) dayalı, bunlardan birkaç periferik sinir hasarı (PNI) 7,8 sonra OECS kullandık.

Periferik sinir sistemi, sinir yaralanmasından sonra yenilemek için büyük bir kapasiteye sahip olmasına rağmen, tam bölümleri anormal aksonal büyütme neden. Nitekim, (RLN) yüz veya rekürren laringeal sinirlerin tam kesilirken sonra misrouted akson synkinesis denilen kas cocontractions neden olur. Bu nedenle akson büyümesini ölçmek için değil, aynı zamanda kas kasılmaları etkinliğini değerlendirmek için PNI bir model önermek için birincil önem taşımaktadır. Literatürde tarif edilen en yaygın model fasyal sinir lezyonu 9,10 dayanmaktadır. Bu modelde, fonksiyonel değerlendirmeler bıyık hareketleri 10 kurtarma dayanmaktadır. Ancak MOV etkinliğini göstermek için karmaşık, anahtar kelimeleri ve kas cocontractions fenomenleri ayrımcılık. Biz burada bir RLN lezyon dayalı bir model öneriyoruz. Bu model aksonal yeniden büyümesi ve ses tellerinin hareketleri değil, aynı zamanda hücresel nakillerinde 11,12 sonra bu hareketlerin verimliliği ve fonksiyonelliği değil sadece değerlendirilmesini sağlar. Bu protokol bir RLN bölüm / anastomoz modelinde OM ve OB kültür ve nakli OECS için adım prosedürü bir adım sağlar ve ameliyat sonrası hayvanları değerlendirmek için.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

1.. Koku Mukozası ve Koku Ampuller İlköğretim Kültürleri

  1. Diseksiyon önce
    1. 44 ml ilave etmek suretiyle, 50 ml, orta Make kalsiyum içermeyen Dulbecco Modifiye Eagle / Fetal Sığır Serumu (FBS), 5 ml ve penisilin / streptomisin, 1 ml ile takviye edilmiş Ham F12 ortamı (DMEM/F12).
    2. Coat 75 cm, poli-L-lisin (50 ug / ml, 1.5 ug / cm 2), oda sıcaklığında 1 saat ile 2 şişe hazırlanmıştır.
    3. PBS 1x şişeler durulayın.
    4. 1 hafta kadar buzdolabında kaplı şişeler saklayın.
  2. Teşrih
    1. Ötenazi herhangi bir yöntem kurumun hayvan bakımı ve kullanımı komitesi tarafından önceden onaylanan ve kalifiye personel tarafından yapılmalıdır.
    2. Böyle Fischer sıçanlar gibi tabii fareleri seçin.
    3. Sıçan sodyum pentobarbital veya ketamin / ksilizin gibi anestezi diğer enjekte formları ile derin anestezi girmiş onaylandıktan sonra, onu ve r başını kesmekcildi birikimleri temizlenmelidir.
    4. Anterior posterior kısmına kafatası açın.
    5. Meninks önlemek için OB alarak bakım çıkarın.
    6. Aynı sıçan olarak, burun boşluğu sagittaly açın.
    7. OM solunum mukozasını önlemek için dikkat çekici Kaldır. OM epitel kolayca sarımsı renk ile tespit edilebilir olduğunu unutmayın.
    8. OM diseksiyonu hakkında ayrıntılı protokoller bir önceki bulmak olabilir J. Vis. Uzm . yayın 13.
  3. Kültür
    1. 37 ° C'de 45 dakika boyunca% 0.1 tripsin içeren Hank tamponlu tuz çözeltisi (HBSS) içinde OB yerleştirin
    2. 37 ° C'de 45 dakika boyunca% 0.05 kolajenaz A içeren HBSS içinde OM yerleştirin
    3. Sıcak ortam 2 ml ilave etmek suretiyle enzimatik sindirim durdurun.
    4. Ortamı ile yıkayın ve 3 dakika boyunca 300 x g'de santrifüj.
    5. 2 öğütün örnekleriHomojen bir hücre süspansiyonu elde edilene kadar bir P1000 pipet kullanarak orta ml.
    6. Sıcak ortam, 25 ml önceden kaplanmış cam kaplarda (5-10 x 10 6 hücre / şişe) hücreleri Plate.
    7. % 5 CO2 ile 37 ° C'de inkübe edilir ve hücreleri kültürü.
    8. Her 2 günde bir ortamın yarısı değiştirin.
    9. In vitro 6-8 gün sonra, küçük hücre örneklerinin p75 üzerinde pozitif hücrelerinin oranını kontrol sitometrisi veya immünositokimya akışı ile, kemirgenlerde OECS olduğu varsayılır. Bu analizler için, diğer belirteçler gibi GFAP ve S100β olarak ele alınabilir.
  4. Akış sitometri analizi
    1. "Hücresel transplantasyon" (bölüm aşağıdaki 2.2) de tarif edildiği gibi hücreler toplayın.
    2. 4 ° C'de 15 dakika boyunca p75 primer antikor (1:100) ile inkübe
    3. PBS-EDTA ile 2 ml hücreleri yıkanır ve 3 dakika boyunca 300 x g'de santrifüj.
    4. 15 boyunca PE konjüge anti-fare ikincil antikoru ile hücrelerin inkübe(1:200) karanlıkta 4 ° C'de min.
    5. PBS-EDTA ile 2 ml hücreleri yıkanır ve 3 dakika boyunca 300 x g'de santrifüj.
    6. PBS-EDTA 500 ul içinde tekrar süspansiyon hücreleri.
    7. Akış-Sitometre 10-30 x 10 3 hücre analiz.
  5. İmmünositokimya analizi
    1. "Kültür" (aşağıda bölüm 1.1.2) de tarif edildiği gibi, 48 saat için kaplanmış, 6 oyuklu plakalar içerisinde hücreleri Plate.
    2. Hücrelerin PBS ile yıkayın.
    3. Oda sıcaklığında 15 dakika boyunca% 4 PFA ile hücrelerin düzeltildi.
    4. Hücrelerin PBS ile yıkayın.
    5. Oda sıcaklığında 15 dakika boyunca PBS / Triton X100 (% 0.1) ile hücrelerin inkübe edin.
    6. Hücrelerin PBS ile yıkayın.
    7. Birincil antikor (1:200) ile hücrelerin inkübe: gece boyunca 4 ° C 'de p75, S100β ve GFAP
    8. Hücrelerin PBS ile yıkayın.
    9. Karanlıkta oda sıcaklığında 1 saat boyunca, ikincil antikorlar (1:500) ile hücrelerin inkübe edin.
    10. Hücrelerin PBS ile yıkayın.
    11. R de Hoechst 10 dakika ile hücreleri inkübeKaranlıkta T.
    12. Hücrelerin PBS ile yıkayın.
    13. Bir floresan mikroskop kullanarak hücreleri analiz edin.
  6. GFP etiketleme hücreleri
    1. Beş gün önce, transplantasyon, geliştirilmiş GFP 20 (enfeksiyon çokluğu) barındıran lentiviral vektör ile gece boyunca OB ve OM kültürlerini enfekte.
    2. Küçük örnekler "kültür" (bölüm 1.1) daha önce açıklandığı gibi akış sitometri ile GFP pozitif hücrelerin oranı üzerinde transplantasyon önce check.

