Yöntem makalesi

İnfiltratif Lenfositlerinin Analiz Olmayan enzimatik ayırmak Taze İnsan Dokusuna Basit ve Hızlı Protokolü

DOI:

10.3791/52392

⸱

6 Aralık 2014

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Molecular Immunology Unit, Université Libre de Bruxelles, 2Institut Jules Bordet, Université Libre de Bruxelles, 3Institut d'Immunologie Médicale, Université Libre de Bruxelles, 4Flow Cytometry Core Facility, Université Libre de Bruxelles

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu protokol, çeşitli normal ve malign insan dokularında bulunan CD45+ hücrelerinin (lenfositler/lökositler) kalitatif ve kantitatif değerlendirmesi için taze insan doku fragmanlarının hızlı enzimatik olmayan ayrışmasını tanımlar. Ek olarak, birincil doku homojenatından elde edilen süpernatant, daha fazla analiz veya deney için toplanabilir ve saklanabilir.

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

doğal ve adaptif immün yanıtların hem tümör kaçış ile karakterize bağışıklık sistemini, kaçmak için malign hücrelerin yeteneği şimdi kanser önemli bir ayırt edici niteliği olarak kabul edilmektedir. Meme kanseri ile ilgili araştırma tümör infiltre lenfositleri tümör ilerlemesi ve hasta sonuç oynadığı aktif rolü üzerinde duruluyor. Bu hedefe doğru, biz onların yerli devlet onları yakın değerlendirmek için bir çaba, normal ve anormal dokuların sağlam lenfoid hücrelerin hızlı izolasyonu için bir metodoloji geliştirdi. Yüzey reseptörü ifadesi karşılaştırıldığında için enzim-sindirilmiş dokuları koruyarak mekanik ayıracı gösterisi hem artan canlılık ve hücre kurtarma kullanılarak hazırlanan Homojenatlar. Ayrıca, kalan çözünmeyen malzemenin enzimatik sindirim birincil homojenatında nicel ve nitel ölçümler olasılıkla gerçekten doku fragmanının içinde infiltre subpopülasyonunun yansıttığını belirten ek CD45 + hücreler geri vermedient. Bu homojenatlarında lenfoid hücreleri kolayca immünolojik (fenotip, proliferasyon, vs.) ya da moleküler (DNA, RNA ve / veya proteini) ile karakterize edilen yaklaşmaktadır. CD45 + hücreleri, alt popülasyonu saflaştırma in vitro genişlemesi veya iyileştirilmesi için de kullanılabilir. Bu yaklaşımın bir başka faydası da homojenatlarında birincil doku süpernatan normal ve habis dokular sitokinleri, kemokinleri immünoglobinlerin ve bu antijenleri karakterize etmek ve karşılaştırmak için kullanılabilir olmasıdır. Bu protokol, son derece düzgün şekilde insan meme dokularında ve normal ve anormal doku çeşitli için geçerli olmalıdır.

Giriş

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tümör mikroçevresi, her birinin tümör oluşumunda farklı ve önemli roller oynadığını gösteren çok sayıda çalışma ile çeşitli hücre tiplerinden oluşur1,2. Bunlar, bunlarla sınırlı olmamak üzere, sızan bağışıklık hücrelerini, stromal hücreleri, endotel hücrelerini ve tümör hücrelerini içerir3. Tümör infiltre eden lenfositlerin (TIL; Taze insan dokusu örneklerinden elde edilen CD45 + hücreleri veya lökositler, düşük frekansları, araştırma için sıklıkla mevcut olan küçük örnek boyutları ve ekstraksiyon sırasında canlılık kaybı potansiyeli nedeniyle zorlaştırılır. Tümörlere sızan bağışıklık hücreleri genellikle kalıcı sakinler yerine genellikle yolcu olarak mevcut olduklarından, doku matrisinden salınmaları daha kolaydır.