2. Cerrahi ve Transplantasyon

  1. Tekrarlayan sinir anastomoz
    1. Hayvanlarla Tüm deneyler kurumun hayvan bakımı ve kullanımı komitesi tarafından önceden onaylanan ve kalifiye personel tarafından yapılmalıdır.
    2. Önce cerrahi otoklav tüm araçlar ve cerrahi prosedürler boyunca sterilite korumak.
    3. Ketamin hidroklorür intraperitoneal enjeksiyon (12.5 mg / kg) ve klorpromazin hidroklorür ile (fare anestezisi0.625 mg / kg). Ameliyat öncesi ayak tutam tarafından anestezi yeterliliğini değerlendirmek.
    4. Dorsal yatar sıçan yerleştirin.
    5. Bir neşter ile 2 cm dikey orta servikal deri kesi yapmak.
    6. Medial beyaz çizgi izleyen infrahyoid kasların dikey bir kesi yapmak.
    7. Infrahyoid kaslar arasındaki autostatic ekartörünü kullanarak Larenksi Açığa.
    8. Rln Açığa.
    9. Mikroskobik kontrolünde, yedinci trakeal halka seviyesinde microscissors tam olarak sinir kesti.
    10. Mikroskopik kontrol altında 11.0 sütür bir noktasını kullanarak anastomoz gerçekleştirin. Bu ameliyat gırtlak belirli bir motor denervasyon yol açar.
  2. Hücre transplantasyonu
    1. Sadece transplantasyonundan önce, 37 ° C'de 5 dakika boyunca% 0.05 tripsin EDTA kullanılarak tabaklardan hücreleri çıkarmak
    2. Sıcak ortam 2 ml ilave etmek suretiyle enzimatik sindirim durdurun.
    3. 3 dakika boyunca 300 x g'de santrifüj.
    4. , bir mikroskop altında bir hemasitometre kullanarak hücreleri sayın ve belirli bir protokole uygun olarak hücre konsantrasyonunu ayarlamak. Bu modelde, arzu edilen konsantrasyonlar DMEM/F12 30 ul 6 ila 10 x 1.2-6 arasında hücre idi.
    5. Aşılama önce 1.5 ml bir tüp içinde DMEM/F12-Matrige l 01:02 karışımı (bu deneyde 30 ve 60 ul) ile hücre hazırlık yapmak ve buz üzerine yerleştirin. , Belirsiz etkilerini önlemek Matrigel azaltılmış büyüme faktörü kullanın.
    6. Sadece transplantasyon öncesinde Matrigel-orta karışımı ısınmak için birkaç saniye için elinizde tüpü tutmak.
    7. Bir pipet kullanarak anastomoz üzerinde karışımı azletmek ve yaralı sinir üzerinde karışım kendini kurullarının kadar bekleyin.
    8. Bir 4.0 sütür ile kaslar ve cilt kapatın.
    9. Ev fareler tek tek ve 24 saat için bir ısıtma lambası altında tutun.

3. Değerlendirme

  1. Laringoskopide
    1. Intraperit tarafından sıçan anestezisiketamin hidroklorür (12.5 mg / kg) ve klorpromazin hidroklorür (0.625 mg / kg) enjeksiyonu oneal. Onay sıçan önceki protokol ile devam bir ayak tutam ile anestezi uygulanmıştır.
    2. Dorsal yatar sıçan yerleştirin.
    3. Gırtlak en iyi görünümü sağlamak için ayarlanabilir bir 30 ° videolaryngoscope yerleştirin. Her kayıt için aynı görünüm çoğaltmak anatomik yerler belirleyin.
    4. Videolaryngoscope (5-10 dizileri / hayvan) kullanılarak vokal kord hareketleri kaydedin. Her hayvan için ardışık maksimal adduksiyonda ve maksimal kaçırılma üç dizileri seçmek.
    5. Görüntü analizi yazılımı kullanılarak laringeal fonksiyonunu analiz. Maksimal kaçırılması ve ses tellerinin maksimal adduksiyon hareketi arasındaki farkı ölçerek mutlak açısal hareketini belirlemek. Hareket genliği ölçülerek dinamik puanı belirler. Synkinesis ve paradoksal hareketlerini ölçerek fonksiyonel skoru belirleyin.
  2. Elektromiyografi (EMG)
    1. elektriksel izolasyonu için sıçanın hamstring kaslar üzerinde bir elektrot yerleştirin.
    2. "Tekrarlayan sinir anastomoz" (bölüm 2.1) daha önce açıklandığı gibi cilt ve kasların açarak gırtlak ve trakea Açığa.
    3. Krikotiroid kıkırdak Açığa.
    4. Microscissors kullanarak posterior krikoaritenoid (PCA) kas maruz krikotiroid kıkırdak açın.
    5. PCA kas monopolar iğne elektrodu (38 x 0.45 mm) tanıtmak.
    6. Spontan ventilasyon sırasında bir toplama sistemi kullanılarak PCA kasın elektriksel kas aktivitesini kaydedin.
    7. Solunum ile zenginliği ve senkronizasyon açısından kas aktivitesini analiz. , Zengin aktivite ile izleme kafiyeli: artan solunum ile izleme kafiyeli, ama kötü tracing (neurogen), 2: ilham, 1 sırasında kafiyesiz aydınger, artış olmadan: 0: EMGs analiz etmek, aşağıdaki ölçeği kullanarak 0-3 nitel bir puan atamak 3: bir i oluşturan, çok zengin izleme kafiyelimaksimal kasıtlı aktivitesine benzer nterference model.
    8. Gecikme ve potansiyel süresini ölçmek için vagus siniri ortaya. RLN nedeniyle küçük boyutu uyarılması sırasında zarar görebilir çünkü vagus siniri uyarımı yeri olarak seçilir.
    9. Bir elektrod ile vagus siniri uyarır.
    10. PCA kas elektrik sinyallerini kaydedin. Gecikme ve potansiyel süresini ölçün. Mümkünse bu tür Powerlab sistemi gibi kas aktivitesini, gecikme ve potansiyel süresini kaydetmek için bir satın alma modülünü kullanabilirsiniz.
  3. Histoloji
    1. Pentobarbital doz aşımı ile hayvan Euthanize.
    2. Mikroskopik kontrol altında RLS distal güdük çıkarın. RLS distal kısmı anastomoz ve gırtlak arasındaki bir parçası olarak tanımlanır. Bu 11.0 sütür emilemeyen dikiş çünkü birkaç hafta cerrahi sonrası anastomoz site bulmak mümkün olduğunu unutmayın.
    3. 0.1 M fosfat ile% 2 glutaraldehid RLS distal kısmını yerleştirin4 ° C'de 2 saat boyunca (pH = 7.3)
    4. Dikkatle koronal bölümleri gerçekleştirmek için örnekleri yönlendirmek.
    5. Fosfat tamponunda örnekleri yıkayın.
    6. % 1 kakodilat içinde, oda sıcaklığında 60 dakika boyunca küçük parçaları (3-4 mm uzunluk) ve postfix'i in kesin OsO 4 ve etanol ile susuz tamponlu.
    7. Orient silikon kalıplara örnekler ve, POLYBED 812, DDSA ve MNA olarak oluşan reçineler gömülü hızlandırıcı BDMA% 2 ilave edilmiştir.
    8. Bir Pyramitome Ultramikrotom Sistemi kullanılarak yarı-ince enine kesitler (1 Pm'lik-kalın) yapmak.
    9. , 70 ° C'de 75 saniye süre ile% 1 sodyum tetraborat içinde% 0.1 Toluidin Mavisi ile leke
    10. Bir sayma analiz sistemi ile RLN örnekleri analiz. Elyaf sayısını ve miyelin kılıfının dış ve iç sınır belirleyerek miyelinli sinir lifleri profillerini ölçmek.
  4. Transplantasyon
    1. Nakli için hücrelerin hazırlanması ve daha önce tarif hücreleri nakli"hücresel transplantasyon" (bölüm 2.2).
    2. Analiz
    3. Pentobarbital doz aşımı ile hayvan Euthanize. Hayvanların bu sabitleme PFA intrakardiyak enjeksiyonu% 4 kullanılarak gerçekleştirilebilir edin.
    4. RLS yaklaşık 2 cm çıkarın. Proksimal ve RLS distal parçaları kullanın.
    5. Sıvı azot içinde RLN örnek düzeltildi.
    6. -80 ° C'de saklayın örnekleri
    7. Kesim örnekleri boyuna sirostat (10-20 mikron kalınlığında) kullanarak.
    8. GFP pozitif hücreleri algılamak için floresan mikroskop altında örnekleri analiz. Anti-GFP floresan emisyonu antikor geliştirmek için ve costainings gerçekleştirmek için kullanılabilir unutmayın.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Kontrol ve (bölüm / anastomoz) hayvanlar innerve olmuş sahip çizimler sonuçları (OM, OB veya OM + OB) gerçekleştirilen hücre nakillerinde bağlı olarak değişebilir olarak seçilmiştir.