Hücresel bütünlüğü korurken tümör dokusunu ayırmak teknik olarak zordur ve geleneksel olarak tek hücreli süspansiyonları hazırlamak için mekanik ve enzimatik adımların bir kombinasyonu kullanılarak gerçekleştirilmiştir4-8. Bu yaklaşım, uzun inkübasyon dönemlerini içerir ve hücre canlılığında önemli bir azalmanın yanı sıra enzimatik bölünme ile hücre yüzeyi reseptörlerinin kaybı ile ilişkilidir. Tümör mikroçevresinde TIL'i karakterize eden yüksek kaliteli akış sitometrik çalışmalarının yanı sıra CD45+ alt popülasyonlarının akış sitometrisi veya antikor kaplı boncuklar ile temiz saflaştırılması, enzimle sindirilen tümör dokusundan elde etmek daha zordur. Ek olarak, elde edilen tümör homojenatından elde edilen süpernatant (SN), enzimatik sindirimde protein bozunması potansiyeli nedeniyle, salgılanan proteinlerin (sitokinler, kemokinler, immünoglobulinler veya tümör antijenleri) miktar tayini veya normal hücrelerin deneysel tedavisi dahil olmak üzere daha ileri analizlere uygun değildir.

Enzimatik sindirim olmadan meme dokularından [tümör, bitişik olmayan tümör olmayan (NANT) ve normal (meme küçültmelerinden) meme dokuları dahil] tek hücreli homojenatları hazırlamak için bir yöntem arayışımızda, çeşitli mekanik homojenizasyon tekniklerini test ettik. Mekanik bir ayrıştırıcı kullanılarak hazırlanan homojenatlar, yüzey reseptör ekspresyonunu korurken hücre canlılığını (2 kat) ve toplam hücre geri kazanımını (2 kat) arttırdı. Kalan çözünmeyen materyalin enzimatik sindirimi, ek CD45 + hücrelerini geri kazanmadı, bu da hepsinin ilk homojenatta salındığını düşündürdü. Bu nedenle, bu hızlı ve basit yaklaşım, çeşitli normal ve malign insan dokularında bulunan CD45+ alt popülasyonlarının hem kalitatif hem de kantitatif değerlendirmesine izin verir. Bu yaklaşımın ek bir avantajı, ilk homojenattan (birincil doku SN) gelen SN'nin daha fazla analiz veya deney için toplanabilmesi ve saklanabilmesidir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

NOT: Tüm örnekler, her hastadan alınan yazılı bilgilendirilmiş onayı ile Enstitü Jules Bordet Tıp Etiği Komitesi tarafından onaylanan bir protokol kullanılarak elde edildi.

Doku homojenatı hazırlanması 1.

  1. Rezeke dokular (ameliyathane gelen rezeke malign ve normal doku) teşrih hemen pikap için eğitilmiş personel tarafından patoloji laboratuarında vardır. Tümör, NANT (mümkün olduğunca tümör uzak mesafe alınmıştır) ve normal doku parçaları rutin 1 içinde işlenir - insan dokularında için standart biyogüvenlik prosedürleri kullanarak BSL2 laboratuarda cerrahi eksizyon 3 saat. Protokolün bir akış şeması, Şekil 1 'de gösterilmiştir.
  2. Tüm doku parçaları (normal NANT ve tümör) tartılır ve uzunluk, genişlik ve yükseklik (uzunluk x genişlik x yükseklik) ölçer. Bu hücre alt sonraki normalizasyonu için önemli bir adım, ekstre RNA, vb olduğunu
    HAYIRTE: örneklem büyüklüğü aralığı hiç yağ mümkünse 100 10.000 mm 3.
  3. Doku aslında tümör parçası olduğunu doğrulamak için, H & E boyama için bir cam slayt tümör fragmanı basar.
    1. Tümör fragmanı bir cam mikroskop lamı basarak ve bir kaç saniye için parmaklarınızla hafif baskı uygulayarak bunu yapın.
    2. Su içinde bir yıkama aşaması takip 2 dakika boyunca, izopropanol ile slayt sabitleyin. Mayer'in hematoksilen ile 30 saniye boyunca doku Counterstain.
    3. Su altı banyolarında slayt yıkayın. 15 sn için floksin B% 2 Leke.
    4. Suyun bir banyo ile izopropanol ve bitiş dört banyoları ve ardından bir su banyosu içinde yıkayın.
    5. 1 dakika ve drenaj için izopropanol içinde inkübe edin. Ksilen iki hamam Temizle.
    6. Ksilen bazlı montaj orta ile monte edin. Tümör selülarite (Şekil 2) için inceleyin.
      NOT: - stromal, lenfoid veya reklam Temelde, tümör hücrelerinin baskılı slayt sopaipose hücreler nadiren tümör hücreleri arasındaki boşlukların (Şekil 2) kalır.
  4. Steril kullanılarak - kimyasal olarak tanımlanmış, serumsuz hematopoietik hücre ortamının 1 ml içeren küçük bir kültür kabı içinde doku parçasını yerleştirin küçük parçalar (2 mm 2 ~ 1) içine, oda sıcaklığında, (bundan sonra ortam olarak anılacaktır) ve zar Neşter.
  5. Mekanik ayıracı C tüpüne (doku parçaları + orta) her şeyi aktarın.
  6. Pasteur pipeti kullanarak ortam 2 ml petri kabı ve bir neşter durulayın ve C boru (ayrışması için ortamının hacmi = 3 mi) bunu ekleyin.
  7. Tek bir hücre süspansiyonu içine doku parçaları homojenize C tüpler için mekanik ayıracı programı A.01 (en nazik programı) kullanın. (Bir döngü = 25 sn) aparat C tüpü yerleştirin ve arka arkaya iki kez programı çalıştırın.
    NOT: Bu homojenizasyon işlemi kurulmuş ve insan meme dokusu, diğer tum için valide edilmiştirda doku tipleri farklı bir program kullanmanız gerekebilir ilk test edilmelidir.
  8. Aparat C tüpünü çıkarın ve bir 50 ml tüp üzerinde oturan 40 mikron hücre süzgecinden doğrudan Homojenat süzün. Adım 1.6 aynı Pasteur pipet kullanarak, hücre süzgecinden C tüp içinde kalan herhangi bir sıvı transferi.
  9. 1 ml mikropipet ucu kullanılarak 15 ml tüp içine süzülmüş sıvı aktarın. Geçici hücre süzgeç ve 50 ml'lik tüp tutmak.
  10. Ortamın, fazladan bir 3 ml Cı tüp yıkayın ve daha da iyisi 50 mi tübünün üzerine yerleştirilmiş hücre süzgecinden için, Aşama 1.6 ile aynı Pasteur pipeti kullanarak, bu aktarın. Yavaşça sonradan eluatının kirletmesini önlemek için atılır temiz Pasteur pipet veya 1 ml ucu ile süzgeç etrafında hareket ettirerek 50 ml tüp içine unhomogenized dokuda sıkışıp kalan sıvı maksimum miktarda sıkın.
  11. Ters t hücre süzgeç yerleştirino orijinal C boru ve unhomogenized doku geri C tüpüne düşer ve böylece orta 3 ml ile yıkayın.
  12. A.01 program iki döngü Aşama 1.7'de olduğu gibi yeniden homojen hale getirilir.
  13. 50 ml tüp üzerinde oturan hücre süzgecinden bu ikinci homojenatın dökün, (adım 1.10 gibi) 3 ml ortam ile tekrar C tüp durulayın ve tekrar maksimum sıkma 50 ml tüp oturan hücre süzgecinden Pasteur pipeti ile aktarmak hücre süzgecinden tutulan kalıntı bağ dokusu sıvı miktarı.
  14. Bu noktada, ~ 2.5 ml'lik bir hacim 15 ml tüp içinde ve ~ 50 ml tüp içinde 9 mi.

Doku yüzer madde ve Hücreler 2. Ayırma

  1. Oda sıcaklığında 600 x g'de 15 dakika boyunca 15 ml homojenatları ve 50 ml tüpler santrifüjleyin.
  2. Temiz bir tüp içine, 15 ml tüp SN süzün ve geçici olarak 4 ° C'de muhafaza edin. Bu yüzer = primer tümör, NANT veya normal tissue SN (nihai hacim 2.5 mi) daha sonra açıklık ve gelecekteki analizleri (aşağıya bakınız), -80 ° C'de saklama öncesi örnek olarak alındı.
  3. 50 ml tüpten atın.
  4. Yavaşça 1 ml ortam içinde nihai hacimde iki hücre pelletleri yeniden süspanse edin. Kısaca, ilk yavaşça (sert bir yüzeye tüp dokunarak) her iki tüpler hücre pelet kırmak. Ortamının 500 ul, 50 ml gevşek hücre pelletini ve ikinci pelet tekrar süspansiyon 15 ml'lik bir tüpe, bu hücre süspansiyonu aktarın. Hücrelerin maksimum kurtarma için orta ikinci 500 ul kez bu adımı tekrarlayın.
  5. Bir hemasitometre kullanarak canlı hücre sayısını ve: küçük bir tüp transfer hücre süspansiyonu, 10 ul, tripan mavisi 10 ul (1 seyreltme 1) ile karıştırın.
    NOT: Bu noktada, hücre süspansiyonunun bir fraksiyonu, aynı zamanda, hücre boyutu, granüllü değerlendirmek için akış sitometrisi ile analiz edilebilir ve daha PREC için alt popülasyonu, belirteçlerin sınırlı sayıda arzu edildiği takdirdeönce kapsamlı analiz veya deneylere homojenatında göreceli hücre dağılımının imkb değerlendirmesi. Akışı ile tüm analizler sitometri alt popülasyonlar normalleşmesi için CD45 etiketleme dahil.
  6. Oda sıcaklığında 10 dakika boyunca 300 x g'de santrifüj ile pelet hücreleri. tümör, NANT veya normal dokudan hücrelerin artık daha fazla arıtılmadan ya da analiz için hazırdır. Ameliyat ile aynı günde yapılan Bu ek adımlar en iyisidir.
    Not: akış sitometrik analiz için derhal 1 saniye girdap hücre pelletine alyuvar lisiz tamponu 0.4 mi eklenmesi ve oda sıcaklığında 10 dakika, en az inkübe edilerek Antikor etiketleme işleminden sonra lize gereken Elde edilen kırmızı kan hücreleri sıralama baz istasyonu analizden önce sıcaklığı (ışıktan korumalı).

Doku süpernatan 3. Açıklama

  1. 4 ° C'de 15 dakika boyunca 15,000 x g'de doku SN 1.5 ml tüpler santrifüjleyin.
  2. Dikkatle t kaldırmakO dokunmadan veya pelet bozmadan süpernatanlarına. Sayısı istenen alikotları hacmine bağlı olarak, temiz bir tüpe (veya borular) aktarın.
  3. Gelecekte kullanılmak üzere -80 ° C'de süpernatan saklayın.

4. Hasta Kan

  1. Heparinli tüplere Venipunktür tarafından kontrol ameliyattan önce günde her hastadan kan örneği toplayın. Plazma ve buffy coat elde etmek fren kapalı olan 20 ºC de 10 dakika boyunca 400 xg'de kan santrifüj.
  2. Plazma çıkarın ve 20 ° C'de 15 dakika boyunca 10,000 x g'de santrifüj ile bir açıklık. Gelecekte kullanılmak üzere -80 ° C'de kısım ve mağaza plazma. Orta buffy coat seyreltin
  3. Hemen analiz alt popülasyonu izole DNA / RNA / protein ekstraksiyonu veya dondurarak saklama önce, standart bir Ficoll-hipak gradyan santrifüjlemesi kullanılarak, tek çekirdekli hücreler ayırın.

5. Akış Sitometri

  1. Üretim göre etiket hücreleriışıksız bir ortamda 4 ° C 'de r' talimatları. Hücre pelletine hücre parçalama tamponu içinde 0.4 ml ilave etmek suretiyle Antikor etiketleme işleminden sonra, doku parçalarından hücre süspansiyonlarında Lyse kırmızı kan hücreleri.
  2. Vorteks hemen 1 saniye ve ışıksız bir ortamda oda sıcaklığında 10 dakika, en az, inkübe edilir. Yıkamadan veri toplama için bir akış sitometresinde etiketli hücreler geçirin.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ticari olarak temin edilebilen doku ayrılma çözeltiler ya da kollajenaz çeşitli laboratuar karışımları DNase ve / veya hiyaluronidaz önleyicileri ya da doku parçalarının enzimatik sindirim, hücre yüzeyi üzerindeki reseptörler çeşitli bölmektedir. Ilk olarak göğüs tümörlerini nüfuz eden CD4 + T hücreleri üzerinde duruldu Çalışmalarımız, hızlı bir şekilde bağlı standart enzimatik sindirim protokolleri 4-8 kullanılarak yüzey CD4 reseptör ayrılması için önemli bir teknik sorun sunulmuştur. Bu yüksek le...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu çalışma, daha sonra hücre sıralama, ekstraksiyon, dondurarak saklama ve / veya CD45 + altgrupları fenotipik analizi için enzimatik sindirme, normal ve habis meme doku homojenatlarında hızlı hazırlanması için iyileştirilmiş bir yöntem tarif etmektedir. Bu deneysel yaklaşımın amacı yakından in vivo durumunu yansıtır ve ameliyathane taze dokuların az manipülasyon ile normal dokulara bunları karşılaştırmak TIL görüntüleri üretmektir. Bugüne kadar, bizim laboratuvar> 250 taze M.Ö. dokuları (tümör ve...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yazarlar herhangi bir çıkar çatışması olmadığını beyan eder.

Teşekkürler

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hibe tarafından desteklenen bu çalışma Bilimsel Araştırma (FNRS), Les Amis de l'Institut Bordet, FNRS-Opération Télévie, Belçika Planı Kanser, Fonds Lambeau-Marteaux, Fonds JC Heuson ve Fonds Barsy Belçika Fonu verdiğinde.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
GentleMacs DissociatorMiltenyi Biotec130-093-235BD Medimachine biraz eşdeğerdir
Santrifüj 5810 REppendorfveya diğer standart masa üstü santrifüj
Santrifüj 5417 REppendorfveya diğer standart mikrosantrifüj
Esco Sınıf II A2 Biyogüvenlik KabiniESCO globalveya diğer standart BSL2 başlık
Ters MikroskopNikon eclipse TS100veya hemasitometre
Bü için uyumlu başka bir mikroskop; rker OdasıMarienfield 640210veya diğer standart hemasitometre
Navios Akış SitometresiBeckman Coulterveya diğer akış sitometresi (8-10 renk önerilir)
GentleMacs C-TubeMiltenyi Biotec130-096-344BD Medimachine, Filcon
Hücre Kültürü KabıSarstedt72,710veya diğer pirojenik olmayan plastik ürünleri
Tek Kullanımlık NeşterSwann-Morton0510veya standart tek kullanımlık steril neşter
BD Hücre Süzgeci 40 & mBecton Dickinson734-0002veya diğer pirojenik olmayan plastik ürünler
BD Falcon Tüpü 50 mlBecton Dickinson352070veya diğer pirojenik olmayan plastik eşyalar
BD Falcon Tüpü 15 mlBecton Dickinson352097veya diğer pirojenik olmayan plastik eşyalar
BD FACS Tüpü 5 mlBecton Dickinson352008veya diğer pirojenik olmayan plastik ürünler
Steril Pasteur Pipet 5 mlVWR612-1685veya diğer pirojenik olmayan plastik eşyalar
Mikrofüj Tüpü 1.5 mlEppendorf7805-00veya diğer pirojenik olmayan plastik ürünler
X-Vivo 20LonzaBE04-448Qserumsuz ortam önerilir
Fosfat tamponlu tuzlu suLonzaBE17-516Fstandart fizyolojik PBS
Tripan mavisiVWR17942Eveya diğer hayati lekeler
Akış sitometrisi deneyleri içinVersaLyseBeckman CoulterA09777
deneyleri içinsabitlenebilir canlılık Boya eFluor 780eBioscience65-0865-14
anti-CD3 FITCBD Biosciencesakışsitometrisi deneyleri için 345763 akış sitometrisi deneyleri
akışsitometrisi deneyleri içinBD Biosciences345769
deneyleri içinanti-CD4 APCMiltenyi Biotec130-091-232
anti-CD8ECD Beckman Coulter737659akış sitometrisi deneyleri için
anti-CD8 PerCPBD Biosciences345774
anti-CD19 APC-Vio770Akışsitometrisi deneyleri için130-096-643
deneyleri içinanti-CD45 VioGreenMiltenyi Biotec130-096-906
kullanır Akış sitometrisi için anti-CD3 Vio Blue Miltenyi Biotec 130-094-363anti-CD4 PE akış sitometrisiakış sitometrisi deneyleri içinMiltenyi Biotec akış sitometrisi

Kaynaklar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Chen, D. S., Mellman, I. Oncology meets immunology: the cancer-immunity cycle. Immunity. 39 (1), 1-10 (2013).
  2. Boudreau, A., van't Veer, J. L., Bissell, M. J. An 'elite hacker': breast tumors exploit the normal microenvironment program to instruct their progression and biological diversity. Cell Adh Migr. 6 (3), 236-248 (2012).
  3. Gajewski, T. F., Schreiber, H., Fu, Y. X. Innate and adaptive immune cells in the tumor microenvironment. Nat Immunol. 14 (10), 1014-1022 (2013).
  4. Quezada, S. A., et al. Limited tumor infiltration by activated T effector cells restricts the therapeutic activity of regulatory T cell depletion against established melanoma. J Exp Med. 205 (9), 2125-2138 (2008).
  5. Grange, C., et al. Phenotypic characterization and functional analysis of human tumor immune infiltration after mechanical and enzymatic disaggregation. J Immunol Methods. 372 (1-2), 119-126 (2011).
  6. McCauley, H. A., Guasch, G. Serial orthotopic transplantation of epithelial tumors in single-cell suspension. Methods Mol Biol. 1035, 231-245 (2013).
  7. Gros, A., et al. Myeloid cells obtained from the blood but not from the tumor can suppress T-cell proliferation in patients with melanoma. Clin Cancer Res. 18 (19), 5212-5223 (2012).
  8. Zirakzadeh, A. A., Marits, P., Sherif, A., Winqvist, O. Multiplex B cell characterization in blood, lymph nodes, and tumors from patients with malignancies. J Immunol. 190 (11), 5847-5855 (2013).
  9. Gu-Trantien, C., et al. CD4(+) follicular helper T cell infiltration predicts breast cancer survival. J Clin Invest. 123 (7), 2873-2892 (2013).
  10. Buisseret, L., et al. Lymphocytes Infiltrating Breast Cancer : Density, Composition And Organization. Annals of Oncology. 25 (1), 17(2014).
  11. Garaud, S., et al. Characterization of B Cells Infiltrating Human Breast Cancer. Annals of Oncology. 25 (1), 18(2014).
  12. Gu-Trantien, C., et al. Cxcl13-Producing Follicular Helper T Cells In Human Breast Cancer. Annals of Oncology. 25 (1), 17(2014).
  13. Yee, C. The use of endogenous T cells for adoptive transfer. Immunol Rev. 257 (1), 250-263 (2014).
  14. Butler, M. O., et al. Ex vivo expansion of human CD8+ T cells using autologous CD4+ T cell help. PLoS One. 7 (1), 30229(2012).
  15. Ye, Q., et al. Engineered artificial antigen presenting cells facilitate direct and efficient expansion of tumor infiltrating lymphocytes. J Transl Med. 9, 131(2011).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Etiketler

Tissue HomogenizationMechanical DissociationLymphocyte IsolationFlow CytometryCell ViabilityCD45 Positive CellsTissue SupernatantCytokine AnalysisBreast TissueCell Recovery

İlgili makaleler