Hücre kültürü
Hücreler plastik yüzeye yapışır ve hızlı bir şekilde uzatılmış ya da gittikçe incelen, üçgen, çok kutuplu veya iğ şeklinde olan hücrelerin paralel parçaya içine ayrılmış oldu (Şekil 1A ve 1B). Sitometri analizi vitro akışta 8 gün sonra, p75 p...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Burada sunulan teknikler OECS periferik sinir hasarı modellerinde hücresel nakli incelemek için yararlı bir model olun. Hücre kültürü protokol nispeten basittir ve kolayca gerçekleştirilebilir. Öte yandan, cerrahi işlemler, RLS belirli bir bölüm / anastomozlarda, deneyim gerektiren ve kalifiye personel tarafından yapılmalıdır.

Bu protokol açıklanan prosedürler mümkün olan en iyi sonuçları elde etmek için odaklanmak önemli faktörler vurgulayın. İlk olarak, OM ayrışma sırasında, biz sadece kok...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarlar ifşa hiçbir şey yok.

Teşekkürler

Yazarlar yazının düzenleme için mali destek ve Dr Fanie Barnabé-Heider ADIR (İkametgah aux Insuffisants Respiratoires à Aide) ve Fondation de l'Avenir kabul etmek istiyorum.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
DMEM / F12İnvitrojenE3521T
FBSİnvitrogenE3387M
Penisilin / streptomisinİnvitrogen1152-8876
HBSSInvitrogenM3467Y
Tripsin-EDTAİnvitrojenM3513P
KakodilatMerck1.03256.0100
DDSABiyovadi00563-450
MNABiyovadi00886-450
BDMABiyovadi00141-100
Polybed 812 Biyovadi08791-500
PE anti-fare BD Bioscience550589
Matrigel GFRBD Bioscience356231
Kollajenaz ARoche10103586001
Fare anti P75ChemiconMAB 365
11.0 TelEthiconFG 2881
Toluidin Mavi Ral Diagnostics361590-0025
SantrifüjSigmaSigma 2-16PK
İnkübatör Thermo Scientific
Laminer akış başlığıDaha HızlıBH-EN 2003 S Akış
sitometresiBD BioscienceFACSCalibur
MikroskopZeiss
VideolaringoskopKarl Storz EndoskopTelecam SL NLSC 20212120
Edinme sistemiAD InstrumentsPowerlab sistemi
Piramitom Ultramikrotomi Sistemi LeicaUltracut S
Görüntü analiz sistemiExplora NovaMercator

Kaynaklar

  1. Barraud, P., et al. Neural crest origin of olfactory ensheathing glia. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 21040-21045 (2010).
  2. Guerout, N., et al. Comparative gene expression profiling of olfactory ensheathing cells from olfactory bulb and olfactory mucosa. Glia. 58, 1570-1580 (1002).
  3. Honore, A., et al. Isolation, characterization, and genetic profiling of subpopulations of olfactory ensheathing cells from the olfactory bulb. Glia. 60, 404-413 (2012).
  4. Franssen, E. H., de Bree, F. M., Verhaagen, J. Olfactory ensheathing glia: their contribution to primary olfactory nervous system regeneration and their regenerative potential following transplantation into the injured spinal cord. Brain Res. Rev. 56, 236-258 (2007).
  5. Lakatos, A., Franklin, R. J., Barnett, S. C. Olfactory ensheathing cells and Schwann cells differ in their in vitro interactions with astrocytes. Glia. 32, 214-225 (2000).
  6. Woodhall, E., West, A. K., Chuah, M. I. Cultured olfactory ensheathing cells express nerve growth factor, brain-derived neurotrophic factor, glia cell line-derived neurotrophic factor and their receptors. Brain Res. Mol. Brain Res. 88, 203-213 (2001).
  7. Dombrowski, M. A., Sasaki, M., Lankford, K. L., Kocsis, J. D., Radtke, C. Myelination and nodal formation of regenerated peripheral nerve fibers following transplantation of acutely prepared olfactory ensheathing cells. Brain Res. 1125, 1-8 (2006).
  8. Guerout, N., et al. Transplantation of olfactory ensheathing cells promotes axonal regeneration and functional recovery of peripheral nerve lesion in rats. Muscle Nerve. 43, 543-551 (2011).
  9. Guntinas-Lichius, O., et al. Transplantation of olfactory ensheathing cells stimulates the collateral sprouting from axotomized adult rat facial motoneurons. Exp. Neurol. 172, 70-80 (2001).
  10. Makoukji, J., et al. Lithium enhances remyelination of peripheral nerves. Proc. Natl. Acad. Sci U.S.A. 109, 3973-3978 (2012).
  11. Guerout, N., et al. Co-transplantation of olfactory ensheathing cells from mucosa and bulb origin enhances functional recovery after peripheral nerve lesion. PloS one. 6, 22816 (2011).
  12. Paviot, A., et al. Efficiency of laryngeal motor nerve repair is greater with bulbar than with mucosal olfactory ensheathing cells. Neurobiol. Dis. 41, 688-694 (2011).
  13. Girard, S. D., et al. Isolating nasal olfactory stem cells from rodents or humans. J. Vis. Exp. , (2011).
  14. Nash, H. H., Borke, R. C., Anders, J. J. New method of purification for establishing primary cultures of ensheathing cells from the adult olfactory bulb. Glia. 34, 81-87 (2001).
  15. Bianco, J. I., Perry, C., Harkin, D. G., Mackay-Sim, A., Feron, F. Neurotrophin 3 promotes purification and proliferation of olfactory ensheathing cells from human nose. Glia. 45, 111-123 (2004).
  16. Paviot, A., Bon-Mardion, N., Duclos, C., Marie, J. P., Guerout, N. Although olfactory ensheathing cells have remarkable potential to sustain nerve regeneration, they cannot be applied to a severe vagus nerve section/resection model. Muscle Nerve. 43, 919-920 (2011).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Tekrarlayan Laringeal SinirH cresel TransplantasyonMatrigel TransplantasyonuVideolaringoskopiElektromiyografiHistolojik AnalizToluidin Mavisi BoyamaGFP Etiketli H creler
Periferik Sinir Hasarı Sonrası Fonksiyonel Kurtarma Değerlendirmesinde Koku Ensheathing Hücre Nakli
Bize ulaşın
Kütüphaneye tavsiye et

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Telif hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